Subpial Adeno-assoziiertes Virus 9 (AAV9) Vektorlieferung in erwachsenen Mäusen
Summary
Das Ziel der vorliegenden Studie war es, die Potenz und Sicherheit der spinalen Adeno-assoziierten Virus 9 (AAV9) -vermittelten Genabgabe zu entwickeln und zu validieren, indem eine neuartige subpiale Genabgabetechnik bei erwachsenen Mäusen verwendet wurde.
Abstract
Die erfolgreiche Entwicklung eines subpialen Adeno-assoziierten Virus 9 (AAV9) Vektor-Delivery-Technik bei erwachsenen Ratten und Schweinen wurde bisher beschrieben. Unter Verwendung von subpial platzierten Polyethylenkathetern (PE-10 oder PE-5) für die AAV9-Abgabe wurde eine starke Transgenexpression durch das Spinalparenchym (weiße und graue Substanz) in sublimial injizierten Wirbelsäulensegmenten nachgewiesen. Wegen des breiten Spektrums der transgenen Mausmodelle von neurodegenerativen Erkrankungen besteht ein starker Wunsch nach der Entwicklung eines starken Nervensystems (ZNS), der in den erwachsenen Mäusen gezielt entwickelt wurde. Dementsprechend beschreibt die vorliegende Studie die Entwicklung einer spinalen Subpial-Vektor-Abgabevorrichtung und Technik, um eine sichere und wirksame Wirbelsäule-AAV9-Abgabe in erwachsenen C57BL / 6J-Mäusen zu ermöglichen. Bei spinell immobilisierten und anästhesierten Mäusen wurde die Pia mater (zervikale 1 und lumbale 1-2 Spinalsegmentstufe) mit einer scharfen 34 G-Nadel unter Verwendung eines XYZ-Manipulators eingeschnitten. Eine zweite XYZ maNipulator wurde dann verwendet, um eine stumpfe 36G-Nadel in den Lenden- und / oder Zervikal-subpialen Raum vorzurücken. Der AAV9-Vektor (3-5 & mgr; l, 1,2 × 10 13 Genomkopien (gc)), der für grünes fluoreszierendes Protein (GFP) kodiert, wurde dann sublimiert. Nach Injektionen wurde die neurologische Funktion (motorisch und sensorisch) periodisch beurteilt und die Tiere wurden 14 Tage nach der AAV9-Abgabe mit 4% Paraformaldehyd perfusionsfest fixiert. Die Analyse von horizontalen oder transversalen Rückenmarksabschnitten zeigte eine transgene Expression während des gesamten Rückenmarks, sowohl in grauer als auch in weißer Substanz. Darüber hinaus wurde eine intensive retrogradvermittelte GFP-Expression in den absteigenden motorischen Axonen und Neuronen in der motorischen Kortex, Kernruber und formatio reticularis beobachtet. Bei jedem Tier wurde keine neurologische Dysfunktion festgestellt. Diese Daten zeigen, dass die Subpial-Vektor-Delivery-Technik erfolgreich bei erwachsenen Mäusen verwendet werden kann, ohne dass eine prozessbedingte Rückenmarksverletzung verursacht wird und mit hochwirksamen Transgenexpres assoziiert istWährend der spinalen Neuraxis.
Introduction
Die Verwendung von AAV-Vektoren zur Behandlung einer Vielzahl von Rückenmark und ZNS-neurodegenerativen Erkrankungen wird zu einer gut akzeptierten Plattform, um die Expression von Gen (en) von Interesse effektiv zu regulieren oder zu stillen. Eine der Schlüsselbeschränkungen für die effektivere Nutzung dieser Technologie zur Behandlung von ZNS- / Rückenmarksstörungen ist die begrenzte Fähigkeit, AAV-Vektoren an das tiefe Gehirn oder das Rückenmark-Parenchym bei erwachsenen Säugetieren zu liefern.
Es wurde zum Beispiel gezeigt, dass die systemische Verabreichung von AAV9 bei adulten Nagetieren, Katzen oder nichtmenschlichen Primaten nur mäßig wirksam bei der Induktion der transgenen Expression in Neuronen im Gehirn und im Rückenmark 1 , 2 , 3 ist . Die effektivere intrathekale Verabreichung von AAV9-Vektoren hat sich auch gezeigt, dass sie nur zu einer begrenzten Transgenexpression in anatomisch definierten Pools von Neuronen führen. Genauer gesagt, es war DämonenDass die cisternal- oder lumbo-sakrale intrathekale AAV9-Abgabe in nichtmenschlichen Primaten, Schweinen oder Nagetieren zu einem hohen Grad an transgener Expression in spinalen α-Motoneuronen und segmentalen Dorsalwurzelganglionneuronen führt. Allerdings ist ein minimaler oder kein Ausdruck in spinalen Interneuronen oder aufsteigenden oder absteigenden Axonen in der weißen Substanz 4 , 5 , 6 , 7 zu sehen . Gemeinsam zeigen diese Daten, dass eine hochwirksame biologisch-anatomische Barriere existiert, die die Diffusion von intrathekal abgegebener AAV in tieferes Spinalparenchym verhindert.
In einer früheren Studie mit erwachsenen Ratten und Schweinen wurde eine neuartige Subpial-Vektor-Delivery-Technik entwickelt 8 . Unter Verwendung dieses Ansatzes wurde eine hochwirksame und multisegmentale Transgenexpression nach einer Ein-Bolus-Subpial-AAV9-Abgabe nachgewiesen. Intensive GFP-Expression wurde konsequent gesehenIn Neuronen, Gliazellen und absteigenden / aufsteigenden Axonen durch die injizierten Wirbelsäulensegmente. Diese Studie zeigte zum ersten Mal, dass die Pia mater die primäre Barriere darstellt, die die effektive AAV9-Diffusion in das Spinalparenchym aus dem intrathekalen Raum begrenzt. Während diese zuvor entwickelte Technik und die subpiale Injektionsvorrichtung bei großen Nagetieren (wie Ratten) oder erwachsenen Schweinen relativ einfach zu verwenden ist, ist das System nicht für den Einsatz bei kleinen Tieren, wie z. B. erwachsenen Mäusen, geeignet. Wegen der hohen Anzahl verfügbarer transgener Mausmodelle einer Vielzahl von neurodegenerativen Erkrankungen besteht ein klarer Bedarf an der Entwicklung einer wirksamen Spinal-Parenchym-Vektor-Verabreichungstechnik bei Mäusen. Die Verfügbarkeit einer solchen Technik würde die Untersuchung der Wirkung eines spezifischen Gen-Silens ( z. B. unter Verwendung von shRNA) oder einer Hochregulation unter Verwendung von zell-unspezifischen ( z. B. Cytomegalovirus-CMV oder Ubiquitin) oder zellspezifischen ( z. B. Synapsen oder Glia) ermöglichen Fibrillär sauerProtein (GFAP)) Promotoren während der frühen postnatalen Entwicklung oder unter kranken Bedingungen.
Dementsprechend haben wir in der vorliegenden Studie ein Miniatur-Subpial-Vektor-Delivery-System entwickelt und validiert, das effektiv bei erwachsenen Mäusen verwendet werden kann. Ähnlich wie bei früheren Ratten- und Schweinestudien zeigt diese Arbeit eine starke Transgenexpression während des gesamten Wirbelsäulenparenchyms nach einer Ein-Bolus-Subpial-AAV9-Abgabe bei Mäusen. Die Einfachheit dieses Ansatzes, die sehr gute Verträglichkeit von injizierten Mäusen zur subpialen AAV9-Abgabe und die hohe Potenz der Transgenexpression im Spinalparenchym deuten darauf hin, dass diese Technik in jeder Laborumgebung effektiv umgesetzt und in Experimenten verwendet werden kann, die auf die Spinalgenexpression abzielen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die aktuelle Studie beschreibt eine Technik der subpialen Vektor (AAV9) Lieferung bei erwachsenen Mäusen. Wie in dem begleitenden Video gezeigt, kann dieser Ansatz und die Technik effektiv genutzt werden, vorausgesetzt, dass die benötigten Instrumente und die pia-penetrierende Nadel und die subpiale Injektionsnadel entsprechend den etablierten und getesteten Spezifikationen ordnungsgemäß hergestellt werden.
Kritische technische Variablen bei der Durchführung einer konsistenten u…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Studie wurde von der Stiftung SANPORC und ALSA Foundation (Martin Marsala) unterstützt; Das Nationale Nachhaltigkeitsprogramm, Projektnummer LO1609 (tschechisches Ministerium für Bildung, Jugend und Sport); Und RVO: 67985904 (Stefan Juhas und Jana Juhasova).
Materials
| C57BL/6J Mice | Jackson Labs | 664 | |
| Lab Standard Stereotaxic for Mice | Harvard Apparatus | 72-9568 | |
| Mouse Spinal Adaptor | Harvard Apparatus | 72-4811 | |
| XYZ Manipulator | Stoelting | 51604 | |
| Manual Infusion Pump | Stoelting | 51218 | |
| 34G Beveled Nanofill Needle | World Precision Instruments | NF34BV-2 | |
| 36G Blunt Nanofill needle | World Precision Instruments | NF-36BL-2 | |
| Fluriso, Isoflurane | MWI Veterinary Supply | 502017 | |
| Chlorhexidine Solution | MWI Veterinary Supply | 501027 | |
| 20G Stainless Steel Needle | Becton-Dickinson | 305175 | |
| 23G Stainless Steel Needle | Becton-Dickinson | 305145 | |
| 30G Stainless Steel Needle | Becton-Dickinson | 305128 | |
| Cotton Tipped Applicator | MWI Veterinary Supply | 27426 | |
| Glass Capillary Beveller | Narishige International | SM-25B | |
| Slide Microscope Superfrost | Leica Microsystems | M80 | |
| 50μl Microsyringe | Hamilton | 81242 | |
| BD Intramedic PE-20 Tubing | Becton, Dickinson | 427406 | |
| BD Intramedic PE-10 Tubing | Becton, Dickinson | 427401 | |
| 4-0 monofilament suture | VetOne | V1D397 | |
| Glass Capillary Beveller | Narishige | Pipet Micro Grinder EG-40 | |
| 5 min Epoxy (Epoxy Clear) | Devcon | 14310 | |
| Euthanasia Solution | MWI Veterinary Supply | 11168 | |
| Heparin Inj 1000U/mL | MWI Veterinary Supply | 54254 | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 158127 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S0389 | |
| Anti NeuN Antibody | EMD-Millipore | ABN78 | Primary Rabbit Polyclonal Antibody, 1:1000 |
| Anti-Choline Acetyltransferase (CHAT) Antibody | EMD-Millipore | AB144P | Primary Goat Polyclonal Antibody, 1:100 |
| Anti GFP Antibody | Aves Labs | GFP-1020 | Primary Chicken Polyclonal Antibody, 1:1000 |
| Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 594 | ThermoFisher Scientific | A21207 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Donkey anti-Rabbit IgG Secondary Antibody, Alexa Fluor 680 | ThermoFisher Scientific | A10043 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Donkey anti-Chicken IgY Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 | Jackson Immunoresearch Labs | 703-545-155 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Donkey Anti-Goat IgG H&L (Alexa Fluor 647 | Abcam | ab150131 | Secondary Antibody, 1:1000 |
| Slide Microscope Superfrost | Fisher Scientific | 12-550-143 | |
| ProLong Gold Antifade Mountant | Fisher Scientific | P36930 | |
| Epifluorescence Microscope | Zeiss | Zeiss AxioImager M2 | |
| Fluorescence Confocal Microscope | Olympus | Olympus FV1000 | |
| Dextran | Polysciences, Inc | 19411 | |
| AAV9-UBC-GFP | UCSD Viral Vector Core Laboratory | ||
References
- Foust, K. D., et al. Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nat Biotechnol. 27 (1), 59-65 (2009).
- Duque, S., et al. Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons. Mol Ther. 17 (7), 1187-1196 (2009).
- Gray, S. J., et al. Preclinical differences of intravascular AAV9 delivery to neurons and glia: a comparative study of adult mice and nonhuman primates. Mol Ther. 19 (6), 1058-1069 (2011).
- Meyer, K., et al. Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for SMA: a dose-response study in mice and nonhuman primates. Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).
- Foust, K. D., et al. Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS. Mol Ther. 21 (12), 2148-2159 (2013).
- Passini, M. A., et al. Translational fidelity of intrathecal delivery of self-complementary AAV9-survival motor neuron 1 for spinal muscular atrophy. Hum Gene Ther. 25 (7), 619-630 (2014).
- Bell, P., et al. Motor neuron transduction after intracisternal delivery of AAV9 in a cynomolgus macaque. Hum Gene Ther Methods. 26 (2), 43-44 (2015).
- Miyanohara, A., et al. Potent spinal parenchymal AAV9-mediated gene delivery by subpial injection in adult rats and pigs. Mol Ther Methods Clin Dev. 3, 16046 (2016).
- Xu, Q., et al. In vivo gene knockdown in rat dorsal root ganglia mediated by self-complementary adeno-associated virus serotype 5 following intrathecal delivery. PLoS One. 7 (3), 32581 (2012).
- Xiao, X., Li, J., Samulski, R. J. Production of high-titer recombinant adeno-associated virus vectors in the absence of helper adenovirus. J Virol. 72 (3), 2224-2232 (1998).
