Summary

血液透析アクセス関連手機能障害のマウスモデル

Published: May 31, 2022
doi:

Summary

このプロトコルは、マウスの総腸骨動静脈瘻作成の外科的ステップを詳述しています。我々は、血液透析アクセス関連の四肢の病態生理を研究するためにこのモデルを開発しました。

Abstract

慢性腎臓病は公衆衛生上の大きな問題であり、血液透析などの慢性腎代替療法を必要とする末期腎疾患(ESRD)の有病率は増加し続けています。自家動静脈瘻(AVF)の配置は、ESRD患者にとって依然として主要な血管アクセスオプションです。残念ながら、血液透析患者の約半数は、微妙な感覚異常からデジタル壊疽に至るまで、透析アクセス関連手機能障害(ARHD)を経験しています。特に、ARHDの原因となる根本的な生物学的要因は十分に理解されておらず、ARHDの予防/治療のためのメカニズムを解明したり、新しい治療法を開発したりするための適切な動物モデルは存在しません。ここでは、左総腸骨動脈と静脈の間にAVFを作成し、四肢の病態生理の評価を容易にする新しいマウスモデルについて説明します。顕微手術には、血管の隔離、縦方向の静脈切開、動静脈吻合の作成、および静脈再建が含まれます。偽の手術には、AVFの作成を除くすべての重要なステップが含まれます。腸骨AVF配置は、中枢血行動態、末梢虚血、および後肢神経運動能力の障害に臨床的に関連する変化をもたらします。.この新しい前臨床AVFモデルは、血液透析患者によって報告された一般的な神経運動摂動を再現する有用なプラットフォームを提供し、研究者がARHD病態生理学のメカニズムを調査し、潜在的な治療法をテストすることを可能にします。

Introduction

機能的な血管アクセスの確立と保存は、血液透析による腎代替療法を受けている末期腎疾患(ESRD)患者にとって依然として重要な主要な目標です1。腎機能が不十分になった後、老廃物の除去、電解質の正常化、体液バランスの維持には血液透析治療の繰り返しが必要であり、長期生存に必要です2。したがって、血管アクセスはESRD患者の「ライフライン」であり、自家動静脈瘻(AVF)の配置は、このコホート3の間で依然として好ましい透析アクセスオプションです。しかし、血液透析患者の約30%〜60%は、臨床的にアクセス関連手機能障害(ARHD)として定義される一連の手の障害を経験しています。ARHDの症状は、脱力感や協調障害から単麻痺や指神経疽までさまざまであり、AVFの作成後早期に発生するか、瘻孔の成熟とともに徐々に発症する可能性があります。さらに、ARHDはESRD治療スケジュールを複雑にし、生活の質の低下、心血管疾患のリスクの高さ、および死亡率の増加に関連しています2,3,4

AVF作成後の血行力学的変化によって誘発される血管リモデリングを研究するために、いくつかの動物モデルが開発されています56789101112131415腸骨または大腿骨AVF 16,17,18,19,20の大型動物モデル、および頸動脈頸静脈吻合または腎下大動脈-下大静脈瘻形成のいずれかを使用するげっ歯類モデルは、AVFの成熟と開存性の前述の側面を調べるために十分に確立されています21.たとえば、静脈高血圧、管腔径の増加、および静脈壁の厚さの増加は、AVF成熟の成功の兆候ですが、流れの変化のない中膜の実質的な線維症および内膜過形成または血栓の発達は、AVF障害を特徴付けることがよくあります6,15。しかし、大型動物モデルはマウスモデルの実験的柔軟性またはトランスジェニック能力を欠いているが、現在のげっ歯類モデルは、解剖学的位置および/または関連する四肢病理の欠如のいずれかのためにARHDの調査を容易に促進しない。実際、関連する臨床表現型を再現する確立された前臨床動物モデルがないため、症候性ARHD患者の数が徐々に増加しているにもかかわらず、病態生物学的メカニズムを解明し、新しい治療戦略を開発するための研究の進歩は停滞したままです。したがって、この研究の主な目的は、ARHDのユニークなマウスモデルを導入し、AVF顕微手術の手順とAVF関連の病態生理学の特性評価を提供することです。

Protocol

すべての手順は、フロリダ大学の施設動物管理および使用委員会(IACUC)およびマルコムランドール退役軍人医療センターによって承認されました。 注:若年成人(8〜10週齢)のオスC57BL / 6Jマウスは、ジャクソン研究所から購入し、光(12時間の光:12時間の暗サイクル)、温度(22°C±1°C)、および湿度(50%±10%)の制御された動物施設に収容しました。ケージ(幅:18 cm x 長さ:29 cm x 高さ:1…

Representative Results

アデニン食に曝露された動物は、カゼインベースの固形飼料を投与された動物と比較して、糸球体濾過率が低下し(対照:441.3±54.2μL/分対CKD:165.1±118.3μL /分、p < 0.05)、血清血中尿素窒素レベルが上昇した(対照:20.39 ± 4.2 μL/分 対 CKD:38.20 ± 10.65 μL/min、p < 0.05)カゼインベースの固形物を投与された動物と比較して、動静脈瘻手術前の腎不全の存在が確認されました。 <p class="jove_con…

Discussion

AVF作成後のARHDの血液透析患者の有病率は増加し続けています30,31。実際、痛み、脱力感、感覚異常、および/または可動域の減少などの未解決の症状性合併症4,32,33は、患者の健康に悪影響を及ぼし4、32、33、3435、…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

腸骨AVFモデルの開発と外科トレーニングに関する技術サポートを提供してくれたフロリダ大学血管外科および血管内治療部門のGuanyi Lu博士と、ライブ顕微手術画像を取得するための技術サポートを提供してくれたフロリダ大学応用生理学および運動学部のRaviKumarに心から感謝します。

この研究は、国立衛生研究所および国立心臓、肺、血液、研究所番号R01-HL148697(STSへ)、および米国心臓協会の助成金番号POST903198(KKへ)からの助成金によって支援されました。

Materials

0.15% Adenine diet ENVIGO TD.130899 20% casein, 0.15% adenine, 0.9% P
0.2% Adenine diet ENVIGO TD.130900 20% casein, 0.2% adenine, 0.9% P
10-0 Nylon suture AD surgical XXS-N1005T4
29 G needle syringes Exel International 14-841-32
31 G needle syringes Advocate U-100 insulin syringe
4-0 silk suture AD surgical S-S41813
45-degree angled dumont forceps Fine Science Tools 11253-25
5-0 PGA suture AD surgical PSGU-518R13
6-0 silk suture AD surgical S-S618R13
Absorbable gelatin sponge ETHICON 1975
Alcohol preps Covidien 5110-cs4000 70% isopropyl alcohol
Buprenorphine NA NA 0.01 g/mL
C57BL6/J mice Jaxon Laboratory
Casein diet ENVIGO TD.130898 20% casein, 0.9% P
Cotton swabs CONSTIX SC-9 Medium single-ended round cotton swab
Cotton swabs CONSTIX SC-4 Small double-ended hard, sharp, pointed cotton swab
Curity non-woven sponges (2×2) Covidien 9022
Curved Vannas spring scissors Fine Science Tools 15001-08
Doppler ultrasound VisualSonics Vevo 2100
Extra fine graefe forceps Fine Science Tools 11150-10 2 pairs
Eye lubricant CLCMEDICA Optixcare eye lube
Heparin (5000 U/mL) National Drug Codes List 63739-953-25 100 IU/mL
Hot bead sterilizer Fine Science Tools 18000-50
Low-temperature cautery Bovie AA04
Pen trimmer Wahl 5640-600
Powder-free surgical gloves Ansell 7824PF
Round handled needle holders Fine Science Tools 12076-12
Sterile towel drape Dynarex DY440-MI
Sterilized 0.9% saline National Drug Codes List 46066-807-25
Straight dumont forceps Fine Science Tools 11253-20
Straight needle holder Fine Science Tools FST 12001-13
Straight vannas spring scissors Fine Science Tools 25001-08
TrizChLOR4 National Drug Codes List 17033-279-50

Referências

  1. Gameiro, J., Ibeas, J. Factors affecting arteriovenous fistula dysfunction: a narrative review. The Journal of Vascular Access. 21 (2), 134-147 (2020).
  2. Culleton, B. F., Asola, M. R. The impact of short daily and nocturnal hemodialysis on quality of life, cardiovascular risk and survival. Journal of Nephrology. 24 (4), 405 (2011).
  3. Huber, T. S., et al. Access-related hand ischemia and the hemodialysis fistula maturation study. Journal of Vascular Surgery. 64 (4), 1050-1058 (2016).
  4. Rehfuss, J. P., et al. The spectrum of hand dysfunction after hemodialysis fistula placement. Kidney International Reports. 2 (3), 332-341 (2017).
  5. Caplice, N. M., et al. Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 293 (2), 470-475 (2007).
  6. Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).
  7. Croatt, A. J., et al. Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).
  8. Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice. Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).
  9. Kojima, T., et al. The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model. Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).
  10. Misra, S., et al. The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).
  11. Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat. The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).
  12. Nath, K. A., et al. The murine dialysis fistula model exhibits a senescence phenotype: pathobiological mechanisms and therapeutic potential. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (5), 1493-1499 (2018).
  13. Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), 1718-1725 (2013).
  14. Yang, S. T., et al. Adult mouse venous hypertension model: common carotid artery to external jugular vein anastomosis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e50472 (2015).
  15. Wong, C. Y., et al. A novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53294 (2016).
  16. Krishnamoorthy, M. K., et al. Anatomic configuration affects the flow rate and diameter of porcine arteriovenous fistulae. Kidney International. 81 (8), 745-750 (2012).
  17. Wang, Y., et al. Venous stenosis in a pig arteriovenous fistula model-anatomy, mechanisms and cellular phenotypes. Nephrology Dialysis Transplantation. 23 (2), 525-533 (2008).
  18. Loveland-Jones, C. E., et al. A new model of arteriovenous fistula to study hemodialysis access complications. The Journal of Vascular Access. 15 (5), 351-357 (2014).
  19. Nugent, H. M., et al. Perivascular endothelial implants inhibit intimal hyperplasia in a model of arteriovenous fistulae: a safety and efficacy study in the pig. Journal of Vascular Research. 39 (6), 524-533 (2002).
  20. Butterfield, A. B., et al. Inverse effect of chronically elevated blood flow on atherogenesis in miniature swine. Atherosclerosis. 26 (2), 215-224 (1977).
  21. Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. The American Journal of Pathology. 164 (1), 81-89 (2004).
  22. Berru, F. N., et al. Chronic kidney disease exacerbates ischemic limb myopathy in mice via altered mitochondrial energetics. Scientific Reports. 9 (1), 15547 (2019).
  23. Khattri, R. B., Thome, T., Ryan, T. E. Tissue-specific 1H-NMR metabolomic profiling in mice with adenine-induced chronic kidney disease. Metabolites. 11 (1), 45 (2021).
  24. Thome, T., et al. Impaired muscle mitochondrial energetics is associated with uremic metabolite accumulation in chronic kidney disease. Journal of Clinical Investigation Insight. 6 (1), 139826 (2021).
  25. Kim, K., et al. Development of a murine iliac arteriovenous fistula model for examination of hemodialysis access-related limb pathophysiology. Journal of Vascular Surgery-Vascular Science. 2, 247-259 (2021).
  26. Castro, B., Kuang, S. Evaluation of muscle performance in mice by treadmill exhaustion test and whole-limb grip strength assay. Bio-protocol. 7 (8), 2237 (2017).
  27. Kim, K., et al. Skeletal myopathy in CKD: a comparison of adenine-induced nephropathy and 5/6 nephrectomy models in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 321 (1), 106-119 (2021).
  28. Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 20 (7), 946-950 (2009).
  29. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  30. Bello, A. K., et al. Assessment of global kidney health care status. Journal of the American Medical Association. 317 (18), 1864-1881 (2017).
  31. Levin, A., et al. Global kidney health 2017 and beyond: a roadmap for closing gaps in care, research, and policy. The Lancet. 390 (10105), 1888-1917 (2017).
  32. Hassabi, M., et al. Comparing strength and range of motion of the upper limb with AV fistula access with the contralateral upper limb among patients treated with hemodialysis. Researcher Bulletin of Medical Sciences. 22 (1), 1 (2017).
  33. Capitanini, A., Galligani, C., Lange, S., Cupisti, A. Upper limb disability in hemodialysis patients: evaluation of contributing factors aside from amyloidosis. Therapeutic Apheresis and Dialysis. 16 (3), 242-247 (2012).
  34. Altintepe, L., et al. Physical disability, psychological status, and health-related quality of life in older hemodialysis patients and age-matched controls. Hemodialysis International. 10 (3), 260-266 (2006).
  35. Castaneda, C., et al. Resistance training to reduce the malnutrition-inflammation complex syndrome of chronic kidney disease. American Journal of Kidney Diseases. 43 (4), 607-616 (2004).
  36. Hurton, S., et al. Upper extremity complications in patients with chronic renal failure receiving haemodialysis. Journal of Renal Care. 36 (4), 203-211 (2010).
  37. Mazumder, M. K., Giri, A., Kumar, S., Borah, A. A highly reproducible mice model of chronic kidney disease: Evidences of behavioural abnormalities and blood-brain barrier disruption. Life Sciences. 161, 27-36 (2016).
  38. Jia, T., et al. A novel model of adenine-induced tubulointerstitial nephropathy in mice. BioMed Central Nephrology. 14, 116 (2013).
  39. Kieswich, J. E., et al. A novel model of reno-cardiac syndrome in the C57BL/ 6 mouse strain. BioMed Central Nephrology. 19 (1), 346 (2018).
  40. Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. Aortocaval fistula in rat: a unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 729497 (2011).
  41. Brower, G. L., Levick, S. P., Janicki, J. S. Inhibition of matrix metalloproteinase activity by ACE inhibitors prevents left ventricular remodeling in a rat model of heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3057-3064 (2007).
  42. Francis, B. N., Abassi, Z., Heyman, S., Winaver, J., Hoffman, A. Differential regulation of ET (A) and ET (B) in the renal tissue of rats with compensated and decompensated heart failure. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44, 362-365 (2004).
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Kim, K., Anderson, E. M., Fazzone, B. J., O’Malley, K. A., Berceli, S. A., Ryan, T. E., Scali, S. T. A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction. J. Vis. Exp. (183), e63892, doi:10.3791/63892 (2022).

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