JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biology

تحليل الاكسدة في الزرد الأجنة

Published: July 07, 2014
doi:
10.3791/51328
, ,
1Department of Molecular Biotechnology and Health Science,University of Torino, 2Laboratory of Endothelial Molecular Biology,Vesalius Research Center, VIB

Summary

Here we report a protocol to measure oxidative stress in living zebrafish embryos. This procedure allows reactive oxygen species (ROS) detection in both whole embryo tissues and single-cell populations. This protocol will accomplish both qualitative and quantitative analyses.

Abstract

مستويات عالية من أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) قد يسبب تغييرا في دولة الأكسدة الخلوية نحو حالة الاكسدة. يسبب هذا الوضع أكسدة الجزيئات (الدهون والحمض النووي، والبروتين)، ويؤدي إلى موت الخلية. الاكسدة كما يؤثر على تطور العديد من الحالات المرضية مثل مرض السكري، retinopathies، تنكس عصبي، والسرطان. وبالتالي، فمن المهم تحديد الأدوات اللازمة لتحقيق ظروف الإجهاد التأكسدي ليس فقط على مستوى الخلايا واحد ولكن أيضا في سياق الكائنات كلها. هنا، ونحن نعتبر الجنين الزرد باعتبارها مفيدة في نظام الجسم الحي لأداء مثل هذه الدراسات وتقديم بروتوكول لقياس الإجهاد التأكسدي في الجسم الحي. الاستفادة من الفلورسنت تحقيقات ROS وخطوط الفلورسنت المعدلة وراثيا الزرد، ونحن نطور طريقتين مختلفتين لقياس الاكسدة في الجسم الحي: ط) و"الجنين كله طريقة ROS-كشف" لقياس النوعية من الاكسدة والثاني) ل"وحيدة الخلية ROS طريقة الكشف "عن القياسات الكمية من الاكسدة. هنا، علينا أن نظهر مدى فعالية هذه الإجراءات عن طريق زيادة الاكسدة في الأنسجة من قبل وكلاء أكسدة والأساليب الفسيولوجية أو وراثية. هذا البروتوكول هو قابلة للشاشات الوراثية إلى الأمام، وسوف تساعدك العلاقات عنوان السبب والنتيجة من ROS في النماذج الحيوانية من الأمراض المرتبطة الاكسدة مثل الاضطرابات العصبية والسرطان.

Introduction

يتم تعريف الاكسدة تحديدا كشرط التي تنتج من الأكسدة الخلوية دولة غير متوازن. في تفاعلات الأكسدة والاختزال التي تحدث بشكل روتيني معقدة داخل الخلايا تحديد للدولة الأكسدة الخلوية. تتكون تفاعلات الأكسدة والاختزال لجميع التفاعلات الكيميائية التي تتكون في نقل الإلكترونات بين الذرات من الجزيئات البيولوجية المنتجة والحد من أكسدة الجزيئات (أي تفاعلات الأكسدة والاختزال). وحفزت هذه التفاعلات حسب الأنواع تفعيلها إلكترونيا (أي الأنواع الموالية للأكسدة)، والتي تتميز عدم الاستقرار الهيكلي المدقع وتفعيل عفوية من الإلكترونات غير متوازن التي تتبادل مع الجزيئات الحيوية المجاورة. ردود الفعل هذه غير منتظمة يؤدي إلى تلف الحمض النووي والبروتين كرسلة، وأكسدة الدهون، ويؤدي في نهاية المطاف إلى موت الخلايا 1. وقد ارتبطت زيادة مستويات الاكسدة مع الشيخوخة والتقدم من مختلف الحالات المرضية 2. الاكسدة لهاتم الإبلاغ عن أن تكون مسؤولة عن التعديلات الأوعية الدموية في مرض السكري وأمراض القلب والأوعية الدموية 3،4. إنها تلعب أيضا دورا حاسما في تنكس الخلايا العصبية في مرض الزهايمر ومرض باركنسون 5. وعلاوة على ذلك، فقد ثبت الاكسدة باعتبارها عاملا حاسما في تطور سرطان تنظم والأحداث النقيلي 6،7. بالإضافة إلى ذلك، قد الالتهاب والاستجابات المناعية انتزاع والإجهاد التأكسدي 8 مزيد من الدعم.

في الخلايا الحية، وتستمد الأنواع الموالية للأكسدة من الأكسجين (ROS؛ أنواع الاكسجين التفاعلية) أو النيتروجين (RNS؛ الأنواع النيتروجين التفاعلي). ROS تشمل شق الهيدروكسيل، وأنيون الفائق (OH) (O 2 -)، وبيروكسيد الهيدروجين (H 2 O 2). وRNS الأساسي هو أكسيد النيتروز (NO). يمكن إنشاء سلسلة من الأنواع رد الفعل الثانوي بحلول التفاعلات عفوية بين:ن ROS وRNS أو المعادن الحرة أيونات 9. على سبيل المثال، وأنيون الفائق يتفاعل مع أكسيد النيتروز لتشكيل peroxynitrate (ONOO -)، في حين H 2 O 2 التفاعل مع الحديد 2 + يولد جذور الهيدروكسيل. ، وذلك بسبب قدرتها على التفاعل مع العديد من الجزيئات الحيوية، تعتبر ROS وRNS تهديدا خطيرا للحفاظ على الدولة الأكسدة الفسيولوجية 10. للحفاظ مجهزة الخلايا الدولة الأكسدة مع سلسلة من الجزيئات إزالة السموم المضادة للأكسدة والانزيمات. وديسموتاز الفائق (الاحمق)، كتالاز، الجلوتاثيون البيروكسيداز وPeroxiredoxins تشكل أساسا مضادة للأكسدة الأنزيمية-الترسانة الخلوية التي توفر الحماية من الأنواع الموالية للأكسدة بما في ذلك H 2 O 2، OH وOONO – 11. أيضا الجزيئات المضادة للأكسدة مثل فيتامين C و E، البوليفينول وCoenzymeQ10 (CoQ10) هي ذات أهمية حاسمة لإرواء ROS وخطيرة رفع أسمائهمrivatives 12،13. ومع ذلك، والإنتاج المفرط للROS وRNS، أو اختلال وظيفي في النظام المضاد للأكسدة، وينقل للدولة الأكسدة الخلوية نحو 14 الاكسدة.

إلى جانب دلالة سلبية، ويمكن ROS تلعب مختلف الأدوار الفسيولوجية في خلايا المنشأ مختلفة. الخلايا تنتج عادة ROS كما يشير الجزيئات البيولوجية للتوسط الأحداث العادية مثل دفاع المضيف وإصلاح الجرح 15-17. ويتم إنتاج أنواع رد الفعل عادة في الخلايا عن طريق الانزيمات داخل الخلايا مثل أكاسيد النيتروجين (NADPH أوكسيديز) وXO (Xantine أوكسيديز) استجابة لعوامل إشارة، عوامل النمو، وتقلبات داخل الخلايا لمستويات الكالسيوم 18،19. وقد أفيد أن ROS قد تعدل تفاضلي النشاط من العوامل النووية الهامة مثل البروتين p53 أو المكونات الخلوية مثل ATM-كيناز، وهو المنظم الرئيسي للاستجابة لأضرار الحمض النووي 20. بالقياس ROS تؤثر بشدة الإشارات الخلوية عن طريق التوسط عشره الأكسدة وتثبيط البروتين phosphatases التيروزين (PTPs)، التي أنشئت كما المنظمين الحرجة من نقل الإشارة 21. وعلاوة على ذلك، ومنهجيات البروتين على أساس إثبات أن RNS مسؤولة أيضا عن التعديلات والتغييرات بروتين معين من الإشارات الجزيئية. RNS تتفاعل مع مجموعات ثيول السيستين تعديلها إلى S-nitrothiols (SNO) واثار المسارات الجزيئية يصاحب ذلك مع الحالات المرضية مثل أمراض المناعة الذاتية والتهابات 22،23.

منذ تجارب زراعة الخلايا تتكاثر إلا جزئيا في العديد من العوامل التي تعمل في الجسم الحي، هو ذات أهمية كبيرة لإجراء دراسات الأكسدة في النماذج الحيوانية 24،25. لتحقيق هذا، وقد اعتبر الزرد نموذج حيواني الفقاريات مناسبة لدراسة ديناميات الاكسدة 26. الزرد هو نظام النموذج الجديد الذي يمنح العديد من المزايا لدراسة الأحداث الخلوية والجينية خلال الفقاريات ديفelopment والمرض. يمكن أن تتولد مجموعات كبيرة من الأجنة والمتاحة لتلبية الاحتياجات الأسبوعية التجريبية. وعلاوة على ذلك وضوح بصرية غير عادية من الأجنة الزرد، وكذلك صغر حجمها، وتمكن التصوير خلية واحدة وتتبع دينامية في الكائنات كلها 27. في العقد الماضي، تم إنشاء عدد كبير من المسوخ الزرد لنموذج الإنسان الحالات المرضية مثل السرطان والأمراض الوراثية 28-31. الأهم من ذلك، وقد تم إنتاج العديد من خطوط المعدلة وراثيا للسماح فرص واسعة من التلاعب الجيني والبيولوجي 32. على سبيل المثال، تستخدم خطوط الزرد المعدلة وراثيا الأنسجة محددة بانتظام لفي الدراسات المجراة. هذه السطور التعبير عن بروتين فلوري تحت سيطرة المروج المحدد، توفر القدرة على تحديد الخلايا واحد في الجسم الحي، فضلا عن التركيب التشريحي أنهم يشكلون.

وقد استخدمت العديد من الدراسات السمية بالفعل رانه الزرد لتقييم تأثير المواد الكيميائية في الجسم الحي من على التوازن الأكسدة، مما يشير إلى مدى ملاءمة هذا الفقاريات بمثابة نموذج حيواني لمجال اكتشاف الأدوية والاكسدة 33-35. على الرغم من أن قد تم اختبارها بعض تحقيقات الفلورسنت لرصد الاكسدة في اليرقات الزرد 36،37، لا توجد فحوصات أنشئت لكشف وقياس مستويات الاجهاد التأكسدي في الأنسجة والخلايا الحية الزرد. نحن هنا وصف الإجراء لفي الجسم الحي الكمي الاكسدة في الخلايا من الأجنة الزرد الحية. أدوات التصوير، FACS الفرز، تحقيقات الفلورسنت والظروف المؤيدة للأكسدة يتم الجمع بين جميع لتوليد مقايسة بسيطة للكشف وتقدير من الأنواع المؤكسدة في الأجنة والأنسجة الزرد.

Protocol

1. إعداد أدوات وحلول العامل إعداد الحل أسماك المياه. جعل حل الأسهم عن طريق إذابة 2 غرام من أملاح البحر "المحيط الفوري" في 50 مل من الماء المقطر. إضافة 1.5 مل من الماء الأسماك الأسهم إلى 1 L الماء المقطر لإعداد جاهزة للاس…

Representative Results

من خلال تطبيق الأسلوب هنا وصفها، ويمكن قياس بسهولة وكشف الاكسدة (ومستويات ROS) في الأنسجة الجنينية الزرد. بعد عبور الزرد الكبار، يتم جمع البيض ويسمح لتطوير عند 28 درجة مئوية إلى 72 ساعة بعد الإخصاب (HPF). من أجل حمل الاكسدة، نقترح نهجين مختلفين: 1) معالجة الأجنة مع الكواشف قو…

Discussion

خطوات حاسمة

ويتألف الإجراء للكشف الاكسدة في الأجنة الزرد الموصوفة هنا طريقتين مختلفتين. كلها طريقة التحميل ROS-الكشف هو أساسا فحص النوعية لROS-كشف، في حين يسمح للخلية واحدة طريقة ROS-كشف القياسات الكمية أكثر تحديدا (الشكل 1). ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Support in Massimo Santoro lab come from HFSP, Marie Curie Action, Telethon and AIRC. We thank Dafne Gays and Emiliano Panieri for critical reading of the manuscript.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Hydrogen peroxide solution SIGMA 516813 DO NOT STORE DILUITIONS
Hank's Balanced Salt Solution 1X GIBCO 14025
Methyl cellulose SIGMA M0387
Instant Ocean Aquarium Sea Salt Mixture INSTANT OCEAN SS15-10
Tricaine SIGMA A5040
Cgeneric ROS-sensitive probe:                              CellROX Deep Red Reagent INVITROGEN C10422
Mitochondria specific ROS-sensitive probe: MitoSOX  INVITROGEN M36008 dissolve one vial with 13μl of DMSO
Hydroethidine INVITROGEN D23107
Rotenone SIGMA R8875 Prepare 5mM stock solution in DMSO. 
Dimethyl sulfoxide SIGMA D2650
VAS2870; 3-Benzyl-7-(2-benzoxazolyl)thio-1,2,3-triazolo(4,5-d)pyrimidine EnzoLifeScience BML-EI395 dissolve the powder in DMSO; diluite in fish water
Propidium Iodide  Molecular probes       (Life Technologies)  P3566
7-aminoactinomycin D (7-AAD)  Molecular probes         (Life Technologies)  A1310
Nrf2a Morpholino GeneTools 5'-CATTTCAATCTCCATCATGTCTCAG-3' Ref: Timme-LaLaragy et al; 2012 (PMID: 22174413); Kobayashi et al; 2002(PMID:12167159 )
Collagenase P ROCHE 11213857001 Dissolve the powder at 100mg/ml in sterile HBSS. Store aliquots at -20°C
Phosphate-Buffered Saline (PBS) GIBCO 10010-056
Fetal Bovine Serum  GIBCO 10082-147
Complete Protease Inhibitor Cocktail Tablets ROCHE Dissolve one tablet in 1ml of water
0.5% Trypsin-EDTA (10x), no phenol red GIBCO 15400-054 Prepare 1X working solution before usage
Compound microscope  ZEISS
Stereo microscope with fluorescent illumination Nikon AZ100
camera  ZEISS AxioCamMRm
software for fluorescence image acquisition ZEISS ZEN 2011
Fluorescence-activated cell sorter BD FACSCalibur
Centrifuge  Eppendorf 5417R
FACS tubes  BD 342065
Multiwell Plate  BD Falcon 353047
Sterilized, non treated Petri dishes 90mm VWR 391-1915
Confocal microscope Leica Leica SP5
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Alfadda, A. A., Sallam, R. M. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol. 2012, (2012).
  2. Lu, T., Finkel, T. Free radicals and senescence. Exp Cell Res. 314, 1918-1922 (2008).
  3. Chen, A. F., et al. Free radical biology of the cardiovascular system. Clin Sci (Lond. 123, 73-91 (2012).
  4. Selvaraju, V., et al. Diabetes, oxidative stress, molecular mechanism, and cardiovascular disease–an overview. Toxicol Mech Methods. 22, 330-335 (2012).
  5. Gandhi, S., Abramov, A. Y. Mechanism of oxidative stress in neurodegeneration. Oxid Med Cell Longev. 2012, (2012).
  6. Shi, X., Zhang, Y., Zheng, J., Pan, J. Reactive oxygen species in cancer stem cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1215-1228 (2012).
  7. Cui, X. Reactive oxygen species: the achilles’ heel of cancer cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1212-1214 (2012).
  8. Park, H., Bourla, A. B., Kastner, D. L., Colbert, R. A., Siegel, R. M. Lighting the fires within: the cell biology of autoinflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 12, 570-580 (2012).
  9. Nathan, C., Ding, A. SnapShot: Reactive Oxygen Intermediates (ROI). Cell. 140, 951-951 (2010).
  10. Brown, G. C., Borutaite, V. Interactions between nitric oxide, oxygen, reactive oxygen species and reactive nitrogen species. Biochem Soc Trans. 34, 953-956 (2006).
  11. Brieger, K., Schiavone, S., Miller, F. J., Krause, K. H. Reactive oxygen species: from health to disease. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
  12. Littarru, G. P., Tiano, L., Belardinelli, R., Watts, G. F. Coenzyme Q(10), endothelial function, and cardiovascular disease. Biofactors. 37, 366-373 (2011).
  13. Landete, J. M. Dietary intake of natural antioxidants: vitamins and polyphenols. Crit Rev Food Sci Nutr. 53, 706-721 (2013).
  14. Finkel, T. Oxidant signals and oxidative stress. Curr Opin Cell Biol. 15, 247-254 (2003).
  15. Murphy, M. P. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J. 417, 1-13 (2009).
  16. Sarsour, E. H., Kumar, M. G., Chaudhuri, L., Kalen, A. L., Goswami, P. C. Redox control of the cell cycle in health and disease. Antioxid Redox Signal. 11, 2985-3011 (2009).
  17. Nathan, C., Shiloh, M. U. Reactive oxygen and nitrogen intermediates in the relationship between mammalian hosts and microbial pathogens. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 8841-8848 (2000).
  18. Finkel, T. Signal transduction by reactive oxygen species. J Cell Biol. 194, 7-15 (2011).
  19. Autreaux, B., Toledano, M. B. ROS as signalling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 813-824 (2007).
  20. Maryanovich, M., Gross, A. A ROS rheostat for cell fate regulation. Trends Cell Biol. 23, 129-134 (2013).
  21. Tonks, N. K. Redox redux: revisiting PTPs and the control of cell signaling. Cell. 121, 667-670 (2005).
  22. Antelmann, H., Helmann, J. D. Thiol-based redox switches and gene regulation. Antioxid Redox Signal. 14, 1049-1063 (2011).
  23. Foster, M. W., Hess, D. T., Stamler, J. S. Protein S-nitrosylation in health and disease: a current perspective. Trends Mol Med. 15, 391-404 (2009).
  24. Albrecht, S. C., Barata, A. G., Grosshans, J., Teleman, A. A., Dick, T. P. In vivo mapping of hydrogen peroxide and oxidized glutathione reveals chemical and regional specificity of redox homeostasis. Cell Metab. 14, 819-829 (2011).
  25. Knoefler, D., et al. Quantitative in vivo redox sensors uncover oxidative stress as an early event in life. Mol Cell. 47, 767-776 (2012).
  26. Fang, L., Miller, Y. I. Emerging applications for zebrafish as a model organism to study oxidative mechanisms and their roles in inflammation and vascular accumulation of oxidized lipids. Free Radic Biol Med. 53, 1411-1420 (2012).
  27. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  28. Amatruda, J. F., Patton, E. E. Genetic models of cancer in zebrafish. Int Rev Cell Mol Biol. 271, 1-34 (2008).
  29. Jing, L., Zon, L. I. Zebrafish as a model for normal and malignant hematopoiesis. Dis Model Mech. 4, 433-438 (2011).
  30. Shin, J. T., Fishman, M. C. From Zebrafish to human: modular medical models. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 311-340 (2002).
  31. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).
  32. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21, 48-64 (2011).
  33. Duan, J., Yu, Y., Li, Y., Sun, Z. Cardiovascular toxicity evaluation of silica nanoparticles in endothelial cells and zebrafish model. Biomaterials. 34, 5853-5862 (2013).
  34. Sobrino-Figueroa, A. S. Evaluation of oxidative stress and genetic damage caused by detergents in the zebrafish Danio rerio (Cyprinidae). Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 165, 528-532 (2013).
  35. Xu, H., et al. Oxidative stress and immune related gene expression following exposure to di-n-butyl phthalate and diethyl phthalate in zebrafish embryos. Ecotoxicol Environ Saf. 93, 39-44 (2013).
  36. Hermann, A. C., Millard, P. J., Blake, S. L., Kim, C. H. Development of a respiratory burst assay using zebrafish kidneys and embryos. J Immunol Methods. 292, 119-129 (2004).
  37. Rieger, S., Sagasti, A. Hydrogen peroxide promotes injury-induced peripheral sensory axon regeneration in the zebrafish skin. PLoS Biol. 9, (2011).
  38. Timme-Laragy, A. R., et al. Nrf2b, novel zebrafish paralog of oxidant-responsive transcription factor NF-E2-related factor 2 (NRF2). J Biol Chem. 287, 4609-4627 (2012).
  39. Niethammer, P., Grabher, C., Look, A. T., Mitchison, T. J. A tissue-scale gradient of hydrogen peroxide mediates rapid wound detection in zebrafish. Nature. 459, 996-999 (2009).
  40. Murphy, M. P., et al. Perspective. Cell Metabolism. 13 (4), 361-366 (2011).
  41. Li, N., et al. Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apoptosis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species production. J Biol Chem. 278, 8516-8525 (2003).
  42. Rhee, S. G., Chang, T. S., Jeong, W., Kang, D. Methods for detection and measurement of hydrogen peroxide inside and outside of cells. Mol Cells. 29, 539-549 (2010).
  43. Murphy, M. P., et al. Unraveling the biological roles of reactive oxygen species. Cell Metab. 13, 361-366 (2011).
  44. Covassin, L., et al. Global analysis of hematopoietic and vascular endothelial gene expression by tissue specific microarray profiling in zebrafish. Dev Biol. 299, 551-562 (2006).
  45. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203, 253-310 (1995).
  46. Beis, D., Stainier, D. Y. In vivo cell biology: following the zebrafish trend. Trends Cell Biol. 16, 105-112 (2006).
  47. Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140, 2835-2846 (2013).
  48. Moussavi Nik, S. H., et al. The BACE1-PSEN-AbetaPP regulatory axis has an ancient role in response to low oxygen/oxidative stress. J Alzheimers Dis. 28, 515-530 (2012).
  49. Matthews, R. P., et al. TNFalpha-dependent hepatic steatosis and liver degeneration caused by mutation of zebrafish S-adenosylhomocysteine hydrolase. Development. 136, 865-875 (2009).
  50. Mukaigasa, K., et al. Genetic evidence of an evolutionarily conserved role for Nrf2 in the protection against oxidative stress. Mol Cell Biol. 32, 4455-4461 (2012).
  51. Mugoni, V., et al. Ubiad1 is an antioxidant enzyme that regulates eNOS activity by CoQ10 synthesis. Cell. 152, 504-518 (2013).
  52. Dowling, J. J., et al. Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy. Brain. 135, 1115-1127 (2012).
  53. Sun, Y., Dong, Z., Khodabakhsh, H., Chatterjee, S., Guo, S. Zebrafish chemical screening reveals the impairment of dopaminergic neuronal survival by cardiac glycosides. PLoS One. 7, (2012).
  54. Zielonka, J., Kalyanaraman, B. Hydroethidine- and MitoSOX-derived red fluorescence is not a reliable indicator of intracellular superoxide formation: another inconvenient truth. Free Radic Biol Med. 48, 983-1001 (2010).
  55. Chen, X., Zhong, Z., Xu, Z., Chen, L., Wang, Y. 2′,7′-Dichlorodihydrofluorescein as a fluorescent probe for reactive oxygen species measurement: Forty years of application and controversy. Free Radic Res. 44, 587-604 (2010).
  56. Karlsson, M., Kurz, T., Brunk, U. T., Nilsson, S. E., Frennesson, C. I. What does the commonly used DCF test for oxidative stress really show. Biochem J. 428, 183-190 (2010).
  57. Belousov, V. V., et al. Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide. Nat Methods. 3, 281-286 (2006).
  58. Bjornberg, O., Ostergaard, H., Winther, J. R. Measuring intracellular redox conditions using GFP-based sensors. Antioxid Redox Signal. 8, 354-361 (2006).
  59. Yoo, S. K., Starnes, T. W., Deng, Q., Huttenlocher, A. Lyn is a redox sensor that mediates leukocyte wound attraction in vivo. Nature. 480, 109-112 (2011).
  60. Uusitalo, L. M., Hempel, N. Recent Advances in Intracellular and In Vivo ROS Sensing: Focus on Nanoparticle and Nanotube Applications. Int J Mol Sci. 13, 10660-10679 (2012).

Tags

Keywords: Oxidative StressReactive Oxygen SpeciesROSZebrafish EmbryosIn VivoFluorescent ROS ProbesTransgenic Fluorescent LinesWhole Embryo ROS-detectionSingle-cell ROS DetectionOxidant AgentsGenetic ScreensAnimal ModelsNeurological DisordersCancer
check_url/51328?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Mugoni, V., Camporeale, A., Santoro, M. M. Analysis of Oxidative Stress in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (89), e51328, doi:10.3791/51328 (2014).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image