Summary
Her gir vi en detaljert beskrivelse av prosedyren for å indusere kolonoskopisk-guidede klypebiopsier hos mus og spore sårlukking i sanntid. I tillegg er metoder for fremstilling av vev for histologiske, immunohistokjemiske og molekylære analyser av sårsengen gitt.
Abstract
Forstå vev og cellulære endringer som oppstår i akutt skaderespons så vel som under sårhelingsprosessen er av avgjørende betydning når du studerer sykdommer i mage-tarmkanalen (GI). Den murine kolonklep biopsimodellen er et nyttig verktøy for å definere disse prosessene. I tillegg kan samspillet mellom tarmarminnhold (f.eks. mikrober) og tykktarmen studeres. Imidlertid kan sårinduksjon og evnen til å spore sårlukking over tid på en pålitelig måte være utfordrende. Videre må vevsforberedelse og orientering utføres på en standardisert måte for å optimalt avhøre histologiske og molekylære endringer. Her presenterer vi en detaljert metode som beskriver biopsiindusert skade og overvåking av sårlukking gjennom gjentatte kolonoskopier. En tilnærming er beskrevet som sikrer konsistente og reproduserbare målinger av sårstørrelse, evnen til å samle sårsengen for molekylære analyser, samt visualisere sårsengen ved snitting av vev. Evnen til å utføre disse teknikkene gjør det mulig å studere akutt skaderespons, sårheling og luminalvertinteraksjoner i tykktarmen.
Introduction
Mage-tarmkanalen (GI) er et komplekst organsystem gitt flere funksjoner, vertscelletyper (f.eks. epitel, immun, stromal, etc.) samt billioner av mikrober. I lys av denne kompleksiteten involverer sykdommer i GI-kanalen ofte samspillet mellom alle disse faktorene. For eksempel er inflammatoriske tarmsykdommer (IBD) forbundet med sykluser av betennelse og remisjon i GI-kanalen, som involverer aktivering av inflammatoriske celler, dysbiose og epitelreparasjon1,2,3,4,5,6,7. Å ha passende modellsystemer for å studere IBD og andre inflammatoriske tilstander i GI-kanalen er avgjørende for å belyse patogenesen av sykdommen. Flere modeller finnes for å studere IBD patogenese inkludert genmodifiserte mus og bruk av kjemikalier som dextran natriumsulfat (DSS) hos gnagere8,9,10. Begrensninger av disse modellene inkluderer en manglende evne til å nøyaktig kontrollere induksjon av betennelse samt vanskeligheter med å evaluere sårheling. Alternative metoder for å etterligne aspekter av IBD patogenese kan være nyttige for å utvikle terapier.
Colonoskopisk-guidet klype biopsier hos mus tilbyr et nyttig modellsystem for å studere patogenesen av inflammatorisk respons, sårheling, samt vert-mikrobe interaksjoner i tykktarmen. Denne tilnærmingen ble først brukt som et eksperimentelt verktøy i 2009, som viste sitt verktøy for å studere akutt inflammatorisk respons og sårheling i tarmen11. Etterfølgende studier benyttet denne teknikken for å evaluere rollene til forskjellige signalveier samt tarmenmikrobiota, i kolonsårheling11,12,13,14,15,16,17,18. Mer nylig brukte vår gruppe denne modellen til å undersøke viktigheten av sphingosine-1-fosfat signalering og bakterier i akutt respons på colonic skade19. Selv om det er nyttig, kan det være teknisk utfordrende å utføre koloskopiskstyrte klypebiopsier hos mus og evaluere påfølgende vevsendringer. For eksempel kan perforering av tarmen oppstå ved induksjon av skade og sikre konsekvente målinger av sårsengen gjennom serielle kolonoskopier kan være vanskelig. I tillegg kan det være utfordrende å orientere det kolonvevet riktig for å visualisere sårsengen for histologiske eller immunohistokjemiske analyser. Selv om noe informasjon finnes om disse metodene18,20, en presis trinnvis beskrivelse av disse teknikkene sammen vil visuelle hjelpemidler lover å forbedre påliteligheten og bredere nytten av denne modellen. Her presenterer vi en detaljert metode for å utføre kolonoskopisk-guidede klypebiopsier hos mus, spore sårlukking over tid og forberede vevet for å muliggjøre histologiske og molekylære analyser av sårsengen. Opprette en standard metode for å utføre disse teknikkene kan utvide bruken av denne modellen for å studere tidligere uutførte meklere som er potensielt viktig for GI betennelse og sår reparasjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrer beskrevet her ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee of Weill Cornell Medicine." Til: "Alle prosedyrer beskrevet her ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committees of Weill Cornell Medicine og Stony Brook University.
1. Koloskopi og sårinduksjon
- Forhåndsmontering av komponentene i endoskopet ved først å sette inn det 1,9 mm stive boreendoskopet i hylsen (figur 1A-B). Fest luftpumpen (for å gi kolonsufflasjon) ved hjelp av slangen som følger med, til gassventilen på venstre side av hylsen ved siden av arbeidskanalen (figur 1C).
MERK: Selv om linsen som er beskrevet her er 0°, kan et 30° objektiv også brukes til dette formålet. - Kontroller at arbeidskanalen er i åpen stilling og sett 3 Fr biopsitr gjennom arbeidskanalen og gå den frem til enden av hylsen (samtidig som den stikker ut av hylsen) (figur 1C). Fest det monterte endoskopet til lyskilden og videobildeenheten i henhold til produsentens instruksjoner.
- Bedøve musen med 5% isofluran med oksygen i et induksjonskammer. Deretter flytter du musen til en endoskopisk oppsamlingsplattform som inneholder et varmesystem (for å forhindre hypotermi) på ventral side og opprettholde under anestesi ved hjelp av en nesekjegle med 2% isofluran med oksygen. Tilsett veterinær salve i øynene for å forhindre tørrhet mens du er under anestesi. Sørg for at musen er fullstendig bedøvet ved å forsiktig klemme den bakre foten for å teste for en refleks.
MERK: Enhver belastning eller et av kjønnene på mus kan brukes med denne teknikken; Det er imidlertid å foretrekke at mus er minst 8 uker gamle, slik at de er store nok til prosedyren.- Tilsett veterinær salve i øynene for å forhindre tørrhet mens du er under anestesi.
- Sørg for at musen er fullstendig bedøvet ved å forsiktig klemme den bakre foten for å teste for en refleks.
- Fyll en 3 ml sprøyte med en vedlagt rottegavage nål med romtemperatur fosfatbufret saltvann (PBS). Sett nålen ca. 1 cm inn i musens anus og infuse pbs forsiktig for å fjerne fekalt materiale. Flere fekale pellets bør gå ut av musen sammen med PBS som ble infundert.
MERK: Drypping av et stort volum PBS kan føre til skumdannelse i lumen som kan skjule visning av lumen. - Sett det monterte endoskopet 0, 5 cm inn i musens anus. Før biopsitangene inn i endetarmens lumen til hele "kjevene" (inkludert hengsel) av tangene er utenfor enden av hylsen (som observert på videomonitoren) (Supplerende Video 1). Vri tangen 90° slik at kjevene åpnes i en øst-vest retning (Supplerende Video 1).
- For biopsi, åpne tangen og gå ca 1 cm, lukk tangen og i en jevn bevegelse raskt trekke tilbake på tang mens du forlater dem lukket (Supplerende Video 1).
- Unngå å kvele tykktarmen fullt ut når du utfører biopsien. La derfor høyre side av gassventilen stå åpen i løpet av dette trinnet; selv om det bør bemerkes at ved åpning av tangen er det fare for å skade slimhinnen når tykktarmen er i denne posisjonen.
2. Visualisere og måle sårsengen
- Start videoopptak umiddelbart etter biopsi ved å trykke på fotpedalen festet til kolonoskopopptaksenheten. Helt insufflate tykktarmen ved å trykke fast en pekefinger mot høyre side av gassventilen for å fullstendig dekke åpningen for å tvinge luften inn i endoskopet og dermed inn i tykktarmen.
MERK: Selv om denne protokollen beskriver bruken av en luftpumpe der luftstrømmen styres manuelt, kan en peristaltisk pumpe med et kontrollert lufttilførsel også brukes. - Før tangen tilbake ut av hylsen, og inn i rektallummen mens du er i lukket stilling (Ekstra Video 1). Plasser tangen mot rektalveggen rett over såret til bunnen av kjevene er på linje med den øverste kanten av visningsfeltet (figur 2 og tilleggsvideo 1). Fortsett å kvele tykktarmen fullt ut til en klar visning av såret kan observeres.
MERK: Det bør tas hensyn til å utvide tangen langt nok til å avsløre bare kjevene på tangene opp til basen for hver mus som undersøkes for å sikre en konsekvent avstand mellom linsen på endoskopet og lesjonen (figur 2, hvit pil). - Hvis du utfører biopsier på flere mus samme dag, fjern det biopsied vevet til den forrige musen fra tangene (ved hjelp av rengjøringsbørsten som følger med) og tørk av linsehylsen med 70% etanol for å rengjøre den før du induserer et sår i neste mus.
MERK: Selv om denne protokollen beskriver å utføre en enkelt biopsi per mus, kan flere biopsier utføres på en enkelt mus forutsatt at vevet tatt fra den tidligere biopsien fjernes fra tangen for å sikre at en full biopsi kan tas på etterfølgende biopsier. - Plasser musen i et bur uten andre mus og på toppen av et håndkle for å holde luftveiene klare til den gjenoppretter fra anestesi etter å ha fullført prosedyren. Overvåk musen for å sikre at den gjenoppretter fra anestesi som indikert ved å gjenvinne aktivitet.
MERK: To personer er pålagt å indusere såret og visualisere sårsengen på dag 0 (en som opererer endoskopet og den andre som opererer biopsitklepsene), men bare en person er nødvendig for å visualisere sår på de påfølgende dagene (som beskrevet nedenfor). - Følg samme prosedyre for fremstilling av musen og koloskopi for påfølgende sårmålinger (vanligvis dag 2, 4 og 6 etter biopsi), som beskrevet ovenfor i pkt. 1.1-1.4, med unntak av induksjon av såret.
- Finn sårsengen på videomonitoren på disse tidspunktene etter at du har satt inn endoskopet, og før biopsitemper (i lukket stilling) til rett over sårsengen, utål tykktarmen og start videoopptak, som beskrevet i pkt. 2.1 og 2.2 (figur 2).
MERK: Det kan være vanskelig å lokalisere sårsengen mer enn 6 dager etter biopsi. - Gå inn i lumen på disse påfølgende dagene til samme avstand som på dag 0 for å sikre en konsekvent avstand mellom linsen på endoskopet og lesjonen over dager. Å sikre en konsekvent avstand mellom linsen og lesjonen vil forbedre nøyaktigheten av målinger over tid.
MERK: En person kan utføre målinger på disse dager (endoskop betjenes med høyre hånd og biopsitrene avanserte med venstre hånd). - Når alle målinger er fullført, åpner du videoopptakene av seriekoloskopiene i videoredigeringsprogramvare som gjør det mulig å lage stillbilder fra video.
- Viderespav videoen til en ramme som viser et tidspunkt da sårsengen lett kan visualiseres, de lukkede tangene er over sårsengen og mot rektalveggen og veggen er stram. Ta et øyeblikksbilde av denne rammen og kode filnavnet for å sikre at målinger av sårsengene utføres på en blindet måte.
- Åpne bildene med kodede filnavn i NIH ImageJ for å kvantifisere størrelsen på sårsengen. Velg Angi målinger under Analyser-fanen, og merk av for Område.
- Velg frihåndsvalgsverktøyet fra hovedmenylinjen og tegn en omkrets rundt såret (se figur 2). Velg Mål under Analyser-fanen, og verdien for målingen fylles automatisk ut i Resultater-vinduet.
- Eksporter resultatene til et regneark etter å ha fullført målinger for alle bilder, ved å velge Lagre som under Fil-fanen i Resultater-vinduet og endre utvidelsen til å bli en regnearkfil.
- Beregn størrelsen på såret på dager etter induksjon av såret (det vil si dag 2, 4 og 6) i forhold til størrelsen på dag 0 (umiddelbart etter såret) i et regneark. Oppnå dette ved å dele størrelsen på såret på hver dag med størrelsen på såret på dag 0 og konvertere denne verdien til en prosentandel.
MERK: Under normale forhold ved hjelp av denne metoden for kolonoskopisk visning observeres den største lukkingen av såret etter de første 2 dagene (~ 75% reduksjon i størrelse) med mer gradvis lukking på henholdsvis dag 4 og 6 (~ 80% og ~ 95% reduksjon i størrelse).
3. Innsamling av sårsengen for molekylær analyse
- Euthanize mus ved hjelp av CO2 kvelning etterfulgt av cervical forvridning (eller tilsvarende teknikk) på den valgte dagen etter biopsi.
- Høst den distale regionen av tykktarmen ved å åpne huden og bukmuskelen for å avsløre kroppshulen. Plasser lukket saks under tykktarmen og løft forsiktig for å frigjøre den fra det underliggende mesenteriet og kutt deretter tykktarmen på midtpunktet og på anus for å fjerne den fra musen.
- Skyll fekalt innhold ved hjelp av en rotte gavage nål festet til en 20 ml sprøyte fylt med iskald 1x PBS deretter legge ned tykktarmen på filterpapir.
- Klipp opp tykktarmen langsgående på filterpapir, slik at den mesenteriske siden er med forsiden ned mot filterpapiret. Påfør 0,2% metylenblått på slimhinnen ved hjelp av en klemmepipet mens vev fortsatt er på filterpapiret og tøm deretter av overflødig metylenblått. Se tykktarmen under et dissekeringsmikroskop og finn sårsengen (figur 3A).
- Ved hjelp av 4 tommers mikro iris saks, kuttet rundt kanten av sårsengen (Figur 3A, stiplet sirkel) være forsiktig så du ikke kutte inn i muskellaget (med mindre muskelen er ønsket) og overføre dissekert sårseng til et rør ved hjelp av fine punkt pinsett for snap-frysing eller ønsket lagringsmetode.
MERK: Mengden vev som samles inn på denne måten er nok til å trekke ut RNA for RNA-seq eller tilsvarende analyse.
4. Fremstilling av vev for histologisk analyse
- Euthanize musen og høste tykktarmen som beskrevet i trinn 3.1-3.2.
- Klipp opp tykktarmen langsgående på filterpapir, slik at den mesenteriske siden er med forsiden ned mot filterpapiret. Påfør forsiktig 4% paraformaldehyd (eller fikseringsmiddel av valget) ved hjelp av en klemmepipet og dekk vevet med parafilm. La det stå flatt i en forseglet beholder i 4-6 timer.
- Overfør vev til 70% etanol for lagring. Når du er klar til å behandle vevet, fjern parafilm og påfør 0,2% metylenblå til slimhinnen ved hjelp av en klemmepipet mens vev fortsatt er på filterpapir. Deretter drenere av overflødig metylen blå.
- Se tykktarmen under et dissekeringsmikroskop og finn sårsengen (figur 3A). Bruk en skalpell med et #10 blad, kutt direkte gjennom midten av sårsengen og fortsett å skjære gjennom resten av tykktarmen i en rett linje, slik at tykktarmen er kuttet i to, lengdemessig (Figur 3A, svart linje).
- Behandle tykktarmen og deretter parafin embed (enten en eller begge sider som gjenstår etter skjæring) slik at siden som ble kuttet av skalpell (siden som var midten av sårseng før biseksjon) er med ansiktet ned i parafin. Fortsett til skjæreseksjoner og flekker for ønsket flekk(er) eller maker(er).
- Hvis kryoseksjoner er nødvendig for en gitt farging, høst tykktarmen som beskrevet i trinn 3.1 og åpne langsgående på filterpapir, slik at den mesenteriske siden er med forsiden ned mot filterpapiret.
- Bisect sårsengen i det nyhøstede tykktarmen som beskrevet i trinn 4.5 og legg inn tykktarmen (enten en eller begge sider som forblir etter kutting) slik at siden som ble kuttet av skalpellen, er med ansiktet ned i en baseform halvfylt med vevfrysende medium.
- Fest vevet på plass med fine pinsett og legg grunnformen på en metallplate på toppen av tørris for å herde frysemediet. Når den nederste delen av mediet er frosset (og vevet holdes på plass), slipp vevet og fyll det gjenværende volumet av baseformen med frysemedium og legg tilbake på tørris.
- Etter at hele volumet av frysemediet er frosset, overføres til en -80 °C fryser til snitting.
- For parafin eller frosne seksjoner, kutt og flekk flere seksjoner av H&E for å sikre at sårsengen er fanget på avsnittet før du går videre til studiespesifikk farging. Figur 3B viser et eksempel på en seksjon der sårsengen kan observeres tydelig.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De små elementene (linse, hylse, biopsi tang) som trengs for å utføre biopsier er vist i figur 1 sammen med indikatorer på riktig montering av disse komponentene. Figur 2 viser representative bilder av akseptable visninger av sårsengen for å nøyaktig kvantifisere størrelsen på sårsengen og lukkingshastigheten av såret. Et eksempel på en ex vivo visning av sårsengen er vist i figur 3A inkludert indikatorer på omkretsen av sårsengen (indikerer regionen for å avgifte for molekylær analyse) og hvor du skal kutte vevet for å muliggjøre visualisering av sårsengen ved snitting. Figur 3B viser et representativt bilde av en H&E-farget seksjon der sårsengen tydelig kan observeres. Supplerende Video 1 gir en visning av biopsiprosedyren fra innsiden av musens kolon.
Figur 1: Elementer som trengs for å utføre biopsier. (A) Bilde av objektiv (a), hylse (b) og biopsi tang (c). (B) Innsetting av linsen i hylsen. (C) Innsetting av tang gjennom arbeidskanalen på hylsen (kontinuerlig pil). Stiplet pil indikerer riktig plassering for feste av luftpumpe. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Kolonoskopiske bilder av sårseng etter biopsi. Stillbilder ble opprettet fra videoopptak av koloskopi umiddelbart etter biopsi (dag 0) og 2, 4 og 6 dager senere. Blå linjer indikerer kantene på sårsengene på hvert tidspunkt. Pilen indikerer riktig forlengelseslengde inn i lumen for å sikre riktig avstand fra linsen til rektalveggen, for å sikre konsistente målinger av sårsengen over tid. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Ex vivo og seksjonerte bilder av sårseng. (A) Et kolon ble høstet fra en mus 2 dager etter biopsi, farget med 0,2% metylenblå og avbildet under et dissekerende mikroskop. Den stiplede sirkelen indikerer kantene på sårsengen. Den svarte linjen indikerer riktig plassering for å bisect sårsengen / tykktarmen før innebygging for snitting. (B)Representativt bilde av en H&E-farget del av en sårseng. Stjerner indikerer sårseng og piler indikerer intakte krypter ved siden av sårseng som indikerer grensene til den skadede regionen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Ekstra Video 1: Biopsi prosedyre og sårseng bildebehandling. Vennligst klikk her for å laste ned denne videoen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Å sikre konsekvente og nøyaktige biopsier samt målinger av sårstørrelse er av avgjørende betydning når man forsøker å effektivt evaluere frekvensen av sårlukking i denne modellen. Derfor bør det tas flere tiltak for å være sikre på at prosedyrene utføres riktig. For det første må dybden av biopsien ikke være for grunn eller dyp. Hvis det er for grunt, vil det ikke være et tilstrekkelig vindu for å evaluere sårlukking. Figur 2 viser en optimal biopsidybde og -størrelse på dag 0. Legg merke til det klare skillet mellom slimhinnen rundt sårsengen og vevet som forblir under sårsengen (figur 2). Hvis biopsien er for dyp, kan perforering oppstå og dermed resultere i en uoversiktbar mus. Ved insufflasjon etter biopsi på dag 0, hvis musens mage blir alvorlig oppblåst, har perforering skjedd og musen kan ikke brukes til evaluering og bør eutaniseres. Det er nyttig hvis den samme personen utfører biopsiene for en gitt studie for å sikre konsistens ytterligere. For det andre er det viktig å utføre biopsien i endetarmen og ikke i et mer proksimalt område. Gitt at endetarmen er tykkere enn mer proksimale områder av tykktarmen, er det en markert redusert sjanse for perforering. Et merke bør gjøres på utsiden av hylsen 0, 5 cm fra enden og endoskopet skal bare settes inn til det punktet for å sikre at biopsitangene ikke vil strekke seg utover endetarmen. For det tredje er det viktig å ha riktig mengde insufflasjon både under biopsien og for å visualisere sårsengen. Under biopsi, hvis tykktarmen er for distended kolonveggen vil være for stram og det vil ikke være en tilstrekkelig mengde slimhinne til biopsi. Derfor foreslås det at den enkelte som opererer endoskopet ikke trykker pekefingeren mot den åpne enden av gassventilen, for å tillate minimal luftstrøm inn i tykktarmen. Imidlertid bør motsatt tilnærming brukes ved visualisering av sårsenger med det formål å måle sårstørrelse. Når såret er plassert, helt insufflate tykktarmen ved å trykke pekefingeren fast mot den åpne enden av gassventilen og holde den der til en ønsket visning er oppnådd. Den koloniske veggen skal være så stram som mulig for dette formålet. Merk at full insufflasjon av tykktarmen er viktig for også å sikre konsistent sidesyn av sårsengen. Til slutt er det viktig å sikre at en konsekvent avstand opprettholdes mellom linsen og såret for å muliggjøre nøyaktige målinger over flere koloskopier i de samme musene. En nærmere avstand vil kunstig gjøre sårsengen ser større ut enn den er, og en lengre avstand vil gjøre det ser mindre ut. Derfor er det svært nyttig å bruke biopsitrps som en veiledning for å opprettholde avstand.
I tillegg til de store hensynene å ta hensyn til når du bruker denne modellen, er det flere mindre punkter å være klar over som også kan påvirke evnen til å utføre denne prosedyren effektivt. For eksempel bør det gjøres sikkert at kolonlumen er klar når du utfører koloskopier. Selv om fekalt materiale er ryddet ved å skylle med PBS, kan tilleggsmateriale stige ned i endetarmen etter å ha satt inn endoskopet. Videre, når du visualiserer sårsengen umiddelbart etter biopsi, kan blod skjule feltet. Derfor er det noen ganger nødvendig å fjerne endoskopet fra endetarmen, skylle tykktarmen med PBS for å fjerne luminalblodet og sette inn endoskopet for å visualisere sårsengen. I visse tilfeller kan blod og annet luminalt innhold bli overholdt linsen, og skjule feltet. I slike tilfeller bør endoskopet fjernes fra musen, og linsen skal tørkes ved hjelp av børsten før du fortsetter å avbildning.
Før bruk av den kolonoskopiske-guidede klypebiopsimodellen, hadde forskerne begrensede modellsystemer for å undersøke kolonsårheling. En tilnærming var å evaluere utvinningen fra eksponering for kjemiske induktorer av kolonskade som DSS8. Denne tilnærmingen tillater imidlertid ikke nøyaktig kontroll av skadeomfanget som induseres eller plasseringen av skaden i hele tykktarmen. Videre kan nøyaktige målinger av slimhinneheling i sanntid være utfordrende med disse kjemiske modellene. Selv om det er nyttig, har biopsimodellen også begrensninger. For eksempel er operatørene begrenset til å utføre sår i det distale kolon. Denne begrensningen forhindrer studier av liten tarmsår, et viktig klinisk problem. I tillegg, selv om denne teknikken rekapulerer noen aspekter av IBD patogenese, kan det ikke betraktes som en sann modell av denne sykdommen. Av teknisk vurdering kan det være utfordrende å indusere konsistente sårstørrelser på tvers av mus, generere evaluerbare sår eller lokalisere sårsenger i de senere stadiene av sårhelingsprosessen. Når du tar hensyn til disse punktene, er det tilrådelig å begynne studier med flere mus for å ta hensyn til tap av uvurderlige prøver.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av tilskudd fra Crohns og Kolitt Foundation (D.C.M) og New York Crohn's Foundation (D.C.M. og A.J.D.). Forfatterne takker Ms. Carmen Ferrara for hjelp til å lage videoakkompagnementet til denne artikkelen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Biopsy forceps, 3 Fr | Karl Storz | 61071ZJ | |
| Coloview Tower system | Karl Storz | contact company | |
| Examination sheath, 9 Fr, Kit | Karl Storz | 61029DK | |
| Hopkins telescope, 0', 1.9 mm x 10 cm | Karl Storz | 64301AA | |
| isofluorane | Covetrus | 2905 | |
| methylene blue | Sigma-Aldrich | M9140 | |
| micro iris scissors | Integra | 18-1619 | |
| NIH ImageJ | NIH | N/A | software available for free download from: https://imagej.nih.gov/ij/ |
| Pawfly MA-60 aquarium pump | Amazon | N/A | |
| scalpal with #10 blade | Hill-Rom | 372610 |
References
- Boal Carvalho, P., Cotter, J. Mucosal Healing in Ulcerative Colitis: A Comprehensive Review. Drugs. 77 (2), 159-173 (2017).
- Chen, M. L., Sundrud, M. S. Cytokine Networks and T-Cell Subsets in Inflammatory Bowel Diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1157-1167 (2016).
- Habtezion, A., Nguyen, L. P., Hadeiba, H., Butcher, E. C. Leukocyte Trafficking to the Small Intestine and Colon. Gastroenterology. 150 (2), 340-354 (2016).
- Halfvarson, J., et al. Dynamics of the human gut microbiome in inflammatory bowel disease. Nature Microbiology. 2, 17004 (2017).
- Johansson, M. E., et al. Bacteria penetrate the normally impenetrable inner colon mucus layer in both murine colitis models and patients with ulcerative colitis. Gut. 63 (2), 281-291 (2014).
- Luissint, A. C., Parkos, C. A., Nusrat, A. Inflammation and the Intestinal Barrier: Leukocyte-Epithelial Cell Interactions, Cell Junction Remodeling, and Mucosal Repair. Gastroenterology. 151 (4), 616-632 (2016).
- Pineton de Chambrun, G., Blanc, G., Peyrin-Biroulet, L. Current evidence supporting mucosal healing and deep remission as important treatment goals for inflammatory bowel disease. Expert Review of Gastroenterology & Hepatology. 10 (8), 915-927 (2016).
- Fung, K. Y., Putoczki, T. In Vivo Models of Inflammatory Bowel Disease and Colitis-Associated Cancer. Methods in Molecular Biology. 1725, 3-13 (2018).
- Jurjus, A. R., Khoury, N. N., Reimund, J. M. Animal models of inflammatory bowel disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 50 (2), 81-92 (2004).
- Mizoguchi, A., Takeuchi, T., Himuro, H., Okada, T., Mizoguchi, E. Genetically engineered mouse models for studying inflammatory bowel disease. Journal of Pathology. 238 (2), 205-219 (2016).
- Seno, H., et al. Efficient colonic mucosal wound repair requires Trem2 signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (1), 256-261 (2009).
- Alam, A., et al. The microenvironment of injured murine gut elicits a local pro-restitutive microbiota. Nature Microbiology. 1, 15021 (2016).
- Alam, A., et al. Redox signaling regulates commensal-mediated mucosal homeostasis and restitution and requires formyl peptide receptor 1. Mucosal Immunology. 7 (3), 645-655 (2014).
- Kuhn, K. A., Manieri, N. A., Liu, T. C., Stappenbeck, T. S. IL-6 stimulates intestinal epithelial proliferation and repair after injury. PLoS One. 9 (12), 114195 (2014).
- Leoni, G., et al. Annexin A1, formyl peptide receptor, and NOX1 orchestrate epithelial repair. Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 443-454 (2013).
- Manieri, N. A., et al. Mucosally transplanted mesenchymal stem cells stimulate intestinal healing by promoting angiogenesis. Journal of Clinical Investigation. 125 (9), 3606-3618 (2015).
- Miyoshi, H., Ajima, R., Luo, C. T., Yamaguchi, T. P., Stappenbeck, T. S. Wnt5a potentiates TGF-beta signaling to promote colonic crypt regeneration after tissue injury. Science. 338 (6103), 108-113 (2012).
- Neurath, M. F., et al. Assessment of tumor development and wound healing using endoscopic techniques in mice. Gastroenterology. 139 (6), 1837-1843 (2010).
- Montrose, D. C., et al. Colonoscopic-Guided Pinch Biopsies in Mice as a Useful Model for Evaluating the Roles of Host and Luminal Factors in Colonic Inflammation. American Journal of Pathology. 188 (12), 2811-2825 (2018).
- Bruckner, M., et al. Murine endoscopy for in vivo multimodal imaging of carcinogenesis and assessment of intestinal wound healing and inflammation. Journal of Visualized Experiments. (90), (2014).
