Visualisierung der kortikalen Module in abgeflachten Säugetier-Rinde
Summary
Dieser Artikel beschreibt eine detaillierte Methode abgeflachten tangential Abschnitte von Säugetieren Cortex und kortikalen Module mit histochemische und immunhistochemischen Methoden zu visualisieren.
Abstract
Der Kortex Säugetier-Gehirne ist Parcellated in verschiedene Unterkonstruktionen oder Module. Kortikale Module in der Regel liegen parallel zu den kortikalen Blatt und können durch bestimmte histochemische und immunhistochemischen Methoden abgegrenzt werden. In dieser Studie stellen wir eine Methode zu den Kortex von Säugetier-Gehirne zu isolieren und zu glätten, um Abschnitte Parallel zu den kortikalen Blatt zu erhalten. Wir weitere Highlight ausgewählt histochemische und immunhistochemischen Methoden, diese zu verarbeiten abgeflacht tangential Abschnitte um kortikalen Module zu visualisieren. Wir führen im somatosensorischen Cortex von verschiedenen Säugetieren Cytochrom-Oxidase Histochemie um Körper Karten oder kortikale Module aus verschiedenen Teilen des Körpers des Tieres zu offenbaren. In der medialen entorhinalen Kortex, ein Gebiet, wo Rasterzellen generiert werden, nutzen wir immunhistochemischen Methoden um Module von genetisch bedingten Neuronen zu markieren, die auf mehrere Arten in einem Raster in der kortikalen Blatt angeordnet sind. Insgesamt bieten wir ein Rahmen zu isolieren und bereiten Ligawechsel kortikale Abschnitte abgeflacht und kortikalen Module mit histochemische und immunhistochemischen Methoden in einer Vielzahl von Säugetier-Gehirne zu visualisieren.
Introduction
Einige der wichtigsten Änderungen in der Gehirnstruktur über Phylogenie kann in der Großhirnrinde beobachtet werden. Trotz der erheblichen Unterschiede der Hirnrinde von Tieren folgt ein gemeinsames Muster und kann breit geteilt werden auf zwei verschiedene Arten von Schichten und Bereichen1. Kortikale Schichten liegen parallel zur Oberfläche des Gehirns und variieren in der Zahl von 3 Schichten in Reptilien Cortex2 bis 6 Lagen in Säugetieren Cortex1. Kortikalen Areale auf der anderen Seite sind verschiedene Regionen des Cortex, die unterschiedliche Funktionalitäten, z.B.weitgehend entsprechen, somatosensorische Cortex in der Empfindung des Touch oder den visuellen Cortex bei der Verarbeitung von visuellen Eingänge beteiligt ist. Diese kortikalen Bereiche können oft in Patches oder Module3, unterteilt werden, die regelmäßig zu, anatomische Strukturen, die im wesentlichen parallel zur pial Oberfläche des Gehirns gefunden wiederholen. Kortikale Module können auf einem bestimmten Layer4beschränkt oder erstrecken sich über mehrere Ebenen5.
Strukturierendes Standardmethoden des Gehirns umfassen Abschnitte des Gehirns, wie koronale oder sagittale senkrecht zur Fläche. Während diese Methoden verwendet werden können, kortikale Module zu visualisieren, kann eine Vielzahl von interessanten Features aufgedeckt werden, wenn die kortikalen Module in einer Ebene parallel zur Oberfläche des Gehirns tangential, visualisiert werden. Zum Beispiel somatosensorischen Module im Nagetier Gehirn repräsentieren Schnurrhaare, erscheinen als Fässer als normal auf die Gehirn-Oberfläche visualisiert, und somit die Regionen ableiten den Name Fass Kortex. Jedoch auf die Fässer in einer tangentialen Ausrichtung zu visualisieren, offenbaren sie eine Whisker-Karte, mit den Fässern in einer topographischen Ausrichtung spiegeln das genaue Layout der Schnurrhaare auf die äußere Körperoberfläche angelegt. In bestimmten Fällen modulare Anordnung hat sogar entkommen Erkennung für einen erheblichen Zeitraum, wenn in gewissem Sinne nicht tangential visualisiert. Die mediale entorhinalen Kortex ist bekannt für das Vorhandensein der Gitterzellen, Neuronen, die in einem regelmäßigen hexagonalen Muster zu feuern, wenn ein Tier eine Umgebung durchlaufen ist. Obwohl es eine stark untersuchten Gegend bis vor kurzem, das Vorhandensein von Patches oder Module von Zellen in der medialen entorhinalen Kortex ist, die physisch in einem hexagonalen Muster6angelegt sind geflohen Erkennung. Das Vorhandensein und die Anordnung dieser Module in der Rattengehirn wurde durch tangentiale Abschnitte des medialen entorhinalen Kortex und untersucht die Cytoarchitecture in gewissem Sinne Schichtweiser erleichtert.
Im Anschluss an die schneiden, kann der besondere Aspekt der Visualisierung der kortikalen Module auch auf vielfache Weise realisiert werden. Klassisch, haben Studien Module basierend auf Zelle Dichte oder Faser Layout1abgegrenzt. Ein weiterer beliebter Ansatz ist die Verwendung von Cytochrom-Oxidase Histochemie, die Bereiche der höheren Aktivität8enthüllt. Neuere Ansätze beinhalten Blick auf genetisch bedingte Zelltypen unterschieden auf der Basis ihrer Protein Ausdruck Profile6,8.
In dieser Studie beleuchten wir Methoden zum Isolieren der Hirnrinde von Säugetier-Gehirne, abgeflachte tangential Abschnitte erhalten und kortikalen Module basierend auf Cytochrom-Oxidase Histochemie und Immunhistochemie Zelltyp spezifische Proteine zu visualisieren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Modularität in der Großhirnrinde ist mit einer Vielzahl von Techniken identifiziert worden. Die frühesten Studien in der Regel identifiziert kortikalen Module durch die beiden Visualisierung Zelle dichten Regionen oder fehlender Fasern1. Nachfolgende Methoden haben die Anwesenheit von dendritischen Bündel24, Afferenzen aus einer bestimmten Region25oder Anreicherung von Neurotransmittern26genutzt. Hier zeigen wir zwei Techn…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wurde von Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt Universität Zu Berlin, des Deutschen Zentrums für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF, Förderkennzeichen unterstützt. 01GQ1001A), NeuroCure, und der Gottfried Wilhelm Leibniz-Preis der deutschen Forschungsgemeinschaft. Wir danken Shimpei Ishiyama für hervorragende Grafik-Design und Juliane Diederichs für ausgezeichnete technische Unterstützung.
Materials
| Cytochrome oxidase staining | |||
| Cytochrome c from equine heart | Sigma-Aldrich | C2506 | |
| 3,3'Diaminobenzidine tetrahydrochloride hydrate | Sigma-Aldrich | D5637 | |
| D(+)-Saccharose | Carl Roth | 4621.1 | |
| Ammonium nickel(II) sulfate hexahydrate | Sigma-Aldrich | A1827 | |
| HEPES | Carl Roth | 9105.4 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antigen retrieval | |||
| Trisodium citrate dihydrate | Sigma-Aldrich | S1804 | |
| Citric acid monohydrate | Sigma-Aldrich | C1909 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Phosphate buffer/phosphate-buffered saline/prefix/PFA | |||
| Potassium dihydrogen phosphate | Carl Roth | 3904.2 | |
| Sodium chloride | Carl Roth | 9265.1 | |
| Di-Sodium hydrogen phosphate dihydrate | Carl Roth | 4984.3 | |
| Paraformaldehyde | Carl Roth | 0335.3 | |
| TRITON-X 100 | Carl Roth | 3051.3 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Immunohistochemistry | |||
| Calbindin D-28k puriefied from chicken gut, Mouse monoclonal | Swant | RRID: AB_10000347 | |
| Calbindin D-28k from recombinant rat calbindin D-28k, Rabbit polyclonal | Swant | RRID: AB_10000340 | |
| Albumin Fraction V, biotin free | Carl Roth | 0163.4 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Mounting or freezing media | |||
| Fluoromount (immunofluorescence) | Sigma-Aldrich | F4680 | |
| Eukitt (histochemistry) | Sigma-Aldrich | 03989 | |
| Tissue freezing medium | Leica Biosystems | NC0696746 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alcohol dehydration | |||
| Ethanol 100% | Carl Roth | 9065.3 | |
| Ethanol 96% | Carl Roth | P075.3 | |
| 2-Propanol | Carl Roth | 6752.4 | |
| Xylene substitute | Fluka | 78475 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Devices/tools | |||
| Microm HM 650V | Thermo Scientific | ||
| Jung RM2035 | Leica Biosystems | ||
| Dumont #55 Forceps – Inox | Fine Science Tools | 11255-20 | |
| Dumont #5 Forceps – Inox Biology Tip | Fine Science Tools | 11252-30 | |
| Dumont #5SF Forceps – Inox Super Fine Tip | Fine Science Tools | 11252-00 | |
| Bone Shears – 24 cm | Fine Science Tools | 16150-24 | |
| Friedman Rongeur | Fine Science Tools | 16000-14 | |
| Blunt Scissors | Fine Science Tools | 14000-18 | |
| Surgical Scissors – Large Loops | Fine Science Tools | 14101-14 | |
| Surgical Scissors – Sharp-Blunt | Fine Science Tools | 14001-13 | |
| Fine Iris Scissors | Fine Science Tools | 14094-11 |
References
- Brodmann, K. . Vergleichende Lokalisationslehre der Grosshirnrinde in ihren Prinzipien dargestellt auf Grund des Zellenbaues. , (1909).
- Naumann, R. K., et al. The reptilian brain. Curr Biol. 25 (8), R317-R321 (2015).
- Kaas, J. H. Evolution of columns, modules, and domains in the neocortex of primates. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (Supplement 1), 10655-10660 (2012).
- Woolsey, T. A., Van der Loos, H. The structural organization of layer IV in the somatosensory region (SI) of mouse cerebral cortex: the description of a cortical field composed of discrete cytoarchitectonic units. Brain Res. 17 (2), 205-242 (1970).
- Naumann, R. K., Ray, S., Prokop, S., Las, L., Heppner, F. L., Brecht, M. Conserved size and periodicity of pyramidal patches in layer 2 of medial/caudal entorhinal cortex. J Comp Neurol. 524 (4), 783-806 (2016).
- Ray, S., Naumann, R., Burgalossi, A., Tang, Q., Schmidt, H., Brecht, M. Grid-layout and theta-modulation of layer 2 pyramidal neurons in medial entorhinal cortex. Science. 343 (6173), 891-896 (2014).
- Wong-Riley, M. T. Cytochrome oxidase: an endogenous metabolic marker for neuronal activity. Trends Neurosci. 12 (3), 94-101 (1989).
- Ray, S., Brecht, M. Structural development and dorsoventral maturation of the medial entorhinal cortex. Elife. 5, e13343 (2016).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), (2012).
- . Phosphate-buffered saline (PBS). Cold Spring Harb. Protoc. , (2006).
- Olson, S. T., Chuang, Y. J. Heparin activates antithrombin anticoagulant function by generating new interaction sites (exosites) for blood clotting proteinases. Trends Cardiovasc Med. 12 (8), 331-338 (2002).
- . Paraformaldehyde (PFA; 4%). Cold Spring Harb. Protoc. , (2009).
- . Sodium phosphate (PB). Cold Spring Harb. Protoc. , (2006).
- Sincich, L. C., Adams, D. L., Horton, J. C. Complete flatmounting of the macaque cerebral cortex. Visual Neurosci. 20 (6), 663-686 (2003).
- Tootell, R. B., Silverman, M. S. Two methods for flat-mounting cortical tissue. J Neurosci Methods. 15 (3), 177-190 (1985).
- Rosene, D. L., Roy, N. J., Davis, B. J. A cryoprotection method that facilitates cutting frozen sections of whole monkey brains for histological and histochemical processing without freezing artifact. J Histochem Cytochem. 34 (10), 1301-1315 (1986).
- Wong-Riley, M. Changes in the visual system of monocularly sutured or enucleated cats demonstrable with cytochrome oxidase histochemistry. Brain Res. 171 (1), 11-28 (1979).
- Divac, I., Mojsilovic-Petrovic, J., López-Figueroa, M. O., Petrovic-Minic, B., Møller, M. Improved contrast in histochemical detection of cytochrome oxidase: metallic ions protocol. J Neurosci Methods. 56 (2), 105-113 (1995).
- Jiao, Y., et al. A simple and sensitive antigen retrieval method for free-floating and slide-mounted tissue sections. J Neurosci Methods. 93 (2), 149-162 (1999).
- Pileri, S. A., et al. Antigen retrieval techniques in immunohistochemistry: comparison of different methods. J Pathol. 183 (1), 116-123 (1997).
- Woolsey, T. A., Welker, C., Schwartz, R. H. Comparative anatomical studies of the SmL face cortex with special reference to the occurrence of “barrels” in layer IV. J Comp Neurol. 164 (1), 79-94 (1975).
- Krubitzer, L. The organization of neocortex in mammals: are species differences really so different?. Trends Neurosci. 18 (9), 408-417 (1995).
- Lauer, S. M., Lenschow, C., Brecht, M. Sexually selected size differences and conserved sexual monomorphism of genital cortex. J Comp Neurol. , (2017).
- Fleischhauer, K., Petsche, H., Wittkowski, W. Vertical bundles of dendrites in the neocortex. Anat Embryol. 136 (2), 213-223 (1972).
- Bernardo, K. L., Woolsey, T. A. Axonal trajectories between mouse somatosensory thalamus and cortex. J Comp Neurol. 258 (4), 542-564 (1987).
- Ray, S., Burgalossi, A., Brecht, M., Naumann, R. K. Complementary Modular Microcircuits of the Rat Medial Entorhinal Cortex. Front Syst Neurosci. 11, (2017).
- Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Thalamic inputs to cytochrome oxidase-rich regions in monkey visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (19), 6098-6101 (1982).
- Land, P. W., Simons, D. J. Cytochrome oxidase staining in the rat SmI barrel cortex. J Comp Neurol. 238 (2), 225-235 (1985).
- Welker, C., Woolsey, T. A. Structure of layer IV in the somatosensory neocortex of the rat: description and comparison with the mouse. J Comp Neurol. 158 (4), 437-453 (1974).
- Retzius, G. Die Cajal’schen zellen der grosshirnrinde beim menschen und bei säugetieren. Biol Unters. 5, 1-9 (1893).
- Cajal, S. R. . Histologie du Systeme Nerveux de l’Homme et des vertébrés. , (1911).
- Chapin, J. K., Lin, C. S. Mapping the body representation in the SI cortex of anesthetized and awake rats. J Comp Neurol. 229 (2), 199-213 (1984).
- Löwel, S., Freeman, B., Singer, W. Topographic organization of the orientation column system in large flat-mounts of the cat visual cortex: A 2-deoxyglucose study. J Comp Neurol. 255 (3), 401-415 (1987).
- Tang, Q., et al. Functional architecture of the rat parasubiculum. J Neurosci. 36 (7), 2289-2301 (2016).
- Snyder, J. P. . Map projections–A working manual (Vol. 1395). , (1987).
- Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nat Methods. 10 (6), 508-513 (2013).
- Renier, N., Wu, Z., Simon, D. J., Yang, J., Ariel, P., Tessier-Lavigne, M. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
