Geração de mutantes sem marcadores marcados e no modelo de cianobactérias da espécie
Summary
Introducing multiple genomic alterations into cyanobacteria is an essential tool in the development of strains for industrial and basic research purposes. We describe a system for generating unmarked mutants in the model cyanobacterial species Synechocystis sp. PCC6803 and marked mutants in Synechococcus sp. PCC7002.
Abstract
Cyanobacteria are ecologically important organisms and potential platforms for production of biofuels and useful industrial products. Genetic manipulation of cyanobacteria, especially model organisms such as Synechocystis sp. PCC6803 and Synechococcus sp. PCC7002, is a key tool for both basic and applied research. Generation of unmarked mutants, whereby chromosomal alterations are introduced into a strain via insertion of an antibiotic resistance cassette (a manipulatable fragment of DNA containing one or more genes), followed by subsequent removal of this cassette using a negative selectable marker, is a particularly powerful technique. Unmarked mutants can be repeatedly genetically manipulated, allowing as many alterations to be introduced into a strain as desired. In addition, the absence of genes encoding antibiotic resistance proteins in the mutated strain is desirable, as it avoids the possibility of ‘escape’ of antibiotic resistant organisms into the environment. However, detailed methods for repeated rounds of genetic manipulation of cyanobacteria are not well described in the scientific literature. Here we provide a comprehensive description of this technique, which we have successfully used to generate mutants with multiple deletions, single point mutations within a gene of interest and insertion of novel gene cassettes.
Introduction
As cianobactérias são um filo antiga e diversificada evolutivamente de bactérias encontradas em quase todos ambiente natural na Terra. Em ecossistemas marinhos são particularmente abundantes e desempenham um papel fundamental em muitos ciclos de nutrientes, sendo responsável por cerca de metade da fixação de carbono 1, a maioria da fixação de nitrogênio 2 e centenas de milhões de toneladas de produção de hidrocarbonetos 3 nos oceanos anualmente. Cloroplastos, a organela responsável pela fotossíntese em algas e plantas eucariótica, são susceptíveis de ter evoluído de uma cianobactéria que foi engolida por um organismo hospedeiro 4. As cianobactérias provaram organismos modelo útil para o estudo da fotossíntese, transporte de electrões 5 e vias bioquímicas, muitos dos quais são conservados em plantas. Em adição cianobactérias são cada vez mais utilizados para a produção de alimentos, biocombustíveis 6, 7 e electricidade industriais compostos 8, devido à sua oiconversão ghly eficiente de água e CO 2 a biomassa usando a energia solar 9. Muitas espécies podem ser cultivadas em terras não-aráveis com nutrientes mínimos e água do mar, o que sugere que as cianobactérias potencialmente poderiam ser cultivadas em grande escala, sem afetar a produção agrícola. Certas espécies também são fontes de produtos naturais, incluindo antifúngicos, antibacterianos e anti-câncer compostos 10,11.
A capacidade de gerar mutantes é a chave para a compreensão de cianobactérias fotossíntese, bioquímica e fisiologia, e essencial para o desenvolvimento de cepas para fins industriais. A maioria dos trabalhos publicados produzir estirpes geneticamente modificados por inserção de uma cassete de resistência a antibiótico no local de interesse. Isto limita o número de mutações que podem ser introduzidas numa estirpe, como apenas algumas cassetes de resistência aos antibióticos estão disponíveis para uso em cianobactérias. Estirpes que contêm genes que conferem re antibióticosistance não pode ser usado para a produção industrial em lagoas abertas, o que é susceptível de ser o único meio de baixo custo para a produção de biocombustíveis e outros produtos de baixo valor 12. A geração de mutantes sem marcação supera essas limitações. mutantes não marcadas não contêm DNA estranho, a não ser intencionalmente incluídos, e pode ser manipulado diversas vezes. Por isso, é possível gerar o maior número de alterações em uma cepa como desejado. Além disso, os efeitos polares de genes a jusante do local de modificação pode ser minimizado, permitindo a modificação mais preciso do organismo 13.
Para gerar estirpes mutantes, plasmídeos suicidas contendo dois fragmentos de ADN idênticos às regiões no cromossoma de cianobactérias que flanqueiam o gene a ser suprimido (denominado a 5 'e 3' que flanqueiam regiões) são construídos em primeiro lugar. Dois genes são então inserida entre estas regiões flanqueadoras. Uma delas codifica uma proteína de resistência a antibiótico; o segundo codifica SacB, que produces levanossacarase, um composto que confere sensibilidade à sacarose. Na primeira fase do processo, os mutantes marcadas, as estirpes ou seja, contendo algum ADN estranho, são gerados. A construção de plasmídeo é misturado com as células de cianobactérias e o ADN é tomado naturalmente pelo organismo. Os transformantes são seleccionados por crescimento em placas de agar contendo os antibióticos apropriados e o genótipo mutante verificada por PCR. plasmídeos suicidas não pode replicar dentro da estirpe de interesse. Portanto, quaisquer colónias resistentes ao antibiótico irá resultar a partir de um evento de recombinação em que o gene de interesse é inserida no cromossoma. Para gerar mutantes não marcados, o mutante marcada é, em seguida, misturado com um segundo plasmídeo suicida contendo apenas as regiões f lanqueadoras 5 'e 3'. No entanto, se for necessária a inserção de ADN estranho, num plasmídeo que consiste em 5 'e 3' com regiões de uma cassete que contém os genes de interesse inserido entre estes fragmentos de ADN de flanqueamento, pode ser utilizado. Selecção é através de crescimento em placas de agar contendo sucrose. Como a sacarose é letal para as células quando o produto do gene sacB é expresso, as únicas células que sobrevivem são aquelas nas quais ocorreu um segundo evento de recombinação, em que o gene de sensibilidade de sacarose, em adição ao gene de resistência aos antibióticos, foi recombinado para fora do cromossoma e para o plasmídeo. Como consequência da permuta de recombinação, as regiões f lanqueadoras e qualquer ADN entre eles são inseridos no cromossoma.
Temos utilizado com sucesso destes métodos para gerar múltiplas mutações cromossómicas na mesma estirpe de Synechocystis sp. PCC6803 (doravante referida como Synechocystis) 13,14, para introduzir mutações pontuais em um gene de interesse 13 e para a expressão de cassetes de genes. Enquanto a geração de nocautes não marcado foi demonstrada antes de nosso trabalho em Synechocystis 15,16, um método detalhado, auxiliado poruma apresentação visual dos passos críticos, não está disponível publicamente. Nós também aplicaram o mesmo método para geração de nocautes marcados em outro cianobactéria modelo, Synechococcus sp. PCC7002 (doravante referida como Synechococcus). Este protocolo fornece um método claro, simples para a geração de mutantes e um protocolo rápido para validar e armazenar estas estirpes.
Protocol
Representative Results
Discussion
Os passos mais críticos na geração de mutantes não marcados são: 1) um projeto cuidadoso plasmídeo para garantir que apenas a região de destino é alterada; 2) garantir que as amostras permanecem axênico, especialmente quando cultivadas em sacarose; 3) para a geração de células chapeamento mutante marcada inicialmente transformado em placas de agar BG11 falta antibióticos, seguido por adição de ágar antibióticos mais 24 horas mais tarde; 4) cultura marcada mutantes para 4 dias completos antes de plaqueam…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Somos gratos aos Serviços Ambientais Association Education Trust, a Biologia Sintética em Cambridge fundo Synbio e do Ministério da Justiça Social e Empoderamento, Governo da Índia, para apoio financeiro.
Materials
| NaNO3 | Sigma | S5506 | |
| MgSO4.7H2O | Sigma | 230391 | |
| CaCl2 | Sigma | C1016 | |
| citric acid | Sigma | C0759 | |
| Na2EDTA | Fisher | EDT002 | |
| H3BO3 | Sigma | 339067 | |
| MnCl2.4H2O | Sigma | M3634 | |
| ZnSO4.7H2O | Sigma | Z4750 | |
| Na2MoO4.2H2O | Sigma | 331058 | |
| CuSO4.5H2O | Sigma | 209198 | |
| Co(NO3)2.6H2O | Sigma | 239267 | |
| Ferric ammonium citrate | Sigma | F5879 | |
| K2HPO4 | Sigma | P3786 | |
| Na2CO3 | Fisher | SODC001 | |
| TES | Sigma | T1375 | |
| NaHCO3 | Fisher | SODH001 | |
| HEPES | Sigma | H3375 | |
| cyanocobalamin | Sigma | 47869 | |
| Na2S2O3 | Sigma | 72049 | |
| Bacto agar | BD | 214010 | |
| Sucrose | Fisher | SUC001 | |
| Petri dish 90 mm triple vented | Greiner | 633185 | |
| 0.2 µm filters | Sartorius | 16534 | |
| 100 mL conical flasks | Pyrex | CON004 | |
| Parafilm M 100 mm x38 m | Bemis | FIL003 | |
| Phusion high fidelity DNA polymerase | Phusion | F-530 | |
| Agarose | Melford | MB1200 | |
| DNA purification kit | MoBio | 12100-300 | |
| Restriction endonucleases | NEB | ||
| T4 ligase | Thermo Scientific | EL0011 | |
| Luria Bertani broth | Invitrogen | 12795-027 | |
| MES | Sigma | M8250 | |
| Kanamycin sulfate | Sigma | 60615 | |
| Ampicillin | Sigma | A9518 | |
| GeneJET plasmid miniprep kit | Thermo Scientific | K0503 | |
| 14 mL round-bottom tube | BD falcon | 352059 | |
| GoTaq G2 Flexi DNA polymerase | Promega | M7805 | |
| 425-600 µm glass beads | Sigma | G8772 | |
| Glycerol | Sigma | G5516 | |
| DMSO | Sigma | D8418 | |
| Fluorescent bulbs | Gro-Lux | 69 | |
| HT multitron photobioreactor | Infors |
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