Summary

Analys av oxidativ stress i Zebrafish embryon

Published: July 07, 2014
doi:

Summary

Here we report a protocol to measure oxidative stress in living zebrafish embryos. This procedure allows reactive oxygen species (ROS) detection in both whole embryo tissues and single-cell populations. This protocol will accomplish both qualitative and quantitative analyses.

Abstract

Höga nivåer av reaktiva syreradikaler (ROS) kan orsaka en förändring av cellulär redoxtillstånd mot oxidativ stress skick. Denna situation orsakar oxidation av molekyler (lipid, DNA, protein) och leder till celldöd. Oxidativ stress påverkar också utvecklingen av ett flertal sjukdomstillstånd som diabetes, retinopatier, neurodegeneration, och cancer. Således är det viktigt att definiera verktyg för att undersöka oxidativa stressbetingelser inte endast på nivån för enskilda celler, utan även i samband med hela organismer. Här anser vi den zebrafisk embryot som ett användbart in vivo-system för att utföra sådana undersökningar och presentera ett protokoll för att mäta in vivo oxidativ stress. Med utnyttjande av fluorescerande ROS sonder och zebrafisk transgena fluorescerande linjer, utvecklar vi två olika metoder för att mäta oxidativ stress in vivo: i) en "hel embryo ROS-detekteringsmetod" för kvalitativ mätning av oxidativ stress och ii) en "encelliga ROS detekteringsmetod "för kvantitativa mätningar av oxidativ stress. Häri visar vi effekten av dessa förfaranden genom att öka oxidativ stress i vävnader med oxiderande agenter och fysiologiska eller genetiska metoder. Detta protokoll är mottaglig för framåt genetiska skärmar och det kommer att hjälpa till orsakssamband av ROS i djurmodeller av oxidativa stressrelaterade sjukdomar såsom neurologiska sjukdomar och cancer.

Introduction

Oxidativ stress är specifikt definierad som ett tillstånd som är resultatet av en obalanserad cellulära redox staten. De komplexa redoxreaktioner som rutinmässigt förekommer inuti cellerna bestämma den cellulära redox-tillstånd. Redoxreaktioner består av alla kemiska reaktioner, som består i överföring av elektroner mellan atomer av biologiska molekyler som producerar reduktion och oxidation av molekyler (dvs. redoxreaktioner). Dessa reaktioner katalyseras av elektroniskt aktiverade ämnen (dvs. prooxidativa arter), som kännetecknas av en extrem strukturell instabilitet och spontan aktivering av obalanserade elektroner som utbyter med grann biomolekyler. Dessa oregelbundna reaktioner resulterar i DNA-skada, protein karboxylering och lipidoxidation, och så småningom leda till celldöd 1. Ökade nivåer av oxidativ stress har förknippats med åldrande och progressionen av olika patologiska tillstånd 2. Oxidativ stress harrapporterats vara ansvarig för vaskulära förändringar i diabetes och hjärt-och kärlsjukdomar 3,4. Den spelar också en avgörande roll i neuronal degenerering vid Alzheimers sjukdom och Parkinsons sjukdom 5. Dessutom har oxidativ stress visats som en kritisk faktor som styr cancerprogression och metastaserande händelser 6,7. Dessutom kan inflammation och immunsvar framkalla och ytterligare stöd oxidativ stress 8.

I levande celler, är pro-oxidativa arter härstammar från syre (ROS, reaktiva syreradikaler) eller kväve (RNS, reaktiva kvävearter). ROS inkluderar hydroxylradikalen, superoxidanjonen (OH.) (O 2 -) och väteperoxid (H 2 O 2). Den primära RNS är kväveoxid (NO.). En serie av sekundära reaktiva species kan genereras genom spontana interaktioner mellan ROS och RNS eller fria metaller joner 9. Exempelvis reagerar superoxidanjonen med dikväveoxid för bildning peroxynitrate (ONOO -), medan H 2 O 2 att reagera med Fe 2 + genererar hydroxylradikaler. ROS och RNS, på grund av deras förmåga att reagera med olika biomolekyler, betraktas som ett farligt hot för underhåll av den fysiologiska redox staten 10. För att bibehålla redoxtillståndet celler är utrustade med en serie av avgifta antioxidant molekyler och enzymer. Den superoxiddismutas (SOD), katalas, glutation-peroxidas och Peroxiredoxins utgöra väsentligen antioxidant enzymatisk-arsenal som ger cellulär skydd mot pro-oxidativa species inklusive H 2 O 2, OH och OONO -. 11. Även antioxidant molekyler som vitamin C och E, polyfenoler och CoenzymeQ10 (Q10) är av avgörande betydelse för att släcka ROS och deras farliga dederivat 12,13. Men en överdriven produktion av ROS och RNS, eller en dysfunktion i antioxidant-system, skiftar den cellulära redox-tillstånd mot oxidativ stress 14.

Vid sidan av sin negativa klang, kan ROS spela olika fysiologiska roller i celler av olika ursprung. Celler producerar normalt ROS som signalmolekyler för att medla normala biologiska händelser såsom värdförsvar och sårläkning 15-17. Reaktiva arter normalt produceras i celler av intracellulära enzymer såsom NOX (NADPH-oxidas) och XO (Xantine Oxidas) som svar på signalerings faktorer, tillväxtfaktorer och intracellulära fluktuationerna av kalciumnivåer 18,19. Det har rapporterats att ROS differentiellt kan modulera aktiviteten av viktiga nukleära faktorer såsom p53 eller cellulära komponenter, såsom ATM-kinas, en huvudregulator av svaret på DNA-skada 20. Analogt ROS starkt påverka cellulär signalering genom att förmedla ee oxidation och inaktivering av protein tyrosinfosfataser (PTP), som är etablerade som kritiska regulatorer av signaltransduktion 21. Dessutom, proteomik baserade metoder visar att RNS är också ansvariga för specifika protein modifieringar och ändringar av molekylär signalering. RNS reagerar med de cysteintiolgrupper modifierar dem till S-nitrothiols (SNO) och utlöser molekylära vägar samtidigt med patologiska tillstånd, såsom inflammatoriska och autoimmuna sjukdomar 22,23.

Eftersom cellkulturexperiment endast delvis återge de många faktorer som verkar in vivo, är det av stort intresse att utföra redox studier i djurmodeller 24,25. För att uppnå detta har zebrafisk ansetts vara en lämplig ryggradsdjur modell för att studera oxidativ stress dynamik 26. Den zebrafisk är ett nytt modellsystem som ger flera fördelar för att studera cellulära och genetiska händelser under ryggradsdjur deveckling och sjukdom. Kan genereras och tillgängliga Stora kluster av embryon i veckan för experimentella behov. Dessutom den extra optiska klarheten av zebrafiskembryon, samt sin ringa storlek, möjliggör enskild cell imaging och dynamisk spårning i ett helt organismer 27. Under det senaste decenniet, har ett betydande antal zebrafisk mutanter tagits fram för att modellera mänskliga patologiska tillstånd som cancer och genetiska sjukdomar 28-31. Viktigast har en mångfald av transgena linjer tagits fram för att möjliggöra omfattande möjligheter för genetiska och biologiska manipulationer 32. Till exempel är transgena vävnadsspecifika zebrafisklinjer regelbundet utnyttjas för in vivo-studier. Dessa linjer uttrycka ett fluorescerande protein under kontroll av en utvald promotor, och ger förmåga att identifiera enstaka celler in vivo, såväl som den anatomiska strukturen de utgör.

Flera toxikologiska studier har redan använt than zebrafisk att utvärdera effekten in vivo av kemikalier på redox homeostas, vilket tyder på lämpligheten av detta ryggradsdjur som en djurmodell för området läkemedelsutveckling och oxidativ stress 33-35. Även om vissa fluorescerande prober har testats för att övervaka oxidativ stress i zebrafisk larver 36,37, det finns inga etablerade analyser för att upptäcka och mäta nivåerna av oxidativ stress i zebrafisk vävnader och levande celler. Här beskriver vi ett förfarande för in vivo kvantifiering av oxidativ stress i levande celler i zebrafisk embryon. Bildframställning, FACS sortering, fluorescerande prober och pro-oxidativa förhållanden är alla kombineras för att skapa en enkel analys för detektion och kvantifiering av oxidativa arter i zebrafisk embryon och vävnader.

Protocol

1. Beredning av instrument och arbetslösningar Förbered fisk vattenlösning med. Gör en stamlösning genom att lösa 2 g havssalt Instant Ocean "i 50 ml destillerat vatten. Lägg till 1,5 ml lager fisk vatten till 1 liter destillerat vatten för att förbereda redo att använda fisk vatten (60 mikrogram / ml havssalt slutlig koncentration). Autoklav den färdig att använda fisk vatten före användning. Denna lösning används som zebrafisk embryo medium. Förbered metylcellulosa för embry…

Representative Results

Genom att tillämpa den metod som beskrivs här, kan vi enkelt mäta och påvisa oxidativ stress (och ROS nivåer) i zebrafisk embryonala vävnader. Efter att ha korsat vuxna zebrafisk, är äggen uppsamlades och tilläts utvecklas vid 28 ° C till 72 h efter befruktning (HPF). För att framkalla oxidativ stress, föreslår vi två olika metoder: 1) i behandling av embryon med starka prooxidativa reagenser eller 2) att främja ROS bildning efter vävnadsskada. I den första metoden, använde…

Discussion

Kritiska steg

Förfarandet för oxidativ stress detektering i zebrafiskembryon beskrivs häri innefattar två olika metoder. Hela berget ROS-detekteringsmetod är främst en kvalitativ analys för ROS-detektion, medan den enda cell ROS-detekteringsmetod tillåter mer specifika kvantitativa mätningar (Figur 1). Båda metoderna ger ett snabbt och enkelt sätt att utvärdera in vivo ROS-detektion på zebrafisk embryon. Men de båda presenterar några viktiga steg.

<…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Support in Massimo Santoro lab come from HFSP, Marie Curie Action, Telethon and AIRC. We thank Dafne Gays and Emiliano Panieri for critical reading of the manuscript.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Hydrogen peroxide solution SIGMA 516813 DO NOT STORE DILUITIONS
Hank's Balanced Salt Solution 1X GIBCO 14025
Methyl cellulose SIGMA M0387
Instant Ocean Aquarium Sea Salt Mixture INSTANT OCEAN SS15-10
Tricaine SIGMA A5040
Cgeneric ROS-sensitive probe:                              CellROX Deep Red Reagent INVITROGEN C10422
Mitochondria specific ROS-sensitive probe: MitoSOX  INVITROGEN M36008 dissolve one vial with 13μl of DMSO
Hydroethidine INVITROGEN D23107
Rotenone SIGMA R8875 Prepare 5mM stock solution in DMSO. 
Dimethyl sulfoxide SIGMA D2650
VAS2870; 3-Benzyl-7-(2-benzoxazolyl)thio-1,2,3-triazolo(4,5-d)pyrimidine EnzoLifeScience BML-EI395 dissolve the powder in DMSO; diluite in fish water
Propidium Iodide  Molecular probes       (Life Technologies)  P3566
7-aminoactinomycin D (7-AAD)  Molecular probes         (Life Technologies)  A1310
Nrf2a Morpholino GeneTools 5'-CATTTCAATCTCCATCATGTCTCAG-3' Ref: Timme-LaLaragy et al; 2012 (PMID: 22174413); Kobayashi et al; 2002(PMID:12167159 )
Collagenase P ROCHE 11213857001 Dissolve the powder at 100mg/ml in sterile HBSS. Store aliquots at -20°C
Phosphate-Buffered Saline (PBS) GIBCO 10010-056
Fetal Bovine Serum  GIBCO 10082-147
Complete Protease Inhibitor Cocktail Tablets ROCHE Dissolve one tablet in 1ml of water
0.5% Trypsin-EDTA (10x), no phenol red GIBCO 15400-054 Prepare 1X working solution before usage
Compound microscope  ZEISS
Stereo microscope with fluorescent illumination Nikon AZ100
camera  ZEISS AxioCamMRm
software for fluorescence image acquisition ZEISS ZEN 2011
Fluorescence-activated cell sorter BD FACSCalibur
Centrifuge  Eppendorf 5417R
FACS tubes  BD 342065
Multiwell Plate  BD Falcon 353047
Sterilized, non treated Petri dishes 90mm VWR 391-1915
Confocal microscope Leica Leica SP5

References

  1. Alfadda, A. A., Sallam, R. M. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol. 2012, (2012).
  2. Lu, T., Finkel, T. Free radicals and senescence. Exp Cell Res. 314, 1918-1922 (2008).
  3. Chen, A. F., et al. Free radical biology of the cardiovascular system. Clin Sci (Lond. 123, 73-91 (2012).
  4. Selvaraju, V., et al. Diabetes, oxidative stress, molecular mechanism, and cardiovascular disease–an overview. Toxicol Mech Methods. 22, 330-335 (2012).
  5. Gandhi, S., Abramov, A. Y. Mechanism of oxidative stress in neurodegeneration. Oxid Med Cell Longev. 2012, (2012).
  6. Shi, X., Zhang, Y., Zheng, J., Pan, J. Reactive oxygen species in cancer stem cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1215-1228 (2012).
  7. Cui, X. Reactive oxygen species: the achilles’ heel of cancer cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1212-1214 (2012).
  8. Park, H., Bourla, A. B., Kastner, D. L., Colbert, R. A., Siegel, R. M. Lighting the fires within: the cell biology of autoinflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 12, 570-580 (2012).
  9. Nathan, C., Ding, A. SnapShot: Reactive Oxygen Intermediates (ROI). Cell. 140, 951-951 (2010).
  10. Brown, G. C., Borutaite, V. Interactions between nitric oxide, oxygen, reactive oxygen species and reactive nitrogen species. Biochem Soc Trans. 34, 953-956 (2006).
  11. Brieger, K., Schiavone, S., Miller, F. J., Krause, K. H. Reactive oxygen species: from health to disease. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
  12. Littarru, G. P., Tiano, L., Belardinelli, R., Watts, G. F. Coenzyme Q(10), endothelial function, and cardiovascular disease. Biofactors. 37, 366-373 (2011).
  13. Landete, J. M. Dietary intake of natural antioxidants: vitamins and polyphenols. Crit Rev Food Sci Nutr. 53, 706-721 (2013).
  14. Finkel, T. Oxidant signals and oxidative stress. Curr Opin Cell Biol. 15, 247-254 (2003).
  15. Murphy, M. P. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J. 417, 1-13 (2009).
  16. Sarsour, E. H., Kumar, M. G., Chaudhuri, L., Kalen, A. L., Goswami, P. C. Redox control of the cell cycle in health and disease. Antioxid Redox Signal. 11, 2985-3011 (2009).
  17. Nathan, C., Shiloh, M. U. Reactive oxygen and nitrogen intermediates in the relationship between mammalian hosts and microbial pathogens. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 8841-8848 (2000).
  18. Finkel, T. Signal transduction by reactive oxygen species. J Cell Biol. 194, 7-15 (2011).
  19. Autreaux, B., Toledano, M. B. ROS as signalling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 813-824 (2007).
  20. Maryanovich, M., Gross, A. A ROS rheostat for cell fate regulation. Trends Cell Biol. 23, 129-134 (2013).
  21. Tonks, N. K. Redox redux: revisiting PTPs and the control of cell signaling. Cell. 121, 667-670 (2005).
  22. Antelmann, H., Helmann, J. D. Thiol-based redox switches and gene regulation. Antioxid Redox Signal. 14, 1049-1063 (2011).
  23. Foster, M. W., Hess, D. T., Stamler, J. S. Protein S-nitrosylation in health and disease: a current perspective. Trends Mol Med. 15, 391-404 (2009).
  24. Albrecht, S. C., Barata, A. G., Grosshans, J., Teleman, A. A., Dick, T. P. In vivo mapping of hydrogen peroxide and oxidized glutathione reveals chemical and regional specificity of redox homeostasis. Cell Metab. 14, 819-829 (2011).
  25. Knoefler, D., et al. Quantitative in vivo redox sensors uncover oxidative stress as an early event in life. Mol Cell. 47, 767-776 (2012).
  26. Fang, L., Miller, Y. I. Emerging applications for zebrafish as a model organism to study oxidative mechanisms and their roles in inflammation and vascular accumulation of oxidized lipids. Free Radic Biol Med. 53, 1411-1420 (2012).
  27. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  28. Amatruda, J. F., Patton, E. E. Genetic models of cancer in zebrafish. Int Rev Cell Mol Biol. 271, 1-34 (2008).
  29. Jing, L., Zon, L. I. Zebrafish as a model for normal and malignant hematopoiesis. Dis Model Mech. 4, 433-438 (2011).
  30. Shin, J. T., Fishman, M. C. From Zebrafish to human: modular medical models. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 311-340 (2002).
  31. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).
  32. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21, 48-64 (2011).
  33. Duan, J., Yu, Y., Li, Y., Sun, Z. Cardiovascular toxicity evaluation of silica nanoparticles in endothelial cells and zebrafish model. Biomaterials. 34, 5853-5862 (2013).
  34. Sobrino-Figueroa, A. S. Evaluation of oxidative stress and genetic damage caused by detergents in the zebrafish Danio rerio (Cyprinidae). Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 165, 528-532 (2013).
  35. Xu, H., et al. Oxidative stress and immune related gene expression following exposure to di-n-butyl phthalate and diethyl phthalate in zebrafish embryos. Ecotoxicol Environ Saf. 93, 39-44 (2013).
  36. Hermann, A. C., Millard, P. J., Blake, S. L., Kim, C. H. Development of a respiratory burst assay using zebrafish kidneys and embryos. J Immunol Methods. 292, 119-129 (2004).
  37. Rieger, S., Sagasti, A. Hydrogen peroxide promotes injury-induced peripheral sensory axon regeneration in the zebrafish skin. PLoS Biol. 9, (2011).
  38. Timme-Laragy, A. R., et al. Nrf2b, novel zebrafish paralog of oxidant-responsive transcription factor NF-E2-related factor 2 (NRF2). J Biol Chem. 287, 4609-4627 (2012).
  39. Niethammer, P., Grabher, C., Look, A. T., Mitchison, T. J. A tissue-scale gradient of hydrogen peroxide mediates rapid wound detection in zebrafish. Nature. 459, 996-999 (2009).
  40. Murphy, M. P., et al. Perspective. Cell Metabolism. 13 (4), 361-366 (2011).
  41. Li, N., et al. Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apoptosis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species production. J Biol Chem. 278, 8516-8525 (2003).
  42. Rhee, S. G., Chang, T. S., Jeong, W., Kang, D. Methods for detection and measurement of hydrogen peroxide inside and outside of cells. Mol Cells. 29, 539-549 (2010).
  43. Murphy, M. P., et al. Unraveling the biological roles of reactive oxygen species. Cell Metab. 13, 361-366 (2011).
  44. Covassin, L., et al. Global analysis of hematopoietic and vascular endothelial gene expression by tissue specific microarray profiling in zebrafish. Dev Biol. 299, 551-562 (2006).
  45. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203, 253-310 (1995).
  46. Beis, D., Stainier, D. Y. In vivo cell biology: following the zebrafish trend. Trends Cell Biol. 16, 105-112 (2006).
  47. Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140, 2835-2846 (2013).
  48. Moussavi Nik, S. H., et al. The BACE1-PSEN-AbetaPP regulatory axis has an ancient role in response to low oxygen/oxidative stress. J Alzheimers Dis. 28, 515-530 (2012).
  49. Matthews, R. P., et al. TNFalpha-dependent hepatic steatosis and liver degeneration caused by mutation of zebrafish S-adenosylhomocysteine hydrolase. Development. 136, 865-875 (2009).
  50. Mukaigasa, K., et al. Genetic evidence of an evolutionarily conserved role for Nrf2 in the protection against oxidative stress. Mol Cell Biol. 32, 4455-4461 (2012).
  51. Mugoni, V., et al. Ubiad1 is an antioxidant enzyme that regulates eNOS activity by CoQ10 synthesis. Cell. 152, 504-518 (2013).
  52. Dowling, J. J., et al. Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy. Brain. 135, 1115-1127 (2012).
  53. Sun, Y., Dong, Z., Khodabakhsh, H., Chatterjee, S., Guo, S. Zebrafish chemical screening reveals the impairment of dopaminergic neuronal survival by cardiac glycosides. PLoS One. 7, (2012).
  54. Zielonka, J., Kalyanaraman, B. Hydroethidine- and MitoSOX-derived red fluorescence is not a reliable indicator of intracellular superoxide formation: another inconvenient truth. Free Radic Biol Med. 48, 983-1001 (2010).
  55. Chen, X., Zhong, Z., Xu, Z., Chen, L., Wang, Y. 2′,7′-Dichlorodihydrofluorescein as a fluorescent probe for reactive oxygen species measurement: Forty years of application and controversy. Free Radic Res. 44, 587-604 (2010).
  56. Karlsson, M., Kurz, T., Brunk, U. T., Nilsson, S. E., Frennesson, C. I. What does the commonly used DCF test for oxidative stress really show. Biochem J. 428, 183-190 (2010).
  57. Belousov, V. V., et al. Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide. Nat Methods. 3, 281-286 (2006).
  58. Bjornberg, O., Ostergaard, H., Winther, J. R. Measuring intracellular redox conditions using GFP-based sensors. Antioxid Redox Signal. 8, 354-361 (2006).
  59. Yoo, S. K., Starnes, T. W., Deng, Q., Huttenlocher, A. Lyn is a redox sensor that mediates leukocyte wound attraction in vivo. Nature. 480, 109-112 (2011).
  60. Uusitalo, L. M., Hempel, N. Recent Advances in Intracellular and In Vivo ROS Sensing: Focus on Nanoparticle and Nanotube Applications. Int J Mol Sci. 13, 10660-10679 (2012).
check_url/51328?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Mugoni, V., Camporeale, A., Santoro, M. M. Analysis of Oxidative Stress in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (89), e51328, doi:10.3791/51328 (2014).

View Video