Summary

Visualização de módulos corticais em córtices mamíferos achatadas

Published: January 22, 2018
doi:

Summary

Este artigo descreve uma metodologia detalhada para obter secções tangenciais achatadas de mamíferos córtices e Visualizar módulos corticais usando histochemical e métodos de imuno-histoquímica.

Abstract

O córtex do cérebro dos mamíferos é parcellated em subestruturas distintas ou módulos. Módulos corticais normalmente mentem paralelos à folha cortical e podem ser delineados por certos métodos histoquímicos e imuno-histoquímica. Neste estudo, destaca-se um método para isolar o córtex do cérebro de mamíferos e achate-os para obter paralelo de seções para a folha de cortical. Nós ainda mais destaque selecionado histochemical e métodos de imuno-histoquímica para processar estas achatada tangenciais seções para visualizar módulos corticais. No córtex somatossensorial de vários mamíferos, realizamos a citocromo oxidase histoquímica para revelar o corpo mapas ou módulos corticais que representam diferentes partes do corpo do animal. No córtex entorhinal medial, uma área onde as células da grade são geradas, utilizamos métodos de imuno-histoquímica para destacar os módulos de neurônios geneticamente determinados, que estão dispostos em um padrão de grade na planilha de cortical através de várias espécies. No geral, nós fornecemos um quadro para isolar e preparar layer-wise achatado seções corticais e visualize corticais módulos usando histochemical e métodos de imuno-histoquímica em uma ampla variedade de cérebros de mamíferos.

Introduction

Algumas das alterações mais significativas na estrutura do cérebro através de filogenia podem ser observadas no córtex cerebral. Apesar de diferenças significativas, o córtex dos animais segue um padrão comum e pode ser dividido em duas maneiras distintas, por camadas e áreas1. Camadas corticais mentem paralelas à superfície do cérebro e variam em número de 3 camadas em reptiliano córtices2 a 6 camadas em mamíferos córtices1. Áreas corticais, por outro lado, são regiões distintas do córtex, que em grande parte correspondem às funcionalidades distintas, por exemplo, o córtex somatossensorial está envolvido com a sensação de toque ou o córtex visual no processamento visuais entradas. Estas áreas corticais podem muitas vezes ser subdivididas em patches ou módulos3, que são regularmente repetindo estruturas anatômicas, encontradas essencialmente paralelas à superfície pial do cérebro. Módulos corticais podem ser confinados a uma determinada camada4ou estendem através de várias camadas5.

Métodos de corte padrão do cérebro envolvem seções normais à superfície do cérebro, como coronal ou sagital. Enquanto estes métodos podem ser usados para visualizar os módulos corticais, uma multiplicidade de características interessantes pode ser revelada quando os módulos corticais são visualizados tangencialmente, em um plano paralelo à superfície do cérebro. Por exemplo, módulos somatossensorial do cérebro de roedor representando bigodes, aparecem como barris quando visualizado normal à superfície do cérebro, e, portanto, as regiões derivam o córtex de barril de nome. No entanto, na visualização dos barris em uma orientação tangencial, eles revelam whisker-mapa, com os barris sendo colocados para fora em uma orientação topográfica espelhamento o layout dos bigodes na superfície externa do corpo. Em certos casos, o arranjo modular escapou mesmo deteção por períodos consideráveis, quando visualizado de forma não-tangencial. O córtex entorhinal medial, é conhecida pela presença de grade de células, neurônios que dispara em um padrão hexagonal regular quando um animal está atravessando um ambiente. Mesmo que seja uma área fortemente investigada, até recentemente, a presença de manchas ou módulos de células no córtex entorhinal medial, que fisicamente são dispostas em um padrão hexagonal6, tinha escapado a deteção. A presença e a disposição destes módulos, em cérebro de ratos, foi facilitada pela fazendo seções tangenciais do córtex entorhinal medial e investigar a cytoarchitecture de forma layer-wise.

Logo após o corte, o aspecto particular de visualização de módulos corticais também pode ser realizado de várias formas. Classicamente, os estudos foram delineados módulos baseados em célula densidade ou fibra layout1. Outra abordagem popular é o uso da histoquímica de citocromo oxidase, que revela as áreas de maior atividade8. Abordagens mais recentes incluem a olhar para os tipos de células geneticamente determinada, distinguidos-se com base em sua proteína expressão perfis6,8.

Neste estudo, destaca-se métodos para isolar o córtex do cérebro de mamíferos, obter secções tangenciais achatadas e Visualizar corticais módulos baseados em citocromo oxidase histoquímica e imuno-histoquímica das proteínas específicas do tipo de célula.

Protocol

Todos os procedimentos experimentais foram realizados de acordo com as diretrizes alemãs sobre o bem-estar animal, sob a supervisão das comissões de ética locais (LaGeSo). Humano e morcego cérebro dados foram derivados de Naumann et al 5 o procedimento a seguir é realizado em um rato de Wistar adulto macho (estirpe: RJHan:WI). 1. perfusão e extração do cérebro Nota: A fim de obter um cérebro homogênea fixo e livre de sangue…

Representative Results

Nós obtidos achatadas seções corticais do córtex somatossensorial em uma variedade de cérebros e processadas para citocromo oxidase histoquímica Visualizar os módulos de somatotopic que representam diferentes partes do corpo. Esta abordagem comparativa permite estudar as forças evolutivas que córtex de forma, por exemplo, mostrando a representação altamente conservada de vibrissae mystacial em roedores e lagomorfos como barris21 (<strong class="…

Discussion

Modularidade no córtex cerebral foi identificada usando uma variedade de técnicas. Os primeiros estudos normalmente identificados cortical módulos ou visualizando célula regiões densas, ou uma ausência de fibras1. Utilizaram-se métodos subsequentes a presença de feixes dendríticas24, afferents de uma determinada região25, ou enriquecimento de neurotransmissores26. Aqui vamos demonstrar duas técnicas, coloração (ii…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado pela Humboldt-Universität zu Berlin, o centro de Bernstein para Berlim de neurociência computacional, o centro alemão para doenças neurodegenerativas (DZNE), o Ministério Federal alemão de educação e pesquisa (BMBF, Förderkennzeichen 01GQ1001A), NeuroCure e a Gottfried Wilhelm Leibniz prêmio da DFG. Agradecemos Shimpei Ishiyama para design gráfico excelente e Juliane Diederichs para assistência técnica excelente.

Materials

Cytochrome oxidase staining
Cytochrome c from equine heart Sigma-Aldrich C2506
3,3'Diaminobenzidine tetrahydrochloride hydrate Sigma-Aldrich D5637
D(+)-Saccharose Carl Roth  4621.1
Ammonium nickel(II) sulfate hexahydrate Sigma-Aldrich A1827
HEPES Carl Roth  9105.4
Name Company Catalog Number Comments
Antigen retrieval
Trisodium citrate dihydrate Sigma-Aldrich S1804
Citric acid monohydrate Sigma-Aldrich C1909
Name Company Catalog Number Comments
Phosphate buffer/phosphate-buffered saline/prefix/PFA
Potassium dihydrogen phosphate Carl Roth 3904.2
Sodium chloride Carl Roth 9265.1
Di-Sodium hydrogen phosphate dihydrate Carl Roth 4984.3
Paraformaldehyde Carl Roth 0335.3
TRITON-X 100 Carl Roth 3051.3
Name Company Catalog Number Comments
Immunohistochemistry
Calbindin D-28k puriefied from chicken gut, Mouse monoclonal Swant RRID: AB_10000347
Calbindin D-28k from recombinant rat calbindin D-28k, Rabbit polyclonal Swant RRID: AB_10000340
Albumin Fraction V, biotin free Carl Roth 0163.4
Name Company Catalog Number Comments
Mounting or freezing media
Fluoromount (immunofluorescence) Sigma-Aldrich F4680
Eukitt (histochemistry) Sigma-Aldrich 03989
Tissue freezing medium Leica Biosystems NC0696746
Name Company Catalog Number Comments
Alcohol dehydration
Ethanol 100% Carl Roth 9065.3
Ethanol 96% Carl Roth P075.3
2-Propanol Carl Roth 6752.4
Xylene substitute Fluka 78475
Name Company Catalog Number Comments
Devices/tools
Microm HM 650V Thermo Scientific
Jung RM2035 Leica Biosystems
Dumont #55 Forceps – Inox Fine Science Tools 11255-20
Dumont #5 Forceps – Inox Biology Tip Fine Science Tools 11252-30
Dumont #5SF Forceps – Inox Super Fine Tip Fine Science Tools 11252-00
Bone Shears – 24 cm Fine Science Tools 16150-24
Friedman Rongeur Fine Science Tools 16000-14
Blunt Scissors Fine Science Tools 14000-18
Surgical Scissors – Large Loops Fine Science Tools 14101-14
Surgical Scissors – Sharp-Blunt Fine Science Tools 14001-13
Fine Iris Scissors Fine Science Tools 14094-11

References

  1. Brodmann, K. . Vergleichende Lokalisationslehre der Grosshirnrinde in ihren Prinzipien dargestellt auf Grund des Zellenbaues. , (1909).
  2. Naumann, R. K., et al. The reptilian brain. Curr Biol. 25 (8), R317-R321 (2015).
  3. Kaas, J. H. Evolution of columns, modules, and domains in the neocortex of primates. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (Supplement 1), 10655-10660 (2012).
  4. Woolsey, T. A., Van der Loos, H. The structural organization of layer IV in the somatosensory region (SI) of mouse cerebral cortex: the description of a cortical field composed of discrete cytoarchitectonic units. Brain Res. 17 (2), 205-242 (1970).
  5. Naumann, R. K., Ray, S., Prokop, S., Las, L., Heppner, F. L., Brecht, M. Conserved size and periodicity of pyramidal patches in layer 2 of medial/caudal entorhinal cortex. J Comp Neurol. 524 (4), 783-806 (2016).
  6. Ray, S., Naumann, R., Burgalossi, A., Tang, Q., Schmidt, H., Brecht, M. Grid-layout and theta-modulation of layer 2 pyramidal neurons in medial entorhinal cortex. Science. 343 (6173), 891-896 (2014).
  7. Wong-Riley, M. T. Cytochrome oxidase: an endogenous metabolic marker for neuronal activity. Trends Neurosci. 12 (3), 94-101 (1989).
  8. Ray, S., Brecht, M. Structural development and dorsoventral maturation of the medial entorhinal cortex. Elife. 5, e13343 (2016).
  9. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), (2012).
  10. . Phosphate-buffered saline (PBS). Cold Spring Harb. Protoc. , (2006).
  11. Olson, S. T., Chuang, Y. J. Heparin activates antithrombin anticoagulant function by generating new interaction sites (exosites) for blood clotting proteinases. Trends Cardiovasc Med. 12 (8), 331-338 (2002).
  12. . Paraformaldehyde (PFA; 4%). Cold Spring Harb. Protoc. , (2009).
  13. . Sodium phosphate (PB). Cold Spring Harb. Protoc. , (2006).
  14. Sincich, L. C., Adams, D. L., Horton, J. C. Complete flatmounting of the macaque cerebral cortex. Visual Neurosci. 20 (6), 663-686 (2003).
  15. Tootell, R. B., Silverman, M. S. Two methods for flat-mounting cortical tissue. J Neurosci Methods. 15 (3), 177-190 (1985).
  16. Rosene, D. L., Roy, N. J., Davis, B. J. A cryoprotection method that facilitates cutting frozen sections of whole monkey brains for histological and histochemical processing without freezing artifact. J Histochem Cytochem. 34 (10), 1301-1315 (1986).
  17. Wong-Riley, M. Changes in the visual system of monocularly sutured or enucleated cats demonstrable with cytochrome oxidase histochemistry. Brain Res. 171 (1), 11-28 (1979).
  18. Divac, I., Mojsilovic-Petrovic, J., López-Figueroa, M. O., Petrovic-Minic, B., Møller, M. Improved contrast in histochemical detection of cytochrome oxidase: metallic ions protocol. J Neurosci Methods. 56 (2), 105-113 (1995).
  19. Jiao, Y., et al. A simple and sensitive antigen retrieval method for free-floating and slide-mounted tissue sections. J Neurosci Methods. 93 (2), 149-162 (1999).
  20. Pileri, S. A., et al. Antigen retrieval techniques in immunohistochemistry: comparison of different methods. J Pathol. 183 (1), 116-123 (1997).
  21. Woolsey, T. A., Welker, C., Schwartz, R. H. Comparative anatomical studies of the SmL face cortex with special reference to the occurrence of “barrels” in layer IV. J Comp Neurol. 164 (1), 79-94 (1975).
  22. Krubitzer, L. The organization of neocortex in mammals: are species differences really so different?. Trends Neurosci. 18 (9), 408-417 (1995).
  23. Lauer, S. M., Lenschow, C., Brecht, M. Sexually selected size differences and conserved sexual monomorphism of genital cortex. J Comp Neurol. , (2017).
  24. Fleischhauer, K., Petsche, H., Wittkowski, W. Vertical bundles of dendrites in the neocortex. Anat Embryol. 136 (2), 213-223 (1972).
  25. Bernardo, K. L., Woolsey, T. A. Axonal trajectories between mouse somatosensory thalamus and cortex. J Comp Neurol. 258 (4), 542-564 (1987).
  26. Ray, S., Burgalossi, A., Brecht, M., Naumann, R. K. Complementary Modular Microcircuits of the Rat Medial Entorhinal Cortex. Front Syst Neurosci. 11, (2017).
  27. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Thalamic inputs to cytochrome oxidase-rich regions in monkey visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (19), 6098-6101 (1982).
  28. Land, P. W., Simons, D. J. Cytochrome oxidase staining in the rat SmI barrel cortex. J Comp Neurol. 238 (2), 225-235 (1985).
  29. Welker, C., Woolsey, T. A. Structure of layer IV in the somatosensory neocortex of the rat: description and comparison with the mouse. J Comp Neurol. 158 (4), 437-453 (1974).
  30. Retzius, G. Die Cajal’schen zellen der grosshirnrinde beim menschen und bei säugetieren. Biol Unters. 5, 1-9 (1893).
  31. Cajal, S. R. . Histologie du Systeme Nerveux de l’Homme et des vertébrés. , (1911).
  32. Chapin, J. K., Lin, C. S. Mapping the body representation in the SI cortex of anesthetized and awake rats. J Comp Neurol. 229 (2), 199-213 (1984).
  33. Löwel, S., Freeman, B., Singer, W. Topographic organization of the orientation column system in large flat-mounts of the cat visual cortex: A 2-deoxyglucose study. J Comp Neurol. 255 (3), 401-415 (1987).
  34. Tang, Q., et al. Functional architecture of the rat parasubiculum. J Neurosci. 36 (7), 2289-2301 (2016).
  35. Snyder, J. P. . Map projections–A working manual (Vol. 1395). , (1987).
  36. Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nat Methods. 10 (6), 508-513 (2013).
  37. Renier, N., Wu, Z., Simon, D. J., Yang, J., Ariel, P., Tessier-Lavigne, M. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
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Cite This Article
Lauer, S. M., Schneeweiß, U., Brecht, M., Ray, S. Visualization of Cortical Modules in Flattened Mammalian Cortices. J. Vis. Exp. (131), e56992, doi:10.3791/56992 (2018).

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