Um modelo confiável e reprodutível tamanho crítico segmentar defeito Femoral em ratos estabilizada com um fixador externo personalizado
Summary
In vivo dos mamíferos modelos de defeitos ósseos tamanho crítico são essenciais para pesquisadores estudando mecanismos de curativas e terapias ortopédicas. Aqui, apresentamos um protocolo para a criação de defeitos reproduzíveis, segmentares, fêmur em ratos estabilizados utilizando fixação externa.
Abstract
Pesquisa ortopédica confia pesadamente em modelos animais para estudar mecanismos de consolidação óssea em vivo , bem como investigar as novas técnicas de tratamento. Tamanho crítico defeitos segmentares são desafiadores para tratar clinicamente, e os esforços de investigação poderiam beneficiar de um modelo animal pequeno confiável, ambulatório de defeitos segmentares femoral. Neste estudo, apresentamos um protocolo cirúrgico otimizado para a criação consistente e reproduzível de um defeito de diáfise crítica de 5 mm em um rato de fêmur estabilizado com fixador externo. A diáfise ostectomy foi realizada usando um gabarito personalizado para colocar 4 bicortically de fios de Kirschner, que foi estabilizada com um dispositivo adaptado de fixador externo. Uma serra de osso oscilante foi usada para criar o defeito. Ou uma esponja de colagénio sozinha ou uma esponja de colágeno embebida em rhBMP-2 foi implantada para o defeito, e a consolidação óssea foi monitorada durante 12 semanas usando radiografias. Após 12 semanas, ratos foram sacrificados e análise histológica foi executada no controle excisado e tratados fêmures. Defeitos ósseos contendo apenas esponja de colagénio resultaram na não-sindicalizados, tratamento de rhBMP-2 rendeu a formação de uma remodelação óssea periosteal de insensível e nova. Fixação de animais bem recuperada após o implante e externa for bem-sucedida na estabilização dos defeitos femorais durante 12 semanas. Este modelo cirúrgico simplificado poderia ser facilmente aplicado para estudar a consolidação óssea e testar novos biomateriais ortopédicos e terapias regenerativas em vivo.
Introduction
Cirurgia de trauma ortopédico centra-se no tratamento de uma ampla gama de fraturas complexas. Crítica óssea segmentar diafisária defeitos provaram-se difíceis de tratar clinicamente devido a diminuição da capacidade regenerativa da musculatura circundante e periósteo, bem como a falha de localizadas angiogênese1. Técnicas modernas de tratamento incluem fixação operativa com enxerto ósseo, atrasou o enxerto ósseo (Masquelet), transporte ósseo, fusão ou amputação2,3,4. Na maioria dos pacientes que têm a função ambulatorial preservada após o trauma, com bom funcionamento Membros distais, salvamento de membro é claramente a melhor opção de tratamento5. Estes tratamentos de salvamento muitas vezes exigem intervenções cirúrgicas encenadas um longo tempo de tratamento. Alguns autores têm sugerido que a fixação externa é superior em comparação com a área de superfície de fixação interna para estas aplicações devido aos danos do tecido diminuição durante o implante, diminuiu implantada e ajustabilidade pós-operatório aumentada de o fixador de6. No entanto, um prospectivo randomizado controlado está em andamento para ajudar a esclarecer esta controvérsia de interno versus fixação externa em graves fraturas expostas da tíbia7. Infelizmente, com qualquer tratamento selecionado, significativas taxas de complicação e falha persistirem8,9. Com qualquer método de tratamento, no que diz respeito a perda óssea segmentar, o cirurgião deve lidar com defeitos segmentares de diafisárias que apresentam desafios significativos. Correções de defeitos segmentares devem maximizar a estabilização óssea e simultaneamente reforçar o processo osteogênico10,11.
Devido a importância clínica e, no entanto, o menor volume de defeitos segmentares diafisárias tamanho crítico, um modelo animal eficaz, pode ser reproduzido é necessário para permitir que equipes de pesquisa para o avanço de técnicas de tratamento e, finalmente, melhorar os resultados clínicos. Os pesquisadores precisam estudar na vivo fisiológica mecanismos cura em um modelo animal mamífero. Embora tais modelos de fixação externa já existem12,13,14,15, esperamos fornecer um método mais confiável para não-uniões nos animais não tratados, diminuição de custos através da escolha de materiais acessíveis de fixador e contorno um protocolo cirúrgico simples, de fácil aplicação para estudos futuros. O objetivo principal do presente protocolo é estabelecer um modelo confiável e reprodutível de um defeito crítico diafisário em ratos. O procedimento foi avaliado pela estabilização e consolidação óssea em fêmures de ratos durante 12 semanas. Os objetivos secundários incluídos: fazendo um modelo acessível como um custo eficaz possível, simplificar a abordagem cirúrgica e a estabilização e assegurar a ética cuidar dos animais. Os autores e a equipe de pesquisa conduziram experimentos preliminares com uma gama de diferentes biomateriais e potenciais terapias regenerativas para melhorar a cicatrização nesse defeito segmentar.
Protocol
Representative Results
Discussion
Pequenos animais modelos de lesões ortopédicas, como fraturas ósseas completa habilitar pesquisa que explora os mecanismos de osteogênese e avaliar o potencial terapêutico de biomateriais20. Este estudo apresenta um rato defeito segmentar modelo estabilizado por um fixador externo personalizado que uma equipe do laboratório e a engenharia biomédica pode prontamente se reproduzem para novos estudos de reparação de osso de osteossíntese de carga.
Estudos anterio…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabalho foi apoiado por uma concessão de equipamentos de NIH 1S10OD023676-01 com suporte adicional, fornecida através de departamentos de Ortopedia e reabilitação da Universidade de Wisconsin e da faculdade de medicina e saúde pública. Queremos reconhecer o UW Carbone Cancer Center suporte Grant P30 CA014520 e uso de seu pequeno Animal Imaging Facility, bem como NIH Grant de formação 5T35OD011078-08 para suporte de H. Martin. Agradecemos também Michael e Mary Sue Shannon pelo apoio da parceria regeneração músculo-esqueléticas.
Materials
| 0.9% Sterile Saline | Baxter | 2F7124 | Used for irrigating wound and rehydration |
| 10% Iodine/Povidone | Carefusion | 1215016 | Used to prep skin |
| 10% Neutral Buffered Formalin | VWR | 89370094 | Used as fixative |
| 1mm non-threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1003.15 | Sterilized, used for the most proximal pin |
| 1mm threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1005.15 | Sterilized, used for the 3 most distal pin slots |
| 2×2 gauze | Covidien | 4006130 | Sterilized, used to prep skin and absorb blood |
| 4-0 Vicryl Suture | Ethicon | 4015304 | Used to close muscle and skin layers |
| 4-40 x 0.25",18-8 stainless steel button head cap screws | Generic | External fixator assembly | |
| 4200 Cordless Driver | Stryker | OR-S-4200 | Used to drill kirschner wires |
| 4×4 gauze | Covidien | 1219158 | Sterilized, used to absorb blood |
| 70 % Ethanol | Used to prep skin | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, Animal health division | 312.10010.3 | Added to water as an antibiotic |
| Cefazolin | Hikma Pharmaceuticals | 8917156 | Pre-op antibiotic |
| CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | Modified mRNA encoding for Gaussia Luciferase, keep on ice during use |
| Coelenterazine native | NanoLight Technology | 303 | Substrate for Guassia Luciferase, used to assess luciferase activity in vivo |
| Double antibiotic ointment | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Applied to pin sites post-op as wound care |
| Dual Cut Microblade | Stryker | 5400-003-410 | Used to create 5mm defect in femur |
| Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Used to decalcify bone to prep for histology |
| Extended Release Buprenorphine | ZooPharm | Used as 3 day pain relief | |
| Fenestrated drapes | 3M | 1204025 | Used to establish sterile field |
| Handpiece cord for TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Used to create 5mm defect in femur |
| Heating pad | K&H Pet Products | 121239 | Rat body temperature maintenance |
| Hexagonal head screwdriver | Wiha | 263/1/16 " X 50 | External fixator tightening |
| Induction chamber | Generic | Anesthesia for rats | |
| Infuse collagen sponge with recombinant human Bone Morphogenic Protein-2 | Medtronic | 7510200 | Clinically relevant treatment used as positive control |
| Isoflurane | Clipper | 10250 | Anesthesia for rats |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Bioluminescence imaging modality |
| Jig | Custom | Used to place bicortical pins | |
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | mRNA complexing agent that enables mRNA delivery |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0.25%) and Epinephrine (1:200,000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Applied to surgical site for pain relief and vasoconstriction |
| Sterile water | Hospira | 8904653 | Used as solvent for cefazolin powder |
| Titanium external fixator plates | Custom | Prepared in house with scrap titanium and milling machine | |
| Total Performance System (TPS) Console | Stryker | OR-S-5100-1 | Used to create 5mm defect in femur |
| TPS MicroSaggital Saw | Stryker | OR-S-5100-34 | Used to create 5mm defect in femur |
| Ultrafocus Faxitron with DXA | Faxitron | High resolution radiographic imaging modality | |
| Uniprim rat diet | Envigo | TD.06596 | Medicated rat diet |
| Universal Handswitch for TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Used to create 5mm defect in femur |
| Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469 | Skin closure |
Referências
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