Un modèle fiable et reproductible taille critique segmentaire fémorale défaut chez les Rats stabilisé avec un fixateur externe personnalisée
Summary
Modèles de mammifères in vivo des défauts osseux taille critique sont indispensables pour les chercheurs qui étudient les mécanismes de guérison et de traitements orthopédiques. Ici, nous introduisons un protocole pour la création de défauts reproductibles, segmentaires, fémorales chez les rats stabilisés à l’aide de fixation externe.
Abstract
Recherche orthopédique s’appuie fortement sur des modèles animaux pour étudier les mécanismes de guérison en vivo l’OS mais aussi enquêter sur les nouvelles techniques de traitement. Taille critique segmentaires défauts sont difficiles à traiter cliniquement, et les efforts de recherche pourraient bénéficier d’un modèle animal petit fiable, ambulatoire d’une anomalie fémorale segmentaire. Dans cette étude, nous présentons un protocole chirurgical optimisé pour la création cohérente et reproductible d’un défaut critique diaphysaire de 5 mm dans un fémur de rat stabilisé avec un fixateur externe. L’ostéotomie diaphysaire a été réalisée à l’aide d’un gabarit personnalisé de placer 4 Kirschner fils bicortically, qui ont été stabilisées avec un dispositif adapté de fixateur externe. Une scie à OS oscillante a été utilisé pour créer le défaut. Une éponge de collagène seule ou une éponge de collagène imbibés rhBMP-2 a été implantée dans le vice et la guérison osseuse a été suivie sur une période de 12 semaines à l’aide de radiographies. Après 12 semaines, les rats ont été sacrifiés, et analyse histologique a été effectuée sur le contrôle excisé et traité des fémurs. Des défauts osseux contenant uniquement des éponges de collagène a produit non syndiquées, rhBMP-2 conduit la formation d’un remodelage de l’OS périostique impitoyables et nouveau. Animaux bien récupérée après l’implantation et externe fixation réussi à stabiliser les défauts fémorales pendant 12 semaines. Ce modèle chirurgical simplifié pourrait être facilement appliqué pour étudier la guérison osseuse et tester de nouveaux biomatériaux orthopédiques et thérapies régénératives in vivo.
Introduction
Chirurgie orthopédique traumatologique met l’accent sur le traitement d’un large éventail de fractures complexes. Critique osseuse segmentaire diaphysaire défauts sont avérés difficiles à traiter cliniquement en raison de la diminution de la capacité régénératrice du muscle environnant et de périoste ainsi que l’échec de localisé angiogenèse1. Les techniques modernes de traitement comprennent la fixation du dispositif avec une greffe osseuse, retardé une greffe osseuse (masquelet service), transport osseux, fusion ou amputation2,3,4. Dans la plupart des patients qui ont la fonction ambulatoire conservée après leur traumatisme, avec des branches distales fonctionne bien, récupération de la branche est clairement un meilleur traitement option5. Ces traitements de sauvetage exigent souvent des interventions chirurgicales mises en scène sur un parcours long traitement. Certains auteurs ont suggéré que la fixation externe est supérieure par rapport à la surface de la fixation interne pour ces applications en raison des dommages tissulaires une diminution pendant l’implantation, diminuée implantée et le réglage postopératoire accru de le fixateur6. Cependant, un essai contrôlé randomisé prospectif est actuellement d’en cours pour aider à clarifier cette controverse des internes ou externe fixation de graves fractures ouvertes du tibia7. Malheureusement, avec soit le traitement choisi, les taux de complication et échec significatifs persistent8,9. Avec une méthode de traitement, à l’égard de la perte osseuse segmentaire, le chirurgien doit composer avec les défauts diaphysaires segmentaires qui présentent des défis importants. Correction d’irrégularités segmentaires doit maximiser la stabilisation osseuse et en même temps améliorer les processus ostéogénique10,11.
En raison de l’importance clinique, mais le volume plus faible, des défauts de segmentaires diaphysaires de taille critique, un modèle animal efficace et reproductible est nécessaire pour permettre à des équipes de recherche faire avancer les techniques de traitement et améliorer les résultats cliniques. Les chercheurs doivent étudier en vivo physiologique mécanismes guérison chez un modèle animal mammifère. Ces modèles de fixation externe déjà parmi les12,13,14,15, nous espérons offrir une méthode plus fiable pour les non-syndicats chez les animaux non traités, diminution des coûts grâce au choix de matériaux de fixateur abordable et esquisse un protocole chirurgical simple d’application facile pour les études à venir. Le principal objectif du présent protocole est d’établir un modèle fiable et reproductible d’un défaut critique diaphysaire chez les rats. La procédure a été évaluée en évaluant la stabilisation et l’os de guérison dans les fémurs de rat pendant 12 semaines. Les objectifs secondaires compris : faire un modèle abordable comme un coût efficace que possible, simplifiant l’approche chirurgicale et la stabilisation et d’assurer éthiques soin des animaux. Les auteurs et l’équipe de recherche réalisé des expériences préliminaires avec une gamme de différents biomatériaux et thérapies régénératives potentiels afin d’améliorer la guérison dans ce défaut segmentaire.
Protocol
Representative Results
Discussion
Petits modèles animaux de blessures orthopédiques tels que fractures osseuses complet permettent de recherche qui explore les mécanismes de l’ostéogenèse et évaluer le potentiel thérapeutique des biomatériaux20. Cette étude présente un rat défaut segmentaire modèle stabilisé par un fixateur externe personnalisée qu’une équipe du laboratoire et du génie biomédical peut facilement reproduire pour d’autres études de la réparation osseuse articulaire porteuse.
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The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par une subvention d’équipement NIH 1S10OD023676-01 avec un appui supplémentaire fourni par le biais de l’Université du Wisconsin départements d’orthopédie et réadaptation et école de médecine et santé publique. Nous tenons à souligner de l’UW Carbone Cancer Center Support Grant P30 CA014520 et utilisation de leur petit Animal Imaging Facility, ainsi que la subvention de formation NIH 5T35OD011078-08 pour l’appui de H. Martin. Nous remercions également Michael et Mary Sue Shannon pour leur soutien de la société de régénération musculo-squelettiques.
Materials
| 0.9% Sterile Saline | Baxter | 2F7124 | Used for irrigating wound and rehydration |
| 10% Iodine/Povidone | Carefusion | 1215016 | Used to prep skin |
| 10% Neutral Buffered Formalin | VWR | 89370094 | Used as fixative |
| 1mm non-threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1003.15 | Sterilized, used for the most proximal pin |
| 1mm threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1005.15 | Sterilized, used for the 3 most distal pin slots |
| 2×2 gauze | Covidien | 4006130 | Sterilized, used to prep skin and absorb blood |
| 4-0 Vicryl Suture | Ethicon | 4015304 | Used to close muscle and skin layers |
| 4-40 x 0.25",18-8 stainless steel button head cap screws | Generic | External fixator assembly | |
| 4200 Cordless Driver | Stryker | OR-S-4200 | Used to drill kirschner wires |
| 4×4 gauze | Covidien | 1219158 | Sterilized, used to absorb blood |
| 70 % Ethanol | Used to prep skin | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, Animal health division | 312.10010.3 | Added to water as an antibiotic |
| Cefazolin | Hikma Pharmaceuticals | 8917156 | Pre-op antibiotic |
| CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | Modified mRNA encoding for Gaussia Luciferase, keep on ice during use |
| Coelenterazine native | NanoLight Technology | 303 | Substrate for Guassia Luciferase, used to assess luciferase activity in vivo |
| Double antibiotic ointment | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Applied to pin sites post-op as wound care |
| Dual Cut Microblade | Stryker | 5400-003-410 | Used to create 5mm defect in femur |
| Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Used to decalcify bone to prep for histology |
| Extended Release Buprenorphine | ZooPharm | Used as 3 day pain relief | |
| Fenestrated drapes | 3M | 1204025 | Used to establish sterile field |
| Handpiece cord for TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Used to create 5mm defect in femur |
| Heating pad | K&H Pet Products | 121239 | Rat body temperature maintenance |
| Hexagonal head screwdriver | Wiha | 263/1/16 " X 50 | External fixator tightening |
| Induction chamber | Generic | Anesthesia for rats | |
| Infuse collagen sponge with recombinant human Bone Morphogenic Protein-2 | Medtronic | 7510200 | Clinically relevant treatment used as positive control |
| Isoflurane | Clipper | 10250 | Anesthesia for rats |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Bioluminescence imaging modality |
| Jig | Custom | Used to place bicortical pins | |
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | mRNA complexing agent that enables mRNA delivery |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0.25%) and Epinephrine (1:200,000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Applied to surgical site for pain relief and vasoconstriction |
| Sterile water | Hospira | 8904653 | Used as solvent for cefazolin powder |
| Titanium external fixator plates | Custom | Prepared in house with scrap titanium and milling machine | |
| Total Performance System (TPS) Console | Stryker | OR-S-5100-1 | Used to create 5mm defect in femur |
| TPS MicroSaggital Saw | Stryker | OR-S-5100-34 | Used to create 5mm defect in femur |
| Ultrafocus Faxitron with DXA | Faxitron | High resolution radiographic imaging modality | |
| Uniprim rat diet | Envigo | TD.06596 | Medicated rat diet |
| Universal Handswitch for TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Used to create 5mm defect in femur |
| Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469 | Skin closure |
Referências
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