Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik
Summary
Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.
Abstract
Mit der Einführung leistungsfähiger immunsuppressiver Protokolle sind deutliche Fortschritte bei der Prävention und Therapie akuter Abstoßungsepisoden möglich. In den letzten Jahrzehnten konnten jedoch nur geringfügige Verbesserungen der langzeitigen Ergebnisse transplantierter fester Organe beobachtet werden. In diesem Zusammenhang stellt die chronische Allograft-Vaskulopathie (CAV) nach wie vor die Hauptursache für spätes Organversagen bei Herz-, Nieren- und Lungentransplantationen dar.
Bislang bleibt die zugrunde liegende Pathogenese der CAV-Entwicklung unklar, was erklärt, warum derzeit wirksame Behandlungsstrategien fehlen, und betont, dass relevante experimentelle Modelle benötigt werden, um die zugrunde liegende Pathophysiologie zu untersuchen, die zu CAV-Bildung. Das folgende Protokoll beschreibt ein murines heterotopes zervikales Aortentransplantationsmodell mit einer modifizierten Nicht-Naht-Manschettentechnik. Bei dieser Technik wird ein Segment der Thoraxaorta in der rechten gemeinsamen Halsschlagader interpositioniert. Mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik kann ein leicht zu erlernendes und reproduzierbares Modell erstellt werden, das die mögliche Heterogenität von nähten vaskulären Mikroanastomosen minimiert.
Introduction
In den letzten sechs Jahrzehnten hat sich die solide Organtransplantation von einem experimentellen Verfahren zu einem Standard der Behandlung von Organversagen im Endstadium entwickelt1. Durch die Verbesserung antimikrobieller Wirkstoffe, operationschirurgische rativer Techniken und fortschritten in immunsuppressiven Regimentern hat die frühe Erfolgsrate der soliden Organtransplantation in den letzten Jahrzehnten deutlich zugenommen2.
Die langfristigen Transplantatüberlebensraten haben sich jedoch nicht signifikant verbessert3. Die Entwicklung von CAV ist der Hauptfaktor, der das langfristige Überleben begrenzt4,5,6. Diese Pathologie zeichnet sich durch die Bildung einer konzentrischen neointimalen Schicht aus glatten Muskelzellen aus, die zu einer fortschreitenden Verengung des Gefäßes und einer aufeinanderfolgenden Malperfusion des transplantierten festigen Organs führt. Bei Herztransplantationsempfängern können CAV-Läsionen bei bis zu 75% der Patienten 3 Jahre nach Transplantation7diagnostiziert werden.
Die Pathophysiologie der CAV ist noch nicht vollständig verstanden. Es scheint mit zahlreichen immunologischen und nicht-immunologischen Faktoren zusammenzustehen, was zu endotheliale Schäden mit anschließender endotheliale Aktivierung und Dysfunktion8führt. Bisher gibt es keine kausale Behandlungsmöglichkeit zur Prävention von CAV, was die Notwendigkeit eines reproduzierbaren Kleintiermodells unterstreicht, um die Bildung und mögliche Therapie von CAV zu untersuchen.
Mit der Verwendung von murinen Aortentransplantationsmodellen können CAV-ähnliche Läsionen 4 Wochen nach der Transplantation beobachtet werden. Diese Läsionen bestehen hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen, die damit der menschlichen Pathologie ähneln. Aufgrund einer Vielzahl von transgenen und ausgeschlagenen Mäusen bietet der Einsatz von Mausmodellen in transplantatassoziierten Pathologien eine einzigartige Gelegenheit, neue therapeutische Optionen zu identifizieren und ihre Entwicklung zu verstehen. Aufgrund des geringen Durchmessers der transplantierten Gefäße ist der Einsatz von Mausmodellen jedoch häufig mit langen Lernkurven und einer anfänglichen hohen Komplikationsratevon 9verbunden. Mit der Einführung der Nicht-Naht-Manschettentechnik kann dieser anspruchsvollste Teil der Operation erleichtert und der Durchmesser der Anastomose konstant gehalten wird10,11.
Protocol
Representative Results
Discussion
Chronische Allograft Vaskulopathie ist die Hauptursache für späten Transplantatverlust nach solider Organtransplantation des Herzens und wahrscheinlich Nieren- und Lungenallografts8. Bisher konnte kein kausales therapeutisches Regime entwickelt werden, um die Bildung von CAV zu verhindern.
Die Pathophysiologie der CAV ist multifaktoriell und beinhaltet immunologische und nicht-immunologische Aspekte16. Die Verwendung von Nagetiermodellen bei de…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
nichts.
Materials
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps – Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors – Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation – An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
