Summary
La longueur de fibre neuronale dans une structure tridimensionnelle d'une région de cerveau est un paramètre fiable pour quantifier l'intégrité structurale neuronale spécifique ou la dégénérescence. Cet article détaille une méthode de quantification stéréologique pour mesurer la longueur de fibre cholinergique dans le basalis de noyau de Meynert chez les souris comme exemple.
Abstract
La longueur des axones cholinergiques ou autres neurones dans diverses régions du cerveau sont souvent corrélées avec la fonction spécifique de la région. La stéréologie est une méthode utile pour quantifier les profils neuronaux de diverses structures cérébrales. Ici, nous fournissons un protocole de stéréologie basé sur un logiciel pour estimer la longueur totale des fibres cholinergiques dans le noyau basalis de Meynert (NBM) du cerveau avant basal. La méthode utilise une sonde de boule d'espace pour des estimations de longueur. Les fibres cholinergiques sont visualisées par l'immunostaining d'acétyltransferase de choline (ChAT) avec le système de détection de peroxidase-diaminobenzidine de raifort (HRP-DAB). Le protocole de coloration est également valide pour l'estimation des fibres et des numéros de cellules dans diverses régions du cerveau à l'aide d'un logiciel de stéréologie. Le protocole de stéréologie peut être employé pour l'estimation de n'importe quels profils linéaires tels que les fibres cholinoceptives, les fibres dopaminergiques/catécholaminergiques, les fibres sérotonergiques, les processus d'astrocyte, ou même les profils vasculaires.
Introduction
Les estimations quantitatives de la longueur et/ou de la densité des fibres nerveuses dans le cerveau sont des paramètres importants des études neuropathologiques. La longueur des axones cholinergiques, dopaminergiques et sérotoninergiques dans diverses régions de cerveau sont souvent corrélées avec les fonctions spécifiques de la région. Étant donné que la distribution de ces axones est généralement hétérogène, la stéologie basée sur la conception est utilisée pour éviter les biais lors de l'échantillonnage. La sonde de boule d'espace de la stéréologie a été conçue pour fournir des mesures efficaces et fiables des structures de ligne-comme telles que les fibres neuronales dans une région d'intérêt1. La sonde fait une sphère virtuelle qui est imposée systématiquement dans le tissu pour mesurer les intersections de ligne avec la surface de la sonde. Parce qu'il est impossible de mettre des sondes de sphère dans le tissu pour analyse, le logiciel disponible dans le commerce fournit une sphère virtuelle en trois dimensions (3D), qui est essentiellement une série de cercles concentriques de différents diamètres qui représentent la surface de la sonde sphère.
La neurodégénérescence cholinergique sélective est l'une des caractéristiques constantes de la maladie d'Alzheimer (MA)2,3,4. La transmission cholinergique dysfonctionnelle est considérée comme un facteur causal pour le déclin cognitif dans la MA. Le dysfonctionnement cholinergique est également évident dans beaucoup d'autres désordres mentaux tels que Parkinson, dépendance, et schizophrénie. Différents aspects de la neurodégénérescence cholinergique sont étudiés dans les modèles animaux (par exemple, réduction de l'acétylcholine5, protéine ChAT6, neurodégénérescence des fibres cholinergiques à proximité des plaques amyloïdes6, et diminution des fibres cholinergiques et des varicosities synaptiques7,8). On croit que la dégénérescence des fibres a lieu plus tôt que la perte neuronale, parce que la perte neuronale cholinergique n'est pas toujours observée dans les études. La plupart des neurones cholinergiques sont dans le cerveau avant basal et le tronc cérébral, et leurs axones projettent à diverses régions du cerveau telles que les cortices et l'hippocampe. NBM est situé dans le cerveau avant basal et s'est avéré être l'une des zones cérébrales couramment affectées dans la MA.
La méthode fractionnée de la stérilologie est basée sur l'échantillonnage aléatoire systématique d'un tissu à plusieurs niveaux. La fraction d'échantillonnage de section (SSF) est l'échantillonnage systématique non informatisé des sections pour la méthode fractionnée de la stérilisation. La fraction d'échantillonnage de surface (ASF) est la fractionnement d'une zone de la région d'intérêt dans la section. La fraction d'échantillonnage d'épaisseur (TSF) est la fractionnement de l'épaisseur d'une section. La sonde de boules spatiales nous permet de quantifier les profils d'intérêt dans une sphère 3D à des endroits fractionnés. Ici, nous utilisons une sonde de boule d'espace pour l'estimation de la longueur totale des fibres cholinergiques dans le NBM du cerveau de souris pour illustrer les procédures. Le protocole actuel fournit des détails sur le traitement des tissus, les méthodes d'échantillonnage pour la stérilologie, la coloration immunohistochimique à l'aide de l'anticorps ChAT, et la stéréologie impartiale pour estimer la longueur des fibres cholinergiques et la densité des fibres dans le NBM du cerveau de souris.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Toutes les procédures d'utilisation de ces animaux ont été approuvées par le Kansas City Veterans Affairs Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee. Des souris de dix-huit mois surexprimant la protéine bêta-amyloïde mutante suédoise (APPswe) et leurs compagnons de litière C57/BL6 WT ont été utilisés pour les expériences. Les détails de l'élevage et du génotypage sont donnés dans He et coll.8.
1. Perfusion et traitement des tissus
- Anesthésiez les souris à l'aide d'une injection intrapéritonéale avec de la kétamine (100 mg/kg) et de la xylazine (10 mg/kg). Pincer les orteils pour confirmer un manque de réponse avant de continuer9.
- Perfuse transcardialement avec 50 ml de glace froide 0,1 M De dulbecco phosphate tamponné saline (DPBS) suivie de 4% de paraformaldéhyde (PFA) dans 0,1M tampon de phosphate (PB)10.
CAUTION: PFA est toxique. Utilisez de l'équipement de protection individuelle (EPI) lorsque vous travaillez avec PFA. - Enlever les cerveaux10 et immerger dans 4% de PFA dans 0.1 M PB à 4 oC pour la postfixation pendant 24 h. Laver avec DPBS 3x.
- Changement à 15% solution de saccharose dans 0.1 DPBS du jour au lendemain, puis 30% solution de saccharose dans 0,1 M DPBS pour un autre 48 h à 4 oC.
- Retirer le tissu de la solution de saccharose et congeler dans une chambre cryotome préfixée à une température de -20 oC. Les échantillons congelés peuvent être stockés dans des tubes scellés à -80 oC jusqu'à la section.
- Intégrer les tissus dans un milieu d'intégration optimal de température de coupe (voir Tableau des matériaux)et monter sur un disque de spécimen. Couper des sections en série de 30 m d'épaisseur dans un plan coronal à l'aide d'un cryotome et recueillir toutes les sections par conséquent dans 24 plaques de culture de puits remplies de solution cryoprotectrice (30 % de glycérol, 30 % d'éthylène glycol, 40 % de DPBS; Figure 1A-C). Conserver dans un congélateur de -20 oC.
REMARQUE : Les sections plus épaisses (p. ex., 50 m) sont préférables lorsque c'est possible. Assurez-vous que les sections sont maintenues en ordre de coupe et que toutes les sections sont complètement cryoprotectrices. Une plaque de puits 96 peut être utilisée comme alternative à 24 plaques de puits pour recueillir des sections. - Couvrir les puits d'un scellant plat pour éviter l'évaporation et le séchage. Conserver les assiettes à -20 oC jusqu'à ce qu'elles soient utilisées davantage. Les sections stockées à -20 oC sont stables pendant plusieurs mois pour l'immunohistochimie ChAT.
2. Sélection systématique de sections pour le CSI
REMARQUE : Une étude pilote devrait être effectuée pour connaître le nombre total de sections requises pour obtenir un coefficient d'erreur acceptable (CE). La valeur CE est l'expression de la quantité totale d'erreur dans la procédure d'échantillonnage. La valeur la plus basse représente l'erreur minimale et une valeur CE inférieure à 0,1 est considérée comme acceptable par le logiciel utilisé ici (voir tableau des matériaux)11.
- Identifiez les premières et dernières sections pour chaque cerveau en comparant les caractéristiques morphologiques avec un atlas standard du cerveau de souris comme Franklin et Paxinos. NBM commence à bregma -0.0mm et se termine à -1.6 mm. Par conséquent, environ 50 sections contiennent NBM. Le nombre total de sections est l'un des paramètres requis pendant la stérilisation. La sélection de chaque section de 8e (SSF - 1/8) a donné un total de 6-7 sections pour l'analyse et a donné un CE acceptable pour l'estimation de volume et l'estimation de longueur de fibre dans notre étude pilote.
- Commencer au hasard par l'une des huit premières sections, puis échantillonner systématiquement chaque 8e section jusqu'à la dernière section postérieure contenant NBM (Figure 1C).
3. Immunohistochimie
- Transférer les sections cryoconservées à température ambiante dans un tampon de phosphate (PB) de 0,1 m, puis 0,1 million de phosphate dans 6 plaques de puits.
- Laver 3x en PB.
- Incuber en 0,3% H2O2 dans le méthanol pendant 15 min.
- Laver 3x dans la saline tris-tamponnée (TBS).
- Incuber dans 0.25% Triton X-100 dans TBS pendant 30 min.
- Bloc avec 10% de sérum bovin normal (NBS) dans 0.1% Triton X-100 dans TBS pendant 30 min.
- Incuber avec une dilution de 1:1.000 de chèvreantihumain ChAT anticorps primaires (voir Tableau des matériaux) dans le SCT avec 0,1% Triton X-100 et 1% NBS pour 48 h à 4 oC.
- Laver 3x dans le SCT à température ambiante. Effectuer toute l'incubation et le lavage à température ambiante.
- Incuber avec des anticorps secondaires anti-chèvres bovins biotinylated (voir Tableau des matériaux) pendant 1 h.
- Laver 3x dans le SCT.
- Incuber avec le complexe avidin-biotin-peroxidase (voir Tableau des matériaux).
- Laver 3x dans le SCT.
- Développer à l'aide d'une solution améliorée de substrat de peroxidase DAB (voir Tableau des matériaux) selon les recommandations du fabricant.
CAUTION: DAB est un cancérogène suspecté. Il est toxique par contact et par inhalation. Utilisez PPE lorsque vous travaillez avec DAB. - Laver la section une couple de fois avec de l'eau distillée et garder dans tris pH 7,6.
- Montez les sections sur les toboggans gélatinisés. Toutes les sections d'un tissu peuvent être posées sur la même diapositive. Sécher à l'air les sections, déshydrater 2x pendant 5 min chacun e avec 70%, 90%, 95%, et 100% d'éthanol, puis effacer les sections avec deux lavages de xylène de 10 min. Coverslip les sections à l'aide du support de montage (voir Tableau des matériaux).
REMARQUE : Le temps de traitement de la déshydratation et du dégagement affecte l'épaisseur des sections. Par conséquent, les mêmes conditions doivent être utilisées pour toutes les sections. Dans la présente étude, la valeur moyenne de l'épaisseur finale était de 21,11 à 0,45 m. - Gardez les sections du capot de fumée à sécher. Les sections sèches sont prêtes pour la sériologie.
4. Stérilologie
REMARQUE : Consultez le tableau des matériaux pour le microscope et le logiciel utilisé. Un objectif d'immersion avec une ouverture numérique (NA) 'gt; 1.2 sera utile et devrait être utilisé si nécessaire. Les diapositives doivent être regroupées selon le génotype ou le groupe de traitement et codées. La stéréologie complète d'une étude doit être effectuée par la même personne et la personne qui effectue la séstérilogie doit être aveugle à l'identité des diapositives individuelles ou du groupe examiné1,12,13.
- Ouvrez une nouvelle étude dans le logiciel. (Fichier 'gt; Nouvelle Étude). Une boîte de dialogue 'Study Initialization' s'ouvrira. Remplissez l'information de l'étude, à l'aide de multi-niveaux (Fraction Based) (Figure 2A).
- Double clic sur 'Volume' sous Paramètres, qui ouvrira la boîte de dialogue volume. Nommez la fonction d'intérêt et sélectionnez 'Region Point Counting' sonde. Cliquez ensuite.
- Double clic sur le paramètre suivant, 'Longueur'.
- Fournir un nom de la fonctionnalité (par exemple,'L') Sélectionnez 'Sphere' sonde et cliquez sur Suivant.
- Ensuite, cliquez sur la boîte de dialogue 'Study Initialization', qui ouvrira la caseInitialization' boîte. Remplissez les informations de cas. Les groupes doivent être codés avant de commencer l'étude. Le nombre total de sections est le nombre de sections allant de la première section contenant la zone d'intérêt à la dernière section contenant la zone d'intérêt (voir l'étape 2.1). L'intervalle d'échantillonnage de section est de huit, parce que chaque section de 8e a été sélectionnée pour la coloration du CSI.
- Clicking Next ouvre la boîte de dialogue 'Probe Initialization', qui définira automatiquement le grossissement le plus bas pour la sélection de la région et l'estimation du volume. Confirmez les paramètres et vérifiez si la région d'intérêt peut être identifiée au grossissement inférieur sélectionné. Double cliquez sur 'Volume' et remplissez 50 000 m3 par point pour la fraction de volume de la région. Cliquez sur Fait.
- Sous objet (Haute) Grossissement, réglé Longueur à 63x ou 100x. Double clic sur 'Longueur' pour ouvrir la boîte de dialogue Longueur-Sphère et définir le diamètre de la sphère à 10 m. Cliquez sur fait.
REMARQUE : La zone de protection doit être déterminée en fonction de l'épaisseur réelle des sections. L'opérateur doit vérifier l'épaisseur des sections à plusieurs endroits pour éviter tout dommage. Si nécessaire, ajuster l'épaisseur de la zone de protection en fonction de l'épaisseur de la section. - Définir les valeurs appropriées pour la zone du cadre, la hauteur du cadre, la zone de protection et l'espacement du cadre.
REMARQUE : Ces valeurs dépendent de l'hétérogénéité des profils d'objets (fibres) dans la région d'étude. Une zone de trame de 400 m2,une hauteur de cadre de 10 m, une zone de protection de 2 m et un espacement de 300 m donnent des valeurs CE acceptables pour l'estimation de la longueur des fibres dans NBM. Une étude pilote doit être effectuée avec ces valeurs avant de se diriger vers le cas suivant. - Suivez les instructions fournies par le logiciel après chaque étape. Les instructions apparaissent soit sous forme de boîte de dialogue et/ou en bas de l'écran.
- Insérer la section 1.
- À faible grossissement (5x), définir la région d'intérêt en faisant une frontière arbitraire autour de la NBM. Cliquez sur le bouton Suivant dans le coin gauche de la fenêtre vidéo. Suivez les instructions et confirmez que tous les points verts sont dans le NBM. Les points peuvent être inclus ou exclus en cliquant sur les points.
REMARQUE : Il n'y a pas de limite définie et définie autour de la NBM. La sélection est principalement définie par les enquêteurs. Les neurones cholinergiques ChATMD de la NBM peuvent être observés dans la capsule interne (ic) et le globus pallidus (GP). Dans ce protocole, l'ic avec les neurones cholinergiques ChAT et leurs projections (fibres) et gp entier est inclus dans le NBM (Figure 1D). - Suivez les instructions et passer à 63x pour les mesures de fibres à la fraction actuelle. La boîte de dialogue 'Section Thickness'apparaît à l'écran. Définir la surface supérieure et inférieure de la section pour mesurer l'épaisseur réelle de la section. Le mouvement manuel de l'axe Z doit être utilisé. Cliquez sur Fait.
REMARQUE: S'il n'y a pas de fibre dans la zone, l'étape peut être ignorée pour aller à l'emplacement fraction suivante. - Déplacez l'axe Z lentement de haut en bas dans la hauteur du cadre de la section et marquez toutes les fibres qui se croisent à la surface de la sonde de la sphère virtuelle (Figure 3). Une fois terminé, cliquez ensuite pour passer à l'emplacement suivant.
- Après avoir terminé toutes les fractions, le logiciel demandera d'insérer la section suivante. Répétez les étapes 4.9-4.12 pour les six ou sept sections du tissu.
- À la fin, le logiciel générera un résultat pour le boîtier montrant les valeurs CE (Figure 4). Si l'EC est acceptable, passez à l'affaire suivante. Fichier 'gt; Nouvelle affaire. Si le CE n'est pas acceptable (Figure 4A), le logiciel fournit des recommandations pour modifier certains paramètres. Dans de nombreux cas, la diminution de l'espacement du cadre réduit les valeurs CE à une plage acceptable (figure 4B).
- Après avoir terminé tous les cas, générer des résultats pour chaque cas et le groupe (Fichier 'gt; Résultats).
5. Analyse et statistiques
- Le logiciel fournit des données pour chaque échantillon et chaque groupe. Le logiciel lui-même calcule des fractions telles que SSF, ASF et TSF, et fournit le volume de référence total (VREF) et la longueur totale (L) des fibres dans la région de référence (dans ce cas, NBM) (Figure 4B). Exporter les données et enregistrer ou copier vers le logiciel statistique de choix pour l'analyse de groupe entre. Le tableau 1 montre les données de résultats typiques pour l'analyse statistique. Analyser la densité des fibres (Lv) en divisant la longueur totale de la fibre avec le volume de référence.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Les résultats représentatifs sont présentés dans le tableau 1 et la figure 5. Le groupe C, qui a été décodé en tant que groupe APPswe (APP), avait une longueur de fibre significativement inférieure (figure 5B) et la densité de longueur de fibre (figure 5C) par rapport à leurs compagnons de litière de type sauvage (WILD). Les résultats ont montré qu'il n'y avait pas de différence significative dans le volume de la MNB entre les deux groupes analysés (figure 5A).
Figure 1 : Illustration du traitement et de l'échantillonnage des tissus utilisés dans la présente étude. Préparation et échantillonnage d'échantillons. (A) Le cervelet et l'ampoule olfactive sont enlevés avant de monter sur le disque du spécimen. (B) Orientation du cerveau sur le disque de spécimen pour la coupe de section. Une incision longitudinale peu profonde (marquée d'une ligne) sur un hémisphère aide à identifier le côté du cerveau dans les sections. (C) Diagramme schématique d'une plaque de 24 puits montrant la sélection systématique de chaque section de 8e de la plaque de 24 puits (marquée comme «X»). (D) Diagramme schématique des sections coronales délimitant les frontières de NBM dans les six sections systématiquement sélectionnées. (E-G) Images représentatives des sections coronales immunostained pour ChAT et emplacement de NBM (décrit). (H) Une image de grossissement élevé montrant les limites de NBM. LV et ventricule latéral; VL - noyau thalamique ventrolatéral; ic - capsule interne; GP - globus pallidus; CPu - putamen caudate (striatum); NBM - noyau basalis de Meynert (représenté comme «B» dans Franklin et Paxinos atlas de souris). Barre d'échelle de 1 mm (E-G), 200 m (H). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Images de capture d'écran. (A) 'Study Initialization' (B) 'Case Initialization', et (C) 'Probe Initialization' boîtes de dialogue. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Sonde de sphère utilisant un dissector optique. Images de capture d'écran représentatives montrant les quatre plans d'une sphère et le marquage des fibres qui se croisent. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Résultats représentatifs. (A) montre un CE inacceptable et (B) montre un CE acceptable pour l'estimation de la longueur. L'ASF, SSF, et TSF pour chaque cas est également présenté dans les résultats. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5 : Données et analyses représentatives. Représentation graphique du volume (A), longueur (B), et densité de longueur (C) dans le NBM de deux groupes. Les données ont été analysées au sein de deux groupes différents à l'aide du test T de l'étudiant. p lt; 0,05. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Groupe | Cas # | Volume (m'3) | Longueur (m) | Lv (m/m'3) |
| B | 1 | 926885302 | 16446282 | 0.018 |
| B | 2 | 856582400 | 19254528 | 0.022 |
| B | 3 | 1150520830 | 15980131 | 0.014 |
| C | 1 | 981056585 | 12108328 | 0.012 |
| C | 2 | 894169486 | 6905567 | 0.008 |
| C | 3 | 998618871 | 10359766 | 0.010 |
| Statistiques | ||||
| Groupe Moyen B | 977996177.3 | 17226980.33 | 0.018 | |
| Groupe SD B | 153490036.6 | 1771309.218 | 0.004 | |
| Groupe C moyen | 957948314 | 9791220.333 | 0.010 | |
| Groupe C SD | 55927744.89 | 2647567.494 | 0.002 | |
| TTEST B vs C | 0.84 | 0.02 | 0.049 | |
Tableau 1 : Données et analyses représentatives. Les valeurs de volume et de longueur ont été directement copiées à partir des résultats fournis par le logiciel de stéréologie. La densité de longueur (Lv) a été calculée en divisant les valeurs de longueur par les valeurs de volume de chaque cas. p les valeurs ont été calculées à l'aide du test t de l'étudiant.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ici, nous démontrons une méthode pour estimer la densité des fibres cholinergiques dans le NBM à l'aide d'une boule spatiale (sphère) sonde. Cette sonde estime la longueur totale de la fibre dans la région d'intérêt. La longueur totale peut être divisée par le volume de la région pour obtenir la densité de fibre. Pour estimer le volume de la région, la méthode de comptage des points Cavalieri a été utilisée. La méthode de comptage des points Cavalieri est un estimateur impartial et efficace d'un volume de référence 3D pour n'importe quelle région. La méthode calcule une estimation de la zone sur une surface de coupe d'une section en comptant les points (représentant les fractions de zone) puis en multipliant par la distance entre deux sections analysées11. La méthode ne nécessite pas de recherche précise et à forte intensité de main-d'œuvre du périmètre de la région d'intérêt. Il est utilisé en conjonction avec des fractionneurs optiques pour estimer la densité des cellules et des fibres.
L'analyse stéréologique nécessite une méthode d'échantillonnage précise. La région du cerveau d'intérêt doit être correctement définie avec la coloration. Le NBM se trouve entre l'AP bregma -0,0 mm à -1,6 mm par l'atlas de souris Franklin et Paxinos. Pour l'immunohistochimie, les sections doivent être systématiquement choisies au hasard, ce qui signifie que la première section doit être choisie au hasard, puis d'autres sections devraient être choisies systématiquement. Pour un cerveau de souris adulte, le NBM se compose d'environ 1 600 m (postérieur antérieur), ce qui signifie environ 53 sections coronales de 30 m d'épaisseur. Ensuite, si chaque 8e section est sélectionnée, il y aura des sections 6 à 7 nécessaires pour tacher pour l'analyse stéréologique. Dans notre procédure habituelle, les sections 6-7 sont suffisantes pour estimer le nombre total de fibres cholinergiques dans le NBM. L'analyse de l'EC est suggérée pour vérification au début de l'optimisation méthodologique12.
Une méthodologie de coloration appropriée est l'exigence de base pour une étude. ChAT coloration pour les fibres cholinergiques peuvent être difficiles, et de nombreux anticorps tacher certaines des parties cellulaires, mais pas les processus axodendritiques lointains. S'il vous plaît se référer à notre protocole précédemment décrit pour les détails pertinents concernant chAT coloration8.
La méthode nécessite essentiellement des sections épaisses parce que le traitement histologique provoque le rétrécissement dans le tissu. Idéalement, des sections de plus d'un 20 m après le traitement, l'épaisseur finale (souvent plus mince que l'épaisseur initiale de la section de tissu) est nécessaire pour les sondes de boules spatiales. Par conséquent, une épaisseur de section de 50 m est recommandée. Le rétrécissement est généralement inégal, et il peut affecter les distorsions volumétriques dans le tissu et donc changer dans la valeur Lv. Par exemple, une différence multiple a été observée dans la densité de longueur capillaire quand elle a été analysée in vivo utilisant l'imagerie multiphoton14,15. Compte tenu de cette question, il est plus efficace de déclarer la longueur par région plutôt que la longueur par volume.
Bien que les valeurs données dans le protocole aient fonctionné parfaitement, une étude pilote pour une étude individuelle est toujours conseillée. Après avoir terminé un seul cas d'échantillon de tissu, le logiciel fournit une valeur CE pour la conception d'échantillonnage choisie. La valeur CE est utilisée pour estimer la précision de l'estimation et peut être calculée par plusieurs formules. Le logiciel utilisé ici utilise la formule de Gunderson de 1999 pour analyser le CE et le considère acceptable si les valeurs sont inférieures à 0,11,16. Le schéma de conception de l'échantillonnage doit être ajusté jusqu'à ce que la valeur CE devienne acceptable avant que le protocole ne soit adapté à d'autres échantillons. En général, un nombre accru d'échantillonnage (en réduisant l'intervalle de trame) réduit la valeur CE. Pratiquement aucune structure dans le système biologique est un profil de ligne idéal, mais des rubans ou des cylindres. Par conséquent, décider de la fonction exacte de intersection à un point de focalisation varie d'une personne à l'autre. Ainsi, la stérilogie de tous les échantillons d'une étude particulière devrait être effectuée par la même personne. Pour éviter d'éventuels biais, l'opérateur de stérilisation doit être aveugle à l'identifiant de l'échantillon.
La reproductibilité est une préoccupation majeure dans cette méthode. Un facteur est le rétrécissement des tissus et les déformations pendant le traitement de l'échantillon qui peut être surmonté dans une certaine mesure en utilisant la microscopie in vivoconfocale 13,14,15. La boule d'espace exige la coloration de contraste élevée et la bonne résolution d'imagerie pour visualiser des structures. Comme les fibres ne sont généralement pas sous forme linéaire, la détermination des interceptions reste principalement la décision de l'opérateur. La segmentation automatisée des caractéristiques histologiques a été proposée pour surmonter ce problème. Cependant, ce n'est pas encore disponible13.
L'avantage de l'utilisation de la stéréologie est qu'elle fournit un schéma impartial pour analyser les structures d'un tissu 3D. La sonde de boule d'espace fournit des fractions isotropes dans des échantillons de tissu et offre donc une approche impartiale pour quantifier la longueur de fibre. Une méthode alternative pour analyser la densité des fibres est de mesurer la densité optique d'une coloration histochimique. Les méthodes basées sur l'intensité de coloration fournissent une estimation semi-quantitative de la densité de coloration et peuvent ou ne peuvent pas être assez sensibles pour différencier les changements des neurones et des fibres cholinergiques dans le NBM. Les méthodes stéréologiques utilisant la sonde de boule d'espace (sphère) utilise la détermination des fibres basées sur leurs caractéristiques visuelles et fournit l'estimation de la longueur réelle des fibres. Le protocole peut également être utilisé pour analyser d'autres profils linéaires dans le cerveau, tels que les fibres cholinoceptives (en utilisant l'histochimie de l'estéralie de choline d'acétyline), les fibres dopaminergiques ou catécholminergiques (immunoxylase de tyrosine immunostaining), les fibres sérotonergiques (immunostaining de sérotonine), les structures vasculaires (CD31 immunostaining), ou les processus d'astrocyte (protéine acide fibrillaire glial GFAP, immunostaining)17,18,19,20,21 .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Ce travail a été appuyé par des subventions accordées à W.Z.S. par le Service de recherche et de développement médicaux, le ministère des Anciens Combattants (Examen du mérite 1I01 BX001067-01A2), l'Alzheimer's Association (NPSPAD-11-202149) et des ressources de la Midwest Biomedical Fondation de recherche.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ABC kit | Vector Laboratories | PK6100 | |
| Anti-ChAT Antibody | Millipore, MA, USA | AB144P | |
| Bovine anti-goat IgG-B | Santacruz Biotechnology | SC-2347 | |
| Bovine Serum, Adult | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | B9433 | |
| Cryostat | Lieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USA | ||
| Dulbecco's Phosphate Buffered Saline | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D5652 | |
| Ethylene Glycol | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | 324558 | |
| Glycerol | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | G2025 | |
| Hydrogen Peroxide | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | H1009 | |
| Immpact-DAB kit | Vector Laboratories | SK4105 | Enhanced DAB peroxidase substrate solution |
| Ketamine | Westward Pharmaceuticals, NJ, USA | 0143-9509-01 | |
| Microscope | Lieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USA | AF6000 | Equipped with motorized stage and IMI-tech color digital camera |
| Optimum cutting temperature (O.C.T.) embedding medium | Electron Microscopy Sciences, PA, USA | 62550-12 | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | P6148 | |
| Permount mounting medium | Electron Microscopy Sciences, PA, USA | 17986-01 | |
| Stereologer Software | Stereology Resource Center, Inc. St. Petersburg, FL, USA | Stereologer2000 | Installed on a Dell Desktop computer. |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | T8787 | |
| Trizma Base | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | T1503 | Tris base |
| Trizma hydrochloride | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | T5941 | Tris hydrochloride |
| Xylazine | Bayer, Leverkusen, Germany | Rompun | |
| Xylenes, Histological grade | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO | 534056 |
References
- Mouton, P. R., Gokhale, A. M., Ward, N. L., West, M. J. Stereological length estimation using spherical probes. Journal of Microscopy. 206, Pt 1 54-64 (2002).
- Whitehouse, P. J., Price, D. L., Clark, A. W., Long Coyle, J. T., DeLong, M. R. Alzheimer disease: evidence for selective loss of cholinergic neurons in the nucleus basalis. Annals of Neurology. 10 (2), 122-126 (1981).
- Davies, P., Maloney, A. J. Selective loss of central cholinergic neurons in Alzheimer's disease. The Lancet. 2 (8000), 1403 (1976).
- Bartus, R. T., Dean, R. L., Beer, B., Lippa, A. S. The cholinergic hypothesis of geriatric memory dysfunction. Science. 217 (4558), 408-414 (1982).
- Savonenko, A. Episodic-like memory deficits in the APPswe/PS1dE9 mouse model of Alzheimer's disease: relationships to beta-amyloid deposition and neurotransmitter abnormalities. Neurobiology of Disease. 18 (3), 602-617 (2005).
- Perez, S. E., Dar, S., Ikonomovic, M. D., DeKosky, S. T., Mufson, E. J. Cholinergic forebrain degeneration in the APPswe/PS1DeltaE9 transgenic mouse. Neurobiology of Disease. 28 (1), 3-15 (2007).
- Stokin, G. B. Axonopathy and transport deficits early in the pathogenesis of Alzheimer's disease. Science. 307 (5713), 1282-1288 (2005).
- He, M. GRK5 Deficiency Leads to Selective Basal Forebrain Cholinergic Neuronal Vulnerability. Scientific Reports. 6, 26116 (2016).
- JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Anesthesia Induction and Maintenance. Journal of Visualized Experiments. , Cambridge, MA. (2019).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Mouton, P. R. Unbiased Stereology-A Concise Guide. , Johns Hopkins University Press. (2011).
- West, M. J.
- West, M. J. Space Balls Revisited: Stereological Estimates of Length With Virtual Isotropic Surface Probes. Frontiers in Neuroanatomy. 12, 49 (2018).
- Nikolajsen, G. N., Kotynski, K. A., Jensen, M. S., West, M. J. Quantitative analysis of the capillary network of aged APPswe/PS1dE9 transgenic mice. Neurobiology of Aging. 36 (11), 2954-2962 (2015).
- Gutierrez-Jimenez, E. Disturbances in the control of capillary flow in an aged APP(swe)/PS1DeltaE9 model of Alzheimer's disease. Neurobiology of Aging. 62, 82-94 (2018).
- Gundersen, H. J., Jensen, E. B., Kieu, K., Nielsen, J. The efficiency of systematic sampling in stereology--reconsidered. Journal of Microscopy. 193, Pt 3 199-211 (1999).
- Zhang, Y. Quantitative study of the capillaries within the white matter of the Tg2576 mouse model of Alzheimer's disease. Brain and Behavior. 9 (4), 01268 (2019).
- McNeal, D. W. Unbiased Stereological Analysis of Reactive Astrogliosis to Estimate Age-Associated Cerebral White Matter Injury. Journal of Neuropathology Experimental Neurology. 75 (6), 539-554 (2016).
- Liu, Y. Passive (amyloid-beta) immunotherapy attenuates monoaminergic axonal degeneration in the AbetaPPswe/PS1dE9 mice. Journal of Alzheimer's Disease. 23 (2), 271-279 (2011).
- Gagnon, D. Evidence for Sprouting of Dopamine and Serotonin Axons in the Pallidum of Parkinsonian Monkeys. Frontiers of Neuroanatomy. 12, 38 (2018).
- Boncristiano, S. Cholinergic changes in the APP23 transgenic mouse model of cerebral amyloidosis. Journal of Neuroscience. 22 (8), 3234-3243 (2002).
