本协议的目的是演示一种有效的方法, decellularize 和 decalcify 小鼠耳蜗作为组织工程应用的支架使用。
在哺乳动物, mechanosensory 的毛细胞, 促进听力缺乏再生能力, 这是有限的治疗听力损失。目前的再生医学战略的重点是移植干细胞或在内耳周围的支持细胞的遗传操作, 以鼓励更换受损的干细胞, 以纠正听力损失。然而, 细胞外基质 (ECM) 在诱导和维持毛细胞功能方面可能起着至关重要的作用, 而且尚未得到很好的研究。利用耳蜗 ECM 作为培养成体干细胞的支架, 可以为细胞外环境的组成和结构对维持听觉功能的支持提供独特的见解。在这里, 我们提出了一种方法, 分离和 decellularizing 耳蜗从小鼠使用作为支架接受灌注成体干细胞。在当前的协议中, 耳蜗是从被安乐死的小鼠、细胞和脱中分离出来的。之后, 人沃顿的果冻细胞 (hWJCs), 从脐带被隔离, 仔细地灌注到每个耳蜗。耳蜗被用作生物反应器, 细胞被培养30天后进行分析处理。细胞耳蜗保留可辨认的胞外结构, 但没有揭示细胞的存在或 DNA 的明显片段。耳蜗内灌注的细胞侵入耳蜗的大部分内部和外部, 在30天的时间内没有发生任何事件。因此, 目前的方法可以用来研究如何耳蜗 ECM 影响细胞的发展和行为。
耳蜗是一种复杂的螺旋结构, 在颞骨中发现。它是由外骨迷宫和同心, 内膜迷宫1组成。膜迷宫包括三流体空间: scala vestibuli, scala 媒体, 和 scala 索1。scala 媒介安置感觉上皮, 由许多细胞类型组成, 但感觉毛细胞 (HC), 传感器机械能在音波到神经冲动2, 是特别感兴趣的。接触到声学创伤3,4,5, 药物治疗6, 疾病7,8, 和老化9都可以通过 HC 死亡导致听觉功能受损。哺乳动物的毛细胞丢失是永久性的, 不像禽 HCs, 它可以在受伤后再生10。
各种当代研究努力试图恢复失去的 HCs, 虽然具体的实验方法有所不同。在体外分化的感觉上皮和干细胞植入的基因表达的操作是该领域的主要方法, 尽管寻求将干细胞分化成耳蜗 organoids 的诱导方法已经已尝试11,12,13。每种方法要么直接依赖干细胞, 要么是干细胞所使用的发育线索;但是, 第二个共享的和潜在的关键元素是耳蜗自身的 ECM14,15。
ECM 不仅为细胞和组织提供物理支持, 包括细胞黏附、增殖、存活和迁移的表面, 而且在 HCs 和螺旋神经节的发育中起关键作用15,16 ,17。自然发生的 ECM 提供诱导信号, 可以指导细胞表型的确定和/或细胞黏附, 增殖, 和生存18。因此, 利用细胞耳蜗结合培养 hWJCs 提供了一个独特的机会, 以探索的作用, ECM 和 HC 再生。HWJCs 是一种容易获得的, 争议细胞类型, 从人类脐带中分离出来, 表现得像间充质干细胞19。HWJCs 已经显示了区分感觉神经细胞谱系的能力20,21。因此, 目前的协议细节的隔离, 细胞, 并灌注耳蜗从 C57BL 鼠胴体与 hWJCs 的内耳组织工程。
我们已经成功地证明, 原生耳蜗细胞可以通过细胞的过程从耳蜗中移除, 这使得耳蜗的使用成为一个复杂的三维组织支架。桑蒂et al。15开发了 decellularizing 耳蜗的初始方法, 并通过光片显微镜23精确估计了许多耳蜗结构的体积。这种早期的工作为组织工程和细胞培养技术提供了强有力的基础。细胞耳蜗可以成功地注入细胞, 然后培养一段长时间。从理论上讲…
The authors have nothing to disclose.
目前的项目是由堪萨斯大学概念基金的证明资助的。我们要感谢 KUMC (堪萨斯城, 堪萨斯州) 的护理人员帮助我们获得人类脐带, 和大卫乔根森协助耳蜗文化。
Allegra X-14R Centrifuge | Beckman-Coulter | B08861 | |
Intramedic Semi-Rigid Tubing | Becton Dickinson | 427401 | |
New Brunswick Innova 2000 Orbital Shaler | Eppendorf | M1190-0002 | |
Surgical Scissors | Fine Science Tools | 14060-10 | |
Fine Forceps | Fine Science Tools | 11370-40 | |
Ultra-Fine Forceps | Fine Science Tools | 18155-13 | |
50-mL Conical Tubes | Fisher Scientific | 12565271 | |
Petri Dish | Fisher Scientific | FB087579B | |
U-100 Insulin Syringe | Fisher Scientific | 14-829-1B | |
Scintillation Vial | Fisher Scientific | 03-341-73 | |
Rotator | Fisher Scientific | 88-861-049 | |
Transfer Pipette | Fisher Scientific | 22-170-404 | |
Razor Blade | Fisher Scientific | 12-640 | |
Antibiotic-Antimycotic | Fisher Scientific | 15-240-062 | |
Penicillin-Streptomycin | Fisher Scientific | 15-140-122 | |
24-Well Plate | Fisher Scientific | 07-200-84 | |
SuperFrost PLUS Glass Microscope Slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
Transfer Pipette | Fisher Scientific | 22-170-404 | |
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI | Fisher Scientific | P36935 | |
Clear-Rite 3 | Fisher Scientific | 22-046341 | |
Thermo Scientific Forma Series II 3110 Water-Jacekted CO2 Incubator | Fisher Scientific | 13-998-078 | |
Mesenchymal Stem Cell Growth Medium | Lonza | PT-3001 | |
Trypsin-EDTA | Lonza | CC-3232 | |
TPP T-75 Culture Flask | MidSci | TP90076 | |
TPP T-150 Culture Flask | MidSci | TP90151 | |
TPP T-300 Culture Flask | MidSci | TP90301 | |
Dissection Microscope | Nikon Instruments | SMZ800 | |
Nikon Eclipse Ts2R-FL Inverted Microscope | Nikon Instruments | MFA51010 | |
NuAire Class II, Type A2 Biosafety Cabinet | NuAire | NU-425-600 | |
1X PBS | Sigma-Aldrich | P5368-10PAK | |
1% SDS Solution | Sigma-Aldrich | 436143-100G | |
10% EDTA | Sigma-Aldrich | E9884-100G |