Summary

Vurdering Cell levedyktighet og død i 3D spheroid kulturer av kreftceller

Published: June 16, 2019
doi:

Summary

Her presenterer vi flere enkle metoder for å evaluere levedyktighet og død i 3D kreftcelle spheroids, som etterligner fysikalsk-kjemiske graderinger av in vivo svulster mye bedre enn 2D kulturen. Den spheroid modellen tillater derfor evaluering av effekten av kreft stoffet med forbedret oversettelse til in vivo-forhold.

Abstract

Tredimensjonale spheroids av kreftceller er viktige verktøy for både kreft narkotika skjermer og for å få mekanistisk innsikt i kreftcelle biologi. Kraften i dette preparatet ligger i sin evne til å etterligne mange aspekter av in vivo forhold av svulster, samtidig som rask, billig og allsidig nok til å tillate relativt høy gjennomstrømming screening. Spheroid kultur forhold kan recapitulate fysikalsk-kjemiske graderinger i en svulst, inkludert den økende ekstracellulære Surhet, økt melkesyre, og redusere glukose og oksygen tilgjengelighet, fra spheroid periferi til kjernen. Også mekaniske egenskaper og celle-celle interaksjoner av in vivo svulster er delvis etterlignet av denne modellen. De spesifikke egenskaper og følgelig de optimale vekstforhold, av 3D spheroids, varierer mye mellom ulike typer kreftceller. Videre krever vurderingen av celle levedyktighet og død i 3D-spheroids metoder som avviker delvis fra de som er ansatt for 2D-kulturer. Her beskriver vi flere protokoller for å forberede 3D-spheroids av kreftceller, og for å bruke slike kulturer for å vurdere celle levedyktighet og død i sammenheng med å evaluere effekten av anticancer legemidler.

Introduction

Bruken av flercellede spheroid modeller i kreft biologi er flere ti år gammel1,2, men har fått betydelig momentum de siste årene. I stor grad, dette reflekterer økt bevissthet om hvor sterkt fenotype av kreftceller er avhengig av deres mikromiljøet og spesifikke vekstforhold. Mikromiljøet i solide svulster er fundamentalt forskjellig fra det i tilsvarende normalt vev. Dette inkluderer fysikalsk forhold som pH, oksygen spenninger, samt interstitiell trykk, konsentrasjon graderinger av løselige faktorer som næringsstoffer, avfallsprodukter, og utskilles signalering forbindelser (vekstfaktorer, cytokiner). Videre omfatter det organiseringen av ekstracellulære Matrix (ECM), celle-celle interaksjoner og intercellulære signalering, og andre aspekter av den spesielle tredimensjonale (3D) arkitektur av tumor3,4, 5,6. Den spesifikke microenvironmental forhold der kreftceller eksisterer, dypt påvirke deres genuttrykk profil og funksjonelle egenskaper, og det er klart at, sammenlignet med celler dyrket i 2D, fenotype av 3D spheroids mye nærmere etterligner at av in vivo svulster7, 8,9,10,11. 2D-modeller, selv om de ansetter hypoksi, syrlig pH, og høy melkesyre konsentrasjoner å etterligne kjente aspekter av tumor mikromiljøet, fortsatt ikke klarer å fange graderinger av fysikalsk-kjemiske parametre som oppstår innenfor svulster, så vel som deres 3D svulst Arkitektur. På den annen side, dyremodeller er kostbare, langsom, og etisk problematisk, og generelt, har også svakheter i sin evne til å recapitulate menneskelige tumor forhold. Følgelig har 3D spheroids blitt brukt som en mellomliggende kompleksitet modell i studier av et bredt spekter av egenskaper av de fleste solide kreft9,11,12,13, 14,15,16,17.

En utbredt bruk av 3D spheroids er i screening analyser av anticancer terapi effekt9,18,19,20. Behandlings responsen er spesielt følsomme for tumor mikromiljøet, som reflekterer både virkningen av tortuosity, begrenset diffusjon, høyt interstitiell trykk, og sure miljømessige pH på narkotika levering, og virkningen av hypoksi og andre aspekter av mikromiljøet på cellen død respons9,17. Fordi miljøet innen 3D spheroids iboende utvikler alledisse egenskapene7,8,9,10,11, ansette 3D cellekulturer kan vesentlig forbedre oversettelsen av resultatene til in vivo forhold, men likevel tillate effektiv og rimelig høy gjennomstrømming screening av netto vekst. Imidlertid er det store flertallet av studier på stoffet responsen av kreftceller fortsatt utført under 2D forhold. Dette gjenspeiler sannsynligvis, mens noen analyser relativt lett kan implementeres for 3D cellekulturer, mange, slik som levedyktighet analyser, vestlig blotting, og immunofluorescence analyse, er mye mer praktisk gjort i 2D enn i 3D.

Målet med dagens arbeid er å gi lett mottagelig analyser og presise protokoller for analyser av effekten av behandling med anti-kreft narkotika på kreftcelle levedyktighet og overlevelse i en 3D svulst etterligne innstillingen. Nærmere bestemt gir vi og sammenligner tre ulike metoder for spheroid dannelse, etterfulgt av metoder for kvalitative og kvantitative analyser av vekst, levedyktighet og narkotika respons.

Protocol

1. generering av Spheroids Klargjøre celle suspensjoner for spheroid dannelseMerk: ulike cellelinjer har svært forskjellige vedheft egenskaper og den mest egnede spheroid formasjon protokollen må etableres i hvert enkelt tilfelle. Vi har funnet at MCF-7 og BxPC-3-celler er egnet for spontan spheroid formasjon, mens MDA-MB-231, SKBr-3, Panc-1 og MiaPaCa krever tilsetning av rekonstituert kjeller membran for å kunne danne spheroids. Bare MDA-MB-231 og BxPC-3-celler har vært ansatt for he…

Representative Results

Spheroid vekst analyser basert på den spheroid formasjon protokollen skjematisk illustrert i figur 1A og figur 1B, ble brukt som et utgangspunkt for analyse av virkningene av anti-kreft narkotika behandlinger i en 3D svulst innstilling. Den enkle som spheroids dannes er cellelinje spesifikke, og noen cellelinjer krever tilskudd med rBM for å danne sammenhengende spheroids22. Konsentrasjonen av rBM lagt …

Discussion

Bruken av 3D kreftcelle spheroids har vist en verdifull og allsidig verktøy ikke bare for anticancer narkotika screening, men også for å få mekanistisk innsikt i regulering av kreftcelledød og levedyktighet under forhold etterligne de i svulsten mikromiljøet. Dette er spesielt viktig ettersom tilgjengeligheten, mobil opptaket og intracellulære effekter av kjemoterapeutiske legemidler er dypt påvirket av de fysikalsk-kjemiske forholdene i svulsten, inkludert pH, oksygen spenninger, tortuosity og fysiske og kjemisk…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi er takknemlige til Katrine Franklin Markus og Annette Bartels for utmerket teknisk assistanse og til Asbjørn Nøhr-Nielsen for å utføre eksperimentene i figur 1D. Dette arbeidet ble finansiert av Einar Willumsen-stiftelsen, Novo nordisk Foundation, og Fondation Juchum (alle til SFP).

Materials

2-(4-amidinophenyl)-1H-indole-6-carboxamidine (DAPI) Invitrogen # C10595  For staining nuclei
5-Fluorouracil (5-FU) Sigma-Aldrich #F6627 Component in chemotherapeutic treatment
5-(N-ethyl-isopropyl) amiloride (EIPA) Life Technologies #E3111 Inhibitor of NHE1
Antibody against PARP and cPARP Cell signaling #9542 Used in western blotting
Antibody against Ki-67 Cell signaling #9449 Used for IHC
Antibody against p53 Cell Signaling  #2524  Used for IHC
Antibody against β-actin Sigma  A5441 Used in western blotting
Bactoagar BD Bioscience #214010 Used for agarose gel preparation
Benchmark protein ladder Invitrogen #10747-012 Used for SDS-PAGE
Bio-Rad DC Protein Assay kit Bio-Rad Laboratories #500-0113, #500-0114, #500-0115   Used for protein determination from lysates
Bürker chamber Marienfeld 610311 For cell counting 
BX63 epifluoresence microscope Olympus Used for fluorescent imaging
CellTiter-Glo 3D Cell Viability Assay Promega #G9681 Used for the cell viability assay
Cisplatin Sigma-Aldrich #P4394  Component in chemotherapeutic treatment
Corning Spheroid Microplate, 96 well, Black with clear round bottom,  Ultra-low attachment, With lid, Sterile Corning #4520 Used for growing spheroids with luminescence measurements as end point
Corning 96 well, clear round bottom,  Ultra-low attachment microplate, With lid, Sterile Corning #7007 Sufficient for spheroid growth without luminescence measurements as end point
Criterion TGX Precast Gels Bio-Rad 5671025 Used for SDS-PAGE
Doxorubicin Abcam #120629 Component in chemotherapeutic treatment
FLUOStar Optima Microplate reader BMG Labtech Used for recording luminescence 
Formaldehyde  VWR Chemicals  #9713.1000  Used for cell fixation
Geltrex LDEV-Free Reduced Growth Factor Basement Membrane Matrix Gibco #A1413202 Keep at 4 °C to prevent solidification. Referred to as rBM in the protocol.
Heat-inactivated FBS Sigma #F9665 Serum for growth media
ImageJ NIH Scientific Image analysis
Medim Uni-safe casette Medim Histotechnologie 10-0114 Used for storage of embedded spheroids
Mini protease inhibitor cocktail tablets Roche Diagnostics GmBH  # 11836153001 Used for lysis buffer preparation
MZ16 microscope Leica Used for light microscopic images
NuPAGE LDS 4x Sample Buffer  Invitrogen #NP0007 Used for western blotting
Pierce ECL Western blotting substrate Thermo scientific #32106 Used for western blotting
Ponceau S Sigma-Aldrich #P7170-1L Used for protein band staining
Prism 6.0 Graphpad Scientific graphing and statistical software
Propidium iodide (1mg/ml solution in water) Invitrogen  P3566 Light sensitive 
Sterile reservoirs, multichannel SPL lifesciences 21002 Used for seeding cells for spheroid formation
Superfrost Ultra-Plus Adhesion slide  Menzel-Gläser #J3800AMNZ Microscope glass slide used for embedding
Tamoxifen Sigma-Aldrich #T5648 Used as chemotherapeutic treatment
Trans-blot Turbo 0.2 µm nitrocellulose membranes Bio-Rad #170-4159 Used for western blotting
Tris/Glycine/SDS running buffer  Bio-Rad  #161 0732 Used for SDS-PAGE
Trypsin-EDTA solution Sigma #T4174  Cell dissociation enzyme

References

  1. Sutherland, R. M. Cell and environment interactions in tumor microregions: the multicell spheroid model. Science. 240 (4849), 177-184 (1988).
  2. Mueller-Klieser, W., Freyer, J. P., Sutherland, R. M. Influence of glucose and oxygen supply conditions on the oxygenation of multicellular spheroids. British Journal of Cancer. 53 (3), 345-353 (1986).
  3. Gaedtke, L., Thoenes, L., Culmsee, C., Mayer, B., Wagner, E. Proteomic analysis reveals differences in protein expression in spheroid versus monolayer cultures of low-passage colon carcinoma cells. Journal of Proteome Research. 6 (11), 4111-4118 (2007).
  4. Chen, J. L., et al. The genomic analysis of lactic acidosis and acidosis response in human cancers. PLoS Genetics. 4 (12), 1000293 (2008).
  5. Cukierman, E., Pankov, R., Stevens, D. R., Yamada, K. M. Taking cell-matrix adhesions to the third dimension. Science. 294 (5547), 1708-1712 (2001).
  6. Gudjonsson, T., Ronnov-Jessen, L., Villadsen, R., Bissell, M. J., Petersen, O. W. To create the correct microenvironment: three-dimensional heterotypic collagen assays for human breast epithelial morphogenesis and neoplasia. Methods. 30 (3), 247-255 (2003).
  7. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nature Reviews in Molecular and Cell Biology. 8 (10), 839-845 (2007).
  8. Hirschhaeuser, F., et al. Multicellular tumor spheroids: an underestimated tool is catching up again. Journal of Biotechnology. 148 (1), 3-15 (2010).
  9. Jacobi, N., et al. Organotypic three-dimensional cancer cell cultures mirror drug responses in vivo: lessons learned from the inhibition of EGFR signaling. Oncotarget. 8 (64), 107423-107440 (2017).
  10. Rodriguez-Enriquez, S., et al. Energy metabolism transition in multi-cellular human tumor spheroids. Journal of Cell Physiology. 216 (1), 189-197 (2008).
  11. Kunz-Schughart, L. A. Multicellular tumor spheroids: intermediates between monolayer culture and in vivo tumor. Cell Biology International. 23 (3), 157-161 (1999).
  12. Andersen, A. P., et al. Roles of acid-extruding ion transporters in regulation of breast cancer cell growth in a 3-dimensional microenvironment. Molecular Cancer. 15 (1), 45 (2016).
  13. Swietach, P., Patiar, S., Supuran, C. T., Harris, A. L., Vaughan-Jones, R. D. The role of carbonic anhydrase 9 in regulating extracellular and intracellular ph in three-dimensional tumor cell growths. Journal of Biological Chemistry. 284 (30), 20299-20310 (2009).
  14. Walenta, S., Doetsch, J., Mueller-Klieser, W., Kunz-Schughart, L. A. Metabolic imaging in multicellular spheroids of oncogene-transfected fibroblasts. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 48 (4), 509-522 (2000).
  15. Kunz-Schughart, L. A., Groebe, K., Mueller-Klieser, W. Three-dimensional cell culture induces novel proliferative and metabolic alterations associated with oncogenic transformation. International Journal of Cancer. 66 (4), 578-586 (1996).
  16. Feng, H., et al. Homogeneous pancreatic cancer spheroids mimic growth pattern of circulating tumor cell clusters and macrometastases: displaying heterogeneity and crater-like structure on inner layer. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 143 (9), 1771-1786 (2017).
  17. Santini, M. T., Rainaldi, G., Indovina, P. L. Apoptosis, cell adhesion and the extracellular matrix in the three-dimensional growth of multicellular tumor spheroids. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 36 (2-3), 75-87 (2000).
  18. Vinci, M., et al. Advances in establishment and analysis of three-dimensional tumor spheroid-based functional assays for target validation and drug evaluation. BMC Biology. 10, 29 (2012).
  19. Pickl, M., Ries, C. H. Comparison of 3D and 2D tumor models reveals enhanced HER2 activation in 3D associated with an increased response to trastuzumab. Oncogene. 28 (3), 461-468 (2009).
  20. Wong, C., Vosburgh, E., Levine, A. J., Cong, L., Xu, E. Y. Human neuroendocrine tumor cell lines as a three-dimensional model for the study of human neuroendocrine tumor therapy. Journal of Visual Experiments. (66), e4218 (2012).
  21. Friedrich, J., et al. A reliable tool to determine cell viability in complex 3-d culture: the acid phosphatase assay. Journal of Biomolecular Screening. 12 (7), 925-937 (2007).
  22. Ivascu, A., Kubbies, M. Diversity of cell-mediated adhesions in breast cancer spheroids. International Journal of Oncology. 31 (6), 1403-1413 (2007).
  23. Crouch, S. P., Kozlowski, R., Slater, K. J., Fletcher, J. The use of ATP bioluminescence as a measure of cell proliferation and cytotoxicity. Journal of Immunological Methods. 160 (1), 81-88 (1993).
  24. Andersen, A. P., et al. The net acid extruders NHE1, NBCn1 and MCT4 promote mammary tumor growth through distinct but overlapping mechanisms. International Journal of Cancer. , (2018).
  25. Vaupel, P. Tumor microenvironmental physiology and its implications for radiation oncology. Seminars in Radiation Oncology. 14 (3), 198-206 (2004).
  26. Vaupel, P. W., Frinak, S., Bicher, H. I. Heterogeneous oxygen partial pressure and pH distribution in C3H mouse mammary adenocarcinoma. Cancer Research. 41 (5), 2008-2013 (1981).
  27. Helmlinger, G., Yuan, F., Dellian, M., Jain, R. K. Interstitial pH and pO2 gradients in solid tumors in vivo: high-resolution measurements reveal a lack of correlation. Nature Medicine. 3 (2), 177-182 (1997).
  28. Zhang, X., Lin, Y., Gillies, R. J. Tumor pH and its measurement. Journal of Nuclear Medicine. 51 (8), 1167-1170 (2010).
  29. Gillies, R. J., Raghunand, N., Karczmar, G. S., Bhujwalla, Z. M. MRI of the tumor microenvironment. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 16 (4), 430-450 (2002).
  30. Vukovic, V., Tannock, I. F. Influence of low pH on cytotoxicity of paclitaxel, mitoxantrone and topotecan. British Journal of Cancer. 75 (8), 1167-1172 (1997).
  31. Song, C. W., Griffin, R., Park, H. J., Teicher, B. A. . Cancer Drug Resistance. , 21-42 (2006).
  32. Lotz, C., et al. Role of the tumor microenvironment in the activity and expression of the p-glycoprotein in human colon carcinoma cells. Oncology Reports. 17 (1), 239-244 (2007).
  33. Sant, S., Johnston, P. A. The production of 3D tumor spheroids for cancer drug discovery. Drug Discovery Today: Technologies. 23, 27-36 (2017).
  34. Stratmann, A. T., et al. Establishment of a human 3D lung cancer model based on a biological tissue matrix combined with a Boolean in silico model. Molecular Oncology. 8 (2), 351-365 (2014).
  35. Kuen, J., Darowski, D., Kluge, T., Majety, M. Pancreatic cancer cell/fibroblast co-culture induces M2 like macrophages that influence therapeutic response in a 3D model. PLoS One. 12 (7), 0182039 (2017).
  36. Bochet, L., et al. Adipocyte-derived fibroblasts promote tumor progression and contribute to the desmoplastic reaction in breast cancer. Cancer Research. 73 (18), 5657-5668 (2013).
  37. Amann, A., et al. Development of a 3D angiogenesis model to study tumour – endothelial cell interactions and the effects of anti-angiogenic drugs. Scientific Reports. 7 (1), 2963 (2017).
  38. LaBonia, G. J., Ludwig, K. R., Mousseau, C. B., Hummon, A. B. iTRAQ Quantitative Proteomic Profiling and MALDI-MSI of Colon Cancer Spheroids Treated with Combination Chemotherapies in a 3D Printed Fluidic Device. Analytical Chemistry. 90 (2), 1423-1430 (2018).
  39. Hulikova, A., Vaughan-Jones, R. D., Swietach, P. Dual role of CO2/HCO3(-) formula buffer in the regulation of intracellular pH of three-dimensional tumor growths. Journal of Biological Chemistry. 286 (16), 13815-13826 (2011).
  40. Wallace, D. I., Guo, X. Properties of tumor spheroid growth exhibited by simple mathematical models. Frontiers in Oncology. 3, 51 (2013).
  41. Michel, T., et al. Mathematical modeling of the proliferation gradient in multicellular tumor spheroids. Journal of Theoretical Biology. 458, 133-147 (2018).
  42. Meijer, T. G., Naipal, K. A., Jager, A., van Gent, D. C. Ex vivo tumor culture systems for functional drug testing and therapy response prediction. Future Science OA. 3 (2), (2017).
check_url/59714?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Rolver, M. G., Elingaard-Larsen, L. O., Pedersen, S. F. Assessing Cell Viability and Death in 3D Spheroid Cultures of Cancer Cells. J. Vis. Exp. (148), e59714, doi:10.3791/59714 (2019).

View Video