Summary
Die Bedeutung von kleinen Kolonien bei der Arzneimittelresistenz von Candida spp. ist noch nicht vollständig erforscht. Die antimikrobielle photodynamische Therapie (aPDT) bietet eine vielversprechende Strategie gegen arzneimittelresistente Pilzinfektionen. Diese Studie zeigt, dass die bengalisch vermittelte aPDT Candida glabrata effektiv deaktiviert und zierliche Kolonien induziert, was ein einzigartiges Verfahren darstellt.
Abstract
Mit einer Sterblichkeitsrate von 40 % bei Candidamie-Patienten stellen arzneimittelresistente Candida und ihre zierlichen Mutanten nach wie vor eine große Herausforderung für die Behandlung dar. Die antimikrobielle photodynamische Therapie (aPDT) zielt im Gegensatz zu Antibiotika/Antimykotika auf mehrere Pilzstrukturen ab und kann die Resistenz vereiteln. Traditionelle Methoden zur Induktion kleiner Völker beruhen auf Ethidiumbromid oder Fluconazol, die die Anfälligkeit von Medikamenten und Stressreaktionen beeinflussen können. In dieser Studie wurde die Anwendung von grünem Licht (Peak 520 nm) und Rose Bengal (RB) Photosensibilisator zur Bekämpfung eines arzneimittelresistenten Candida glabrata Isolats untersucht. Die Ergebnisse zeigten, dass die aPDT-Behandlung das Zellwachstum signifikant hemmte (≥99,9 % Reduktion) und die Bildung kleiner Kolonien effektiv induzierte, was sich in einer reduzierten Größe und einem Verlust der mitochondrialen Redoxindikatorfärbung zeigte. Diese Studie liefert erste Hinweise darauf, dass aPDT in vitro kleine Kolonien in einem multiresistenten C. glabrata-Stamm induzieren kann, was einen potenziell transformativen Ansatz zur Bekämpfung resistenter Pilzinfektionen bietet.
Introduction
Pilzinfektionen, insbesondere solche, die durch Candida albicans und zunehmend arzneimittelresistente Candida glabrata verursacht werden, stellen eine ernsthafte globale Bedrohung dar1. Diese Infektionen können tödlich sein, insbesondere für Krankenhauspatienten und Patienten mit geschwächtem Immunsystem. Die zunehmende Resistenz gegen Antimykotika bedroht die Kontrolle der invasiven Candidiasis, einer schweren Pilzinfektion mit hoher Mortalität, insbesondere durch Candida albicans2. Resistente Stämme behindern eine wirksame Behandlung, was sowohl die Komplexität als auch die Sterblichkeitsraten erhöhen kann. In Alameda County, Kalifornien, USA, ist C. glabrata die am weitesten verbreitete invasive Art3. Diese Verschiebung in der Prävalenz und Verbreitung von Candida-Arten kann durch die lokalen Gesundheitspraktiken, die Patientendemografie, den Einsatz von Antimykotika und die Prävalenz von Risikofaktoren für Candida-Infektionen beeinflusst werden.
Zierliche Mutanten in Candida, denen funktionelle Mitochondrien fehlen, zeigen, wie diese Organelle die Arzneimittelreaktion, Virulenz und Stressresistenz beeinflusst 4,5. C. glabrata bildet diese Kolonien bereitwillig und gewinnt an Empfindlichkeit gegenüber Polyenen, verliert sie aber an Azole6. Die Empfindlichkeit von Azolen und die Atmungsfunktion sind eng miteinander verknüpft, wobei eine verminderte Atmung über den Verlust der mitochondrialen DNA zu einer Resistenz führt7. Kleine Kolonien von C. glabrata mit Azolresistenz wurden aus menschlichen Stuhlproben eines Empfängers eines Knochenmarktransplantats, der sich einer Fluconazol-Behandlung unterzog8, und aus Blutkulturflaschen von Patienten mit Blutbahninfektionenisoliert 9. Ihre potenziellen Auswirkungen auf Arzneimittelresistenz, Virulenz und Stressreaktion unterstreichen ihre klinische Bedeutung. Darüber hinaus machen sie ihre unterschiedlichen Eigenschaften zu wertvollen Werkzeugen für die Untersuchung grundlegender Fragen der Mitochondrienbiologie5. Mit der fortschreitenden Forschung an zierlichen Mutanten werden sich ihre Anwendungen sowohl in der klinischen als auch in der Grundlagenforschung wahrscheinlich erweitern.
Diese Studie entdeckte, dass die photodynamische Therapie (PDT) winzige Kolonien in C. glabrata induzieren kann, wodurch das Methodenspektrum über die traditionellen Techniken der Exposition von C. glabrata gegenüber Ethidiumbromid oder Fluconazol hinaus erweitert wird.
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Protocol
1. Kultivierung von C. glabrata
HINWEIS: Für die Versuche wird ein multiresistentes C. glabrata (C2-1000907) verwendet, das gegen die meisten Antimykotika, einschließlich Fluconazol, resistent ist. Die Versuchsbedingungen müssen möglicherweise an den spezifischen Stamm angepasst werden, da es Unterschiede zwischen verschiedenen Stämmen geben kann. In allen Experimenten wurde Candida in logaritärer Phase verwendet, das bei 25 °C gezüchtet wurde (um eine natürliche Infektion nachzuahmen), um die Konsistenz zu gewährleisten. Das Fehlen von Hyphen bei C. glabrata vereinfacht die Quantifizierung im Vergleich zu C. albicans, die bei 37 °C Hyphen bildet10.
- Um eine Log-Phasen-Kultur von C. glabrata herzustellen, nehmen Sie eine einzelne Kolonie aus einer Agarplatte und geben Sie sie in ein Reagenzglas aus Glas mit 3 ml sterilem Hefe-Pepton-Dextrose-Medium (YPD) (siehe Materialtabelle). 14-16 h bei 25 °C unter Schütteln inkubieren (155 U/min, 45° Winkel, um die Luftdurchlässigkeit zum Medium zu erhöhen).
- Nach der Inkubation wird die Kultur mit frischem YPD steril auf einen OD600 von 0,1 verdünnt. 6 h bei 25 °C inkubieren und bei 155 U/min schütteln. Überprüfen Sie die logarithmische Phase von C. glabrata durch Messung des OD600. Streben Sie 0,65-1,00 an, was 1 × 10 7-1,5 × 107 Zellen/ml entspricht.
2. Induktion kleiner Kolonien durch Ethidiumbromid, Fluconazol und photodynamische Therapie
- Induktion von Ethidiumbromid petite colony
- Eine Hefesuspension auf einen OD600 von 0,1 (5 × 106 Zellen/ml) mit YPD auf ein Endvolumen von 3 mL einstellen, dann 30 μl Ethidiumbromid-Stamm (10 mg/ml) (siehe Materialtabelle) für eine Endkonzentration von 100 μg/ml hinzufügen.
- Die Hefesuspension über Nacht (16-18 h) bei 25 °C, 155 U/min, 45° Winkel inkubieren. Stellen Sie auf einen OD600 von 0,65 (1 × 107 Zellen/ml) ein. Führen Sie eine 10-fache Verdünnungsreihe in einer 96-Well-Platte durch, indem Sie 20 μl der angepassten Hefesuspension zu 180 μl PBS pro Well hinzufügen. Dadurch entstehen sechs Verdünnungen von 10-1 bis 10-5.
- Wählen Sie 4 Verdünnungsfaktoren (z. B. 100, 101, 102 und 103) und Platte 3 Tropfen (20 μl) auf jeweils 4 Quadranten von YPD-Agarplatten (dreifach).
- Die Platten über Nacht bei 37 °C inkubieren. Quadranten mit 5-80 Kolonien aus den zuvor gewählten Verdünnungen für die Färbung von Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)11 auswählen (siehe Schritt 3). Scannen Sie Platten mit 1200 dpi mit einem optischen 48-Bit-Vollfarbscanner.
- Induktion von Fluconazol petite colony
HINWEIS: Um den Prozess zu beschleunigen, verwenden Sie T3-Zellen (eine Mischung aus normalen und zierlichen Zellen, die nach 3 RB-PDT-Behandlungen gewonnen wurden; siehe Schritt 2.3) für die Fluconazol-induzierte Bildung einer kleinen Kolonie. Dies liegt daran, dass die Standardbehandlung in der Regel zu einer langsameren Bildung führt.- Eine Hefezellsuspension wie in Schritt 2.1.1 beschrieben vorbereiten und anpassen.
- Über Nacht (16-18 h) bei 25 °C inkubieren. Stellen Sie den OD600 wieder auf 0,1 ein.
- 1 ml der eingestellten Suspension in ein steriles 5-ml-Röhrchen überführen.
- Tauchen Sie ein steriles Wattestäbchen (15 cm lang, mit einer Spitze von 0,9 cm x 2,6 cm, siehe Materialtabelle) in die Hefesuspension, achten Sie dabei auf den Kontakt mit dem Röhrchenboden und drehen Sie, um überschüssige Flüssigkeit von der Röhrchenwand zu entfernen.
- Bereiten Sie die Platten in der Haube mit Mueller-Hinton-Agar vor (siehe Materialtabelle).
- Tupfen Sie die Watte auf dem Agar hin und her, drehen Sie sie zweimal um 60° und tupfen Sie dann den Umfang ab, um eine gleichmäßige Abdeckung zu gewährleisten.
- Sterilisieren Sie die Pinzette 1-2 s lang über einer Flamme, lassen Sie sie kurz abkühlen und nehmen Sie dann die leeren Scheiben auf.
- Teilen Sie die Platte mit einem Marker in drei gleich große Sektoren. Legen Sie eine leere Scheibe in die Mitte jedes Sektors.
- 12,5 μl Fluconazol-Stamm (2 mg/ml, siehe Materialtabelle) auf jede Platte (25 μg/Platte) geben, gründlich mischen, um Blasen zu vermeiden, und 20-24 h bei 37 °C inkubieren.
- Führen Sie die TTC-Färbung durch (siehe Schritt 3). Scannen Sie Platten mit 1200 dpi mit einem optischen 48-Bit-Vollfarbscanner.
- PDT Induktion kleiner Völker
HINWEIS: Verschiedene Pilze können nach der PDT eine unterschiedliche Anzahl von kleinen Kolonien produzieren. Einige Stämme produzieren möglicherweise überhaupt keine.- Bereiten Sie das aPDT-System vor.
HINWEIS: Das Einrichtungsverfahren für das aPDT-Systemgerät folgt der von Hung et al.12 beschriebenen Methode. Kurz gesagt, das aPDT-System besteht aus einem grünen LED-Array mit einem Peak bei 520 nm (siehe Materialtabelle), das Licht von unten mit guter Ausrichtung auf jedes Well einer 96-Well-Platte ausstrahlt. - Die Hefezellsuspension im YPD-Medium wird auf einen OD600 von 0,65 (ca. 1 × 107 Zellen/ml) eingestellt.
- Mischen Sie 1 ml der Hefesuspension mit 111 μl 2 % rosa Bengalen (RB, Abbildung 1) (siehe Materialtabelle) in einem Röhrchen mit rundem Deckel, um eine endgültige RB-Konzentration von 0,2 % zu erhalten. Die Mischung 15 min lang bei 25 °C inkubieren und dabei in einem 45°-Winkel bei 155 U/min drehen.
- Übertragen Sie die Mischung in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie sie bei 16.100 x g für 2,5 min (bei Raumtemperatur).
- Entsorgen Sie den Überstand und kratzen Sie das Rohr vorsichtig fünfmal über den Haubenboden, um das Pellet wieder aufzuhängen.
- Waschen Sie die Suspension viermal mit 1x PBS, um alle RB zu entfernen. Nach jeder Wäsche folgt die Resuspension des Pellets mit kurzem Vortexen oder Pipettieren für eine gründliche Resuspension.
- Nach der letzten Wäsche 1000 μl PBS hinzufügen. Die Lösung hat eine hellrosa Farbe. Übertragen Sie 200 μl der gewaschenen RB-beladenen Hefesuspension in jede der drei Vertiefungen in einer 96-Well-Platte (dreifach).
- Positionieren Sie die 96-Well-Platte auf dem photodynamischen Lichtsystem mit LED-Lampen, die grünes Licht von unten ausstrahlen. Schalten Sie die Raumbeleuchtung aus, um eine gleichmäßige Ausleuchtung zu gewährleisten und Störungen zu vermeiden. Aktivieren Sie das LED-Lichtsystem, um die PDT-Dosis von 4,38 J/cm2 über 2 Minuten abzugeben; Stellen Sie sicher, dass das System ordnungsgemäß auf die Bohrlöcher ausgerichtet ist.
- Nach der Bestrahlung die Hefesuspension in einer 96-Well-Platte verdünnen. Geben Sie 20 μl Hefesuspension in eine Vertiefung mit 180 μl PBS, wodurch eine 10-fache Verdünnung entsteht. Wiederholen Sie den Vorgang für die verbleibenden Verdünnungen, um einen Bereich von 10-1 bis 10-5 zu erreichen.
- Wählen Sie vier Verdünnungsfaktoren (z. B. 10-2 bis 10-5) basierend auf der Anpassung der Hefezellkonzentration.
- Für jeden Verdünnungsfaktor 3 Tropfen (je 20 μl) pro Quadranten auf YPD-Agarplatten aufschlagen.
- Nachdem die Hefesuspension vollständig resorbiert wurde, ca. 10 min von den Agarplatten, invertieren und über Nacht bei 37 °C inkubieren.
- Definieren Sie T0 als die elterliche Kontrolle C. glabrata ohne PDT-Behandlung. Bereiten Sie T0-Pilze in der logarithmischen Wachstumsphase wie oben beschrieben vor und setzen Sie sie 4,38 J/cm 2 grünem Licht in Gegenwart von 0,2 % RB aus. Diese PDT-Bedingung hemmt konsequent 3 bis 3,5 log Pilzwachstum.
- Kennzeichnen Sie die überlebenden Pilze als T1 und setzen Sie sie erneut der gleichen PDT-Dosis aus, nachdem sie in vitro zu einer logarithmischen Wachstumsphase expandiert wurden. Die nach der zweiten PDT überlebten Pilze werden als T2 usw. bezeichnet.
- Wählen Sie am nächsten Tag Quadranten mit einer Koloniezahl zwischen 5 und 80. Zählen Sie die Anzahl der Kolonien in jedem Quadranten und berechnen Sie den Titer mit der folgenden Formel: Koloniebildende Einheit (KBE)/ml = Anzahl der Kolonien (Durchschnitt des Dreifachs) × Verdünnungsfaktor × 50.
- Führen Sie die TTC-Färbung durch (siehe Schritt 3). Scannen Sie die Platte wie zuvor beschrieben (Schritt 2.2).
- Bereiten Sie das aPDT-System vor.
3. Analyse der mitochondrialen Funktion (TCC-Färbetest)
HINWEIS: TTC ist ein Redoxindikator und ein Elektronenakzeptor. Es färbt sich rot, wenn weiße Verbindungen durch Elektronen11 gebrochen werden. Es ist zu beachten, dass nicht alle Zellen notwendigerweise innerhalb von 24 Stunden nach der Kultur auf einer Agarplatte sichtbare Kolonien bilden. Kolonien mit funktionellen Mitochondrien färben sich rot, während Kolonien mit nicht-funktionellen Mitochondrien weiß bleiben. Dies ermöglicht die Differenzierung zwischen Kolonien mit unterschiedlicher mitochondrialer Funktionalität.
- Nach der Behandlung verdünnen Sie Candida-Suspensionen auf YPD-Agarplatten entsprechend der gewünschten Zelldichte, um unterschiedliche Kolonien für eine einfache Visualisierung und Färbung zu erhalten.
- Nach 24 h Wachstum bei 37 °C bilden sich aus einer einzigen Zelle sichtbare Kolonien. Pipettieren Sie 20 μl 20 % TTC direkt in die Mitte jeder Kolonie.
- Nach vollständiger Resorption, ca. 10 min TTC durch die Völker, inkubieren Sie bei 37 °C für 30-40 min.
4. Wachstumskinetik von normalem und zierlichem C. glabrata
HINWEIS: Drei Hefestämme wurden verglichen: C. glabrata C2-1000907 T0 (klinisches Isolat ohne PDT-Behandlung), T3n (C. glabrata C2-1000907 nach 3 aufeinanderfolgenden RB-PDT-Kolonien mit einem durchschnittlichen Durchmesser von 1,5 ± 0,8 mm, ähnlich den Elternzellen) und T3p (kleine Kolonien von C. glabrata C2-1000907 nach 3 aufeinanderfolgenden RB-PDT).
- Die Hefezellsuspension in YPD-Medium wird in einem 3-ml-Röhrchen auf einen OD600 von 0,1 (5 × 106 Zellen/ml) eingestellt.
- Messen Sie den OD600 der statischen Kultur automatisch alle 20 Minuten mit dem Multi-Mode-Mikroplatten-Reader (siehe Materialtabelle) für 24 Stunden.
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Representative Results
Die Daten werden als Mittelwert mit ± Standardfehler dargestellt und stammen aus drei unabhängigen Experimenten mit mindestens dreifachen Werten in jeder Gruppe. Experimentelle Daten, einschließlich Koloniezahlen, OD600-Messungen und TTC-Färbeergebnisse, wurden grafisch dargestellt und mit Hilfe von Grafiken und statistischer Software statistisch analysiert (siehe Materialtabelle). Zur Analyse der Daten wurde eine unidirektionale ANOVA oder ein t-Test verwendet, und ein p-Wert <0,05 wurde als signifikant angesehen. Das Scannen wurde mit einem optischen 48-Bit-Vollfarbscanner mit einer Auflösung von 1200 dpi durchgeführt, und die anschließenden Messungen der Koloniedurchmesser wurden mit der ImageJ-Software durchgeführt.
Wie in den Wachstumskurven in Abbildung 2 dargestellt, zeigten zierliche Mutanten von C. glabrata C2-1000907 (T3p) ein langsameres Wachstum im Vergleich zu den unbehandelten Elternpilzen normaler Größe (T0). Wenn C. glabrata 15 Minuten lang mit 0,2 % RB gemischt und 4,38 J/cm2 grünem Licht ausgesetzt wurde (PDT-Behandlung), verringerte sich der Titer der Pilze von 107,5 KBE/ml auf 104,5 KBE/ml (mindestens 3 log, Abbildung 3) im Vergleich zur Kontrollgruppe (nur RB), die eine Zelldichte von etwa 107 KBE/ml aufwies. Zusätzlich wurden nach aPDTs zierliche Kolonien beobachtet. Diese zierlichen Kolonien hatten eine durchschnittliche Größe von 0,4 mm ± 0,25 mm anstelle der üblichen Größe von 1,5 mm ± 0,8 mm (Abbildung 4A). Kleine Kolonien mit mitochondrialer Dysfunktion können nach Färbung mit 20% TTC anhand ihrer Größe und Farbe identifiziert werden. Die zierlichen Kolonien, die eine weiße Farbe beibehielten (Abbildung 3B, weiße Pfeile), wiesen eine mitochondriale Dysfunktion auf, während einige kleinere rot gefärbte Kolonien und normal große Kolonien eine normale mitochondriale Funktion behielten (Abbildung 4B). Das traditionelle DNA-Interkalationsmittel Ethidiumbromid (Abbildung 4C) und Fluconazol (Abbildung 4D) können effektiv kleine Mutanten von Candida induzieren. Die Scheibendiffusion ist eine einfache Methode, um die Empfindlichkeit von Pilzen für Arzneimittel zu definieren. In Abbildung 4D umgab eine klare kreisförmige Zone ohne Wachstum die Fluconazol-Scheibe mit 25 μg Fluconazol in der T0-Kultur (ohne PDT), was auf eine geringere Arzneimittelresistenz bei diesem Elternpilz hinweist. Nichtsdestotrotz wird C . glabrata C2-1000907 durch die minimale Hemmungskonzentration gegenüber Fluconazol (Daten nicht gezeigt) und den Durchmesser der klaren Zone immer noch als resistenter Stamm definiert. In der T3-Kultur bildeten sich viele zierliche Kolonien in der Nähe der Scheibe (Pfeil, unteres Bild), was auf eine Arzneimittelresistenz nach drei wiederholten PDT-Behandlungen hindeutet.
Abbildung 1: Molekulare Struktur der Rose Bengal (RB). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Wachstumskurven von C. glabrata C2-1000907 24 h nach repetitiver RB-PDT. Die Wachstumskurven wurden für drei Stämme verglichen: C. glabrata C2-1000907 T0 (naive Elternzellen), T3n (Kolonien mit normaler Größe nach 3 wiederholten Behandlungen) und T3p (kleine Kolonien nach 3 wiederholten Behandlungen). Im Vergleich zu T0 und T3n zeigten T3p-Kolonien eine signifikant langsamere Wachstumsrate (n = 3, p < 0,05). Alle Zellen werden in YPD-Medium gezüchtet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Wachstumshemmung von C. glabrata C2-1000907 nach aPDT. Eine einzige aPDT-Behandlung mit einer Lichtdosis von 4,38 J/cm² und 0,2 % RB hemmte das Wachstum von C. glabrata C2-1000907 signifikant um 3 logs im Vergleich zur naiven Kontrolle (p < 0,0001, ungepaarter t-Test). Die Fehlerbalken stellen den Mittelwert ± SEM dar, die Daten wurden aus 3 unabhängigen Experimenten zusammengefasst. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Analyse der mitochondrialen Dysfunktion mittels Triphenyltetrazoliumchlorid (TCC)-Färbung. (A) C. glabrata C2-1000907, 24 h nach aPDT-Behandlung (0,2 % RB, 4,38 J/cm² grünes Licht), zeigte eine bimodale Koloniegrößenverteilung mit großen (1,5 mm ± 0,8 mm) und kleinen (zierlichen) Kolonien (0,4 mm ± 0,25 mm). (B) Die TCC-Färbung zeigte, dass die großen Kolonien funktionsfähig waren, da sie rot wurden, während die zierlichen Kolonien nicht funktionsfähig waren, da sie weiß blieben. (C) Kleine Kolonien wurden auch durch die Behandlung mit Ethidiumbromid (100 μg/ml für 30-40 min) und (D) Fluconazol (25 μg/ml) induziert. Eine klare zirkuläre Zone ohne Wachstum umgab die Fluconazol-Scheibe mit 25 μg Fluconazol in der T0-Kultur (ohne PDT), was auf eine Anfälligkeit hinweist. In der T3-Kultur bildeten sich viele zierliche Kolonien in der Nähe der Scheibe (Pfeil, unteres Bild), was auf eine Arzneimittelresistenz nach drei wiederholten PDT-Behandlungen hindeutet. Maßstabsleisten: 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Diese Studie enthüllt PDT als die erste berichtete Methode zur Induktion der Bildung kleiner Kolonien in Candida und übertrifft damit die etablierten Wirkungen von Ethidiumbromid und Fluconazol. Diese neuartige Beobachtung erfordert weitere Untersuchungen, um ihre Auswirkungen sowohl auf die Pilzausrottung durch Verringerung der Virulenz als auch auf das Auftreten von Resistenzmechanismen zu entschlüsseln.
Die RB-vermittelte PDT hemmt effektiv das Wachstum von C. glabrata, was auf einen möglichen alternativen Behandlungsansatz für Candida-Infektionen hindeutet. Als lichtaktivierter Photosensibilisator produziert RB Singulett-Sauerstoff und reaktive Sauerstoffspezies (ROS), wenn es einer bestimmten Wellenlänge ausgesetzt wird. Dieser oxidative Stress führt zu einer Schädigung essentieller zellulärer Komponenten wie Lipide, Proteine und Nukleinsäuren13, was zu einer mitochondrialen Dysfunktion führt, wie in der vorliegenden Studie gezeigt wurde. Dies macht es für Candida schwierig, durch herkömmliche Mechanismen, die bei Standard-Antimykotika beobachtet werden, eine Resistenz zu entwickeln.
Die drei in dieser Studie verwendeten Hefestämme T0, T3n und T3p weisen unterschiedliche Wachstumsmuster auf. T0 bleibt unbehandelt, während T3n und T3p dreimal einer RB-PDT unterzogen werden. T3n weist normal große Kolonien auf, während T3p zierliche Kolonien aufweist. Das langsamere Wachstum der zierlichen Kolonien kann auf Veränderungen der zellulären Energie und des Stoffwechsels hinweisen. Der kleine Phänotyp, der oft mit einer mitochondrialen Dysfunktioneinhergeht 4, könnte zu einer Beeinträchtigung der aeroben Atmung führen und somit die gesamte Wachstumskinetik beeinflussen. Die Beeinträchtigung der aeroben Atmung in kleinen Kolonien kann ihre Virulenz, ihre Anfälligkeit für Medikamente oder ihre Fähigkeit, in verschiedenen Umgebungen zu überleben, beeinträchtigen. Diese Verbindung birgt potenzielle klinische Implikationen und bietet Wege für zukünftige Forschungsrichtungen.
Ethidiumbromid, ein DNA-Interkalationsmittel, hemmt die mitochondriale DNA-Synthese und baut die vorhandene mitochondriale DNA ab, wodurch Candida in kleine Kolonien mit mitochondrialer Dysfunktion verwandeltwerden 14. Fluconazol, das häufig zur Behandlung von Candida-Infektionen eingesetzt wird, kann bei C. glabrataeine Arzneimittelresistenz und die Entwicklung kleiner Kolonien induzieren 6. Petite-Mutanten können durch die Aktivierung des Transkriptionsfaktors PDR1 und seine Regulation der Gene CDR1 und CDR2 eine Azolresistenz aufweisen15. Darüber hinaus ist die mitochondriale Funktion aufgrund des teilweisen oder vollständigen Verlusts der mitochondrialen DNA beeinträchtigt16.
Die PDT hat sich als wirksam bei der Verringerung der bakteriellen Virulenz17, der Induktion der Anfälligkeit für Antibiotika18 und der Verringerung der Biofilmbildung19 bei Bakterien erwiesen. Studien zur PDT gegen Pilzinfektionen sind begrenzt20. Diese Entdeckung wirft faszinierende Fragen darüber auf, wie RB-PDT die Mitochondrien bei C. glabrata beeinflusst. Um vollständig zu verstehen, wie sich RB-PDT auf Hefezellen auswirkt, ist es entscheidend, die molekularen Mechanismen zu verstehen, die Wachstumsschwankungen verursachen. Zierliche Mutanten, die durch PDT induziert werden, sind jedoch derzeit zu wenig untersucht, und ihre detaillierten mechanistischen Grundlagen sind noch unklar. Weitere Untersuchungen sind erforderlich, um festzustellen, ob es Unterschiede zwischen kleinen Kolonien gibt, die mit verschiedenen Methoden gebildet wurden. Zu verstehen, wie sich Petites bei Candida-Arten bilden, ist wichtig, um die Beziehung zwischen mitochondrialer Funktion und Pathogenität zu untersuchen. Darüber hinaus können zierliche Mutanten als Modell für die Erforschung von Resistenzmechanismen gegen Antimykotika dienen.
Die vorliegende Studie liefert zwar wertvolle Einblicke in die Auswirkungen der RB-vermittelten PDT auf C. glabrata und die Entstehung zierlicher Kolonien, weist aber gewisse Einschränkungen auf, die berücksichtigt werden sollten. Erstens konzentrierte sich die Studie in erster Linie auf In-vitro-Experimente, und die Übertragung dieser Ergebnisse in das klinische Umfeld rechtfertigt weitere Untersuchungen. Darüber hinaus müssen die spezifischen molekularen Mechanismen, die der Bildung kleiner Kolonien nach RB-PDT zugrunde liegen, und ihre potenziellen Auswirkungen auf die Resistenz von Antimykotika eingehender untersucht werden. Während die Studie die Wachstumsmuster verschiedener Hefestämme verglich, könnten zusätzliche molekulare und genetische Analysen ein tieferes Verständnis der metabolischen und genetischen Veränderungen liefern, die mit der Bildung kleiner Bienenvölker verbunden sind.
Darüber hinaus wurde die potenzielle Variabilität des Ansprechens auf RB-PDT zwischen verschiedenen klinischen Isolaten von C. glabrata in dieser Studie nicht berücksichtigt, was die Notwendigkeit breiterer stammspezifischer Untersuchungen unterstreicht. Zukünftige Studien, die sich mit diesen Einschränkungen befassen, werden für ein umfassenderes Verständnis der Auswirkungen der RB-vermittelten PDT und der Entstehung kleiner Kolonien im Zusammenhang mit antimykotischen Behandlungsstrategien von entscheidender Bedeutung sein.
Zusammenfassend zeigt diese Untersuchung, dass aPDT kleine Mutanten von C. glabrata (C2-1000907) mit eingeschränkter mitochondrialer Funktion induziert. Dieser einzigartige Mechanismus könnte eine neue Methode für antimykotische Studien bieten. Der genaue Wirkmechanismus, der PDT-induzierten kleinen Kolonien zugrunde liegt, muss noch aufgeklärt werden, und die Erforschung potenzieller Unterschiede zu anderen Methoden wird für die Optimierung therapeutischer Strategien von entscheidender Bedeutung sein.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde vom Ministerium für Wissenschaft und Technologie, Taiwan [MOST 110-2314-B-006-086-MY3], der National Cheng Kung University [K111-B094], [K111-B095], dem National Cheng Kung University Hospital, Taiwan [NCKUH-11204031], [NCKUMCS2022057] finanziert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22 μm filter | Merck, Taipei, Taiwan | Millex, SLGVR33RS | |
| 1.5 mL microfuge tube | Neptune, San Diego, USA | #3745 | |
| 20% Triphenyltetrazolium chloride (TTC) | Sigma-Aldrich, MO, USA | T8877 | |
| 5 mL polypropylene round bottom tube | Corning, AZ, USA | 352059 | |
| 5 mL round-bottom tube with cell strainer cap | Corning, AZ, USA | Falcon, #352235 | |
| 96-well plate | Alpha plus, Taoyuan Hsien, Taiwan | #16196 | |
| Agar | BRS, Tainan, Taiwan | AG012 | |
| Blank disk | Advantec, Tokyo, Japan | 49005040 | |
| Centrifuge | Eppendorf, UK | 5415R | |
| Ethidium bromide solution | Sigma-Aldrich, MO, USA | E1510 | |
| Fluconazole, 2 mg/mL | Pfizer, NY, USA | BC18790248 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Version 7.0 | |
| Green light emitting diode (LED) strip | Nanyi electronics Co.,Ltd, Tainan, Taiwan | 5050 | Excitation wave: 500~550 nm |
| Low Temperature. shake Incubators | Yihder, Taipei, Taiwan | LM-570D (R) | |
| Mouth care cotton swabs | Good Verita Enterprise, Taipei, Taiwan | 161357 | |
| Muller Hinton II agar | BD biosciences, California, USA | 211438 | |
| Multimode microplate reader | Molecular Devices | SpectraMax i3x | |
| OD600 spectrophotometer | Biochrom, London, UK | Ultrospec 10 | |
| Rose Bengal | Sigma-Aldrich, USA | 330000 | stock concentration 40 mg/mL = 4%, prepare in PBS, stored at 4 °C |
| Sterilized glass tube | Sunmei, Tainan, Taiwan | AK45048-16100 | |
| Yeast Extract Peptone Dextrose Medium | HIMEDIA, India | M1363 |
References
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