Summary
כאן, אנו מציגים פרוטוקול של הטרוסקסואלים השתלת אבי העורקים בעכברים באמצעות שימוש בטכניקת השרוול שאינו תפר במודל מורטין הצווארי. מודל זה יכול לשמש כדי ללמוד את הפתולוגיה הבסיסית של השתלת האלופתיה כרונית (קו) והוא יכול לעזור להעריך סוכנים רפואיים חדשים כדי למנוע את הקמתה.
Abstract
עם המבוא של פרוטוקולים מדכאים חיסוני חזק, מקדמות נפרדות אפשריות במניעה וטיפול של פרקים דחייה חריפה. עם זאת, רק שיפור מינורי בתוצאות לטווח ארוך של איברים מוצקים מושתלים ניתן לצפות בעשורים האחרונים. בהקשר זה, השתלת האלופתיה כרונית (קו) עדיין מייצגת את הגורם המוביל לכשל איברים מאוחר בניתוחי לב, כליות וריאות.
עד כה, הפתוגנזה הבסיסית של התפתחות ה-קו לא ברור, המסביר מדוע אסטרטגיות הטיפול היעילות חסרות כרגע ומדגישים את הצורך במודלים ניסיוניים רלוונטיים כדי ללמוד את הפתופסיולוגיה הבסיסית המובילה ל . מערך קו הפרוטוקול הבא מתאר מודל הטרוההטרוסקסואלים הצוואר הרחם השתלת המודל באמצעות טכניקת שונה תפר השרוול. בטכניקה זו, קטע של העורקים הבית החזה הוא ממוקם בתוך העורק הראשי הנכון העורק. עם שימוש בטכניקת השרוול שאינו תפר, קל ללמוד ולאפשר מודל ניתן ליצור, למזער את הטרוגניות האפשרי של מיקרו מיקרוסטוסים כלי דם מסושמים.
Introduction
במהלך ששת העשורים האחרונים, השתלת איברים מוצק התפתחה מהליך ניסיוני לתקן של טיפול לטיפול של כשל איבר בשלב הסופי1. בשל שיפור של סוכנים מיקרוביאלית, טכניקות כירורגי וקידום הגדודים מדכאים, שיעור ההצלחה המוקדמת של השתלת איברים מוצק הוגדלה באופן משמעותי במהלך העשורים האחרונים2.
עם זאת, שיעורי ההישרדות לטווח ארוך לא השתפר באופן משמעותי באותו אופן3. התפתחות קו הוא הגורם העיקרי הגבלת הישרדות לטווח ארוך4,5,6. פתולוגיה זו מתאפיינת היווצרות של שכבה מרכזית המורכבת של תאים שריר חלק, המוביל היצרות מתקדמת של הכלי ואת malperfusion ברציפות של האיבר המוצק מושתלים. ב השתלות לב המטופלים, נגעים קו ניתן לאבחן עד 75% מהחולים 3 שנים לאחר השתלת7.
. הפתופסולוגיה של קו-קו עדיין לא מובן לגמרי זה נראה קשור לגורמים אימונולוגיים ושאינם אימונולוגיים רבים, המובילים לנזק אנדותל עם הפעלה אנדותל הבאים בתפקוד בלתי מתפקדים8. עד כה, לא קיימת אפשרות טיפול סיבתי למניעת קו, ומדגיש את הצורך במודל בעל חיים קטן שהוא מהווה כדי ללמוד את היווצרות והטיפול הפוטנציאלי של קו.
עם שימוש במודלים השתלת אבי העורקים murine, קו כמו נגעים ניתן לראות 4 שבועות לאחר ההשתלה. נגעים אלה מורכבים בעיקר של תאי שריר וסקולריים חלקה, ובכך, דמוי הפתולוגיה האנושית. בגלל מגוון רחב של טרנסגניים לנקוש עכברים, השימוש במודלים העכבר בפתווגיות הקשורות להשתלות מציע הזדמנות ייחודית לזהות אפשרויות טיפוליות חדשות ולהבין את התפתחותם. בשל הקוטר הקטן של כלי הושתל עם זאת, השימוש במודלים העכבר משויך בדרך כלל עם עקומות למידה ארוכות ושיעור התחלתי בסיבוך גבוה9. עם המבוא של טכניקת השרוול שאינה תפר, החלק המאתגר ביותר של המבצע ניתן להקל וקוטר ההשקה נשמר באופן קבוע10,11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל הניסויים בוצעו בהתאם להנחיות החוק לרווחת בעלי חיים בגרמניה (טישלג). (AZ: 55.2-1-54-2532. Vet_02-80-2015).
1. דיור בעלי חיים
- עבור ניסויים, השימוש זכר C57BL/6 ו-BALB/c עכברים במשקל 20-25 g עם C57BL/6 עכברים כמו חיות הנמען ועכברים BALB/c כמו חיות התורם.
- לרכוש את בעלי החיים ואת הבית במתקן הפתוגן מכשול חינם, בהתאם הנחיות FELASA לניטור בריאות12.
- שמרו את העכברים בכלובים סטנדרטיים מסוג Makrolon עם חומר קינון העשרה. מספקים גישה למים מתוך המודעה ומגישים אוכל ביום/לילה במחזור של 12 שעות.
- שמרו על טמפרטורת החדר ב -22 ± 2 ° c והלחות היחסית ב 55 ± 5%.
2. הכנת הנמען
- ראשית, מורדם בעלי חיים של המטופל (C57BL/6) עם הזרקת הצפק של midazolam (5 מ"ג/ק"ג; 5 מ"ג/mL), medetomidin (0.5 מ"ג/ק"ג; 1 מ"ג/mL) ו פנטניל (0.05 מ"ג/ק"ג; 0.05 mg/mL).
הערה: העומק הנכון של ההרדמה צריך להגיע ב5-10 דקות.- לצבוט את הרגליים האחוריות עם מלקחיים כדי לבדוק רפלקסים כדי לאשר את עומק ההרדמה.
- קליפ את כל השיער של האזור לרוחב צוואר הרחם עם קוצץ שיער חשמלי עבור בעלי חיים קטנים ולהחיל משחה אופטלמולוגית עם מטליות כותנה כדי למנוע את העיניים מייבוש במהלך ההליך.
- מניחים את החיה בתנוחה פרקדן על משטח חימום מתחת למיקרוסקופ ולהקליט בעדינות את רגליה לשולחן הניתוח עם רצועות גבס רגישות לעור.
- הטה את ראשו לאחור וקרצף את השדה הפעיל מספר פעמים עם אלכוהול.
- לחתוך את העור מחתך הצוואר ללסת התחתונה הימנית עם מספריים קטנים.
- הסירו את האונה התחתונה הימנית של בלוטת הלסת-התחתונה באמצעות כריתה דו קוטבית של כלי הקיבול וההסרה העוקבת עם מיקרו-מספריים.
- הסר את שריר השריר הימני באמצעות קאטרי דו קוטבית של החלק העליון והתחתון ולאחר ההסרה עם מיקרו מספריים כדי לקבל גישה לעורק הראשי המשותף.
- לגייס את העורק הראשי המשותף כמו באופן מוגזם ובלתי מקובל ככל האפשר על ידי משיכת רקמת החיבור שמסביב לגזרים עם מלקחיים עדינים.
- לקשור שני 7-0 ליגטורות משי עם מרחק מינימלי בין כל אחד סביב באמצע העורק הראשי המשותף והעברה של עורק הראש המשותף עם מיקרו מספריים בסדר בין ליגטורות.
- לעבור את הבית, להעביר את הקצה דרך השרוול ולתקן אותו עם מהדק עורק קטן.
הערה: האזיקים ששימשו בהליך זה נחתכו עם מיקרומספריים מצינורות של פולאימיד עם קוטר חיצוני של 0.610 מ"מ ועובי דופן של 0.0254 מ"מ. האזיקים שהושלמו היו באורך של ~ 2 מ"מ עם חצי אחד, אשר משמש לתהליך סטירות להיות גליל מלא והחצי השני, אשר מהודק, להיות חצי גליל. - הסר את הקשירה עם מיקרו מספריים עדינים, קרוב לקשירה ככל האפשר, ולשטוף את לומן עם מלוחים heparinized (50 IU/mL) עם מחט של 30 גרם, תוך הקפדה לא לפגוע קירות כלי.
- Distend לומן פתוח באמצעות מכשיר משובח כלי דם ו אוורט הגדם העורק על השרוול על ידי משיכת אותו בעדינות מעל צינור פוליאימיד.
- מיד לתקן את העורק העורקי עם לולאה מראש בצורה רופפת 7-0 משי.
הערה: באופן רופף לפני עניבה 4 7-0 לולאות משי עם קוטר של כ 1.5 מ"מ לפני הניתוח כדי להפוך את cuאזיא-ההליך חלקה וקלה. - בצע את אותו ההליך (2.10-2.13) בקצה השני של העורק הראשי.
- הנח את בעל החיים המטופל בצד ולחות על השדה הפעיל עם תמיסת מלח עד שקטע אבי העורקים ההסבר.
3. מבצע תורם
- הללו את עכבר התורם (BALB/c) באותה צורה של בעל החיים של המטופל.
- לצבוט את הרגליים האחוריות עם מלקחיים כדי לבדוק רפלקסים כדי לאשר הרדמה מספקת.
- קליפ כל השיער של אזור הבטן והחזה עם קוצץ שיער חשמלי לבעלי חיים קטנים ולהחיל משחה אופטלמולוגית עם כותנה למנוע את העיניים מייבוש במהלך ההליך.
- מניחים את החיה בתנוחה פרקדן על משטח חימום מתחת למיקרוסקופ ולהקליט בעדינות את רגליה לשולחן הניתוח עם רצועות גבס רגישות לעור.
- קרצף את השדה הפעיל. מספר פעמים עם אלכוהול
- לבצע כריתת בטן לפני האמצע עם מספריים קטנים לדחוף את המעיים מעט כלפי מעלה כדי לחשוף את המורד הנמוך קאווה (IVC).
- הכנס את האובורד הנחותים (IVC) עם 1 מ ל של מלוחים heparinized באמצעות מחט של 30 גרם.
- חותכים את אבי העורקים הבטני ואת IVC מתחת לעורקים כליות עם מספריים קטנים כדי לדימום את החיה התורמת. מקום באופן רופף לדחוס לתוך הבטן כדי לספוג את הדם.
- לבצע כריתת המעי הדו של הצלעות עם מספריים להטות את קיר החזה הקדמי בגולגולת עם מלחציים כירורגיים כדי לחשוף את mediastinum.
- חותכים את ה-IVC ואת הוושט ישירות מעל הסרעפת עם מיקרו מספריים.
- הסר את הלב ואת הריאות על ידי הטיית אותם כלפי מעלה עם מלקחיים המחזיקים את IVC לחתוך/הוושט ולאחר מכן מיקוד אותם עם מיקרומספריים מהבסיס שלהם כדי לקבל גישה העורקים החזה בתוך mediastinum.
- לגייס את העורקים החזי מתוך הרקמה המקיפה שלו על ידי משיכת את רקמת החיבור שמסביב ושומן עם מלקחיים עדינים תוך הקפדה לא לפגוע כל העורקים הבינקורסטל.
- לצרוב את כל הענפים מן העורקים החזי עם מלקחיים הקאטרי דו קוטבית ו בבלו קטע אבי העורקים בין הסרעפת ואת קשת אבי העורקים באמצעות מיקרו מספריים.
- ריקון קטע אבי העורקים המגורש עם מלוחים heparinized עם מחט של 30 גרם, תוך הקפדה לא לפגוע בקירות כלי, כדי להסיר דם שנותר או קרישים, ולהעביר את השתל לבעל החיים המטופל.
הערה: מניחים באופן ישיר את שתל אבי העורקים במיקום הנכון בערך בנמען במהלך ההעברה. אם יש בעיות מבלבלות את הקצוות השונים של השתל בעלי חיים הנמען, ליגטורה רופף סביב הקצה המרוחק יכול לעזור.
4. השרשה
- משוך את הקצה העליון של קטע אבי העורקים של התורם על השרוול האבובית על גבי העורק הראשי everted עם מלקחיים עדינים ומיד לתקן אותו עם לולאה מראש באופן רופף לפני 7-0 משי.
- חתוך את החלק המרוחק של שתל אבי העורקים עם מיקרו מספריים כך אורך השתל מתאים את המרחק בין שתי האזיקים.
- חזור על שלב 4.1 בקצה השני של העורקים עם השרוול השני כדי להשלים את ההשקה.
- הסר את התפס המרוחק כדי לאפשר הסרת היתוך.
- לאחר השגת הומוקיפאון, הסר את המלחציים האבובי כדי להשלים את ההשקה.
- לבסוף, לסגור את הפצע עם 6-0 תפר רציף.
5. טיפול פוסט-פעיל
- נטר את העכבר מקרוב את 6 השעות הראשונות לאחר הניתוח ולאחר מכן מספר פעמים ביום עבור 72 h הראשון לאחר ההשתלה כדי לזהות סיבוכים כלשהם באופן מיידי.
- עבור כאבים בניתוח, להזריק את העכבר המושתלת עם בופרנורפין (0.05-0.1 מ"ג/ק"ג) תת-עורי ישירות לאחר ההשתלה ולאחר מכן כל 12 h עבור 72 h כדי לספק המתאים, לטווח ארוך כאבים.
6. הסברים לשתל אבי העורקים
- מורדם החיה המושתלת עם הזרקה התוך הצפק של midazolam (5 מ"ג/ק"ג; 5 מ"ג/mL), medetomidin (0.5 מ"ג/ק"ג; 1 מ"ג/mL) ו פנטניל (0.05 מ"ג/ק"ג; 0.05 mg/mL) 4 שבועות לאחר ההשתלה.
- לצבוט את הרגליים האחוריות עם מלקחיים כדי לבדוק רפלקסים כדי לאשר הרדמה מספקת.
- קליפ כל השיער של אזור הבטן, החזה וצוואר הרחם עם קוצץ שיער חשמלי עבור חיות קטנות.
- מניחים את החיה בתנוחה פרקדן על משטח חימום מתחת למיקרוסקופ ולהקליט בעדינות את רגליה לשולחן הניתוח עם רצועות גבס רגישות לעור.
- קרצף את השדה הפעיל. מספר פעמים עם אלכוהול
- לבצע כריתת בטן לפני האמצע עם מספריים קטנים לדחוף את המעיים מעט כלפי מעלה כדי לחשוף את המורד הנמוך קאווה (IVC).
- הכנס את האובורד הנחותים (IVC) עם 1 מ ל של מלוחים heparinized באמצעות מחט של 30 גרם.
- חותכים את אבי העורקים הבטני ואת IVC מתחת לעורקים כליות עם מספריים קטנים כדי לדימום את החיה התורמת. מקום באופן רופף לדחוס לתוך הבטן כדי לספוג את הדם.
- לבצע חתך העור מתוך חתך הצוואר לתוך הלסת התחתונה הימנית עם מספריים קטנים המתאימים לחתך העור שנעשו במהלך הליך ההשתלה.
- לזהות את השתל השתלת אבי העורקים יחד עם השרוול הקרובים ביותר וקהה להסיר את כל הרקמה המקיפה עם מלקחיים.
- באמצעות מיקרו מספריים, לחתוך דרך העורק הראשי המשותף והקרובים לשתל אבי העורקים עם האזיקים כדי לחקור את שתל אבי העורקים יחד עם שני השרוול הקצוות.
- חותכים את קטע אבי העורקים במחצית ולשמר את הדגימות עבור ניתוחים נוספים (מקטעים קפואים, פרפין חלקים מוטבעים, הצמד חומר קפוא)13,14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
במודל השתלת חוסר התאמה מלאה של MHC, ניתן לראות את השכבה 4 שבועות לאחר ההשתלה (איור 2). שכבה זו מורכבת בעיקר של תאי כלי דם חלק שרירים כמו כתמי אימונוהיסטולוגי עבור SM22 (סמן סלקטיבי עבור תאים בוגרים החלקה כלי דם) נחשף. כאמור בעבר, אלה תאים שריר וסקולריים חלקה הם pathognomonic לנגעים לראות השתלת כרונית ואסקולוטיה. לניתוח נוסף, מקטעי אבי העורקים צריכים להיות מוכתמים ומוכתמים על ידי אלאסטיקה ואן גיסון-כתמים. כאן, שכבת האינטימיות יכולה בקלות להיות מובחנת על סיבים אלסטיים של קרום אלסטי פנימי, חלוקת tunica אינטימה מתוך מדיה tunica.
כדי להעריך את ההשפעה הטיפולית הפוטנציאלית במודל זה, יחס neointima-מדיה, כמו גם היצרות האזור החוצה לומיאל, ניתן למדוד בדגימות האלה13,15. במודל שלנו שונה מודל של השתלת האבי העורקים שאינו תפר, שיעור הצלחה טכנית של > 91% יכול להיות מושגת מעל 300 השתלות אבי העורקים שבוצעו. זה שיעור הצלחה גבוהה יכול להתבצע על ידי שימוש בשרוול שנעשו מצינורות פוליאימיד עם קוטר החיצוני של 0.610 מ"מ ועובי הקיר של 0.0254 מ"מ.
איור 1: תמונות מבצעיות. (א) חותך את העורק הראשי של העורק. (ב) העורק הראש מהודק לאחר הסרת הקשירה ומרוקן את הקצה עם תמיסת מלח. (ג) הליך הוראות. (ד) השלימה הכנת הנמען (שני קרוטימדים לשים באזיקים). (ה) קטע אבי העורקים הושתל לפני ו (F) אחרי reperfusion. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: הדגימה היסטולוגית של קטעים של אבי העורקים המושתלים 4 שבועות לאחר ההשתלה. (א) הנציגה האימונוהיסטולוגית עם SM22 (זריחה ירוקה) ו dapi (פלואורסצנטית כחול) המציגה את שכבת האינטימיות העבה המורכבת מתאי שריר החלקה של כלי הדם. הסיבים האלסטיים מוצגים באמצעות ההגדלה האדומה (הגדלה ב-20x). (ב) אלאסטיקה-ואן-גיסון מכתים (הגדלה בגודל 10x). (ג) השתלת קטע אבי העורקים 4 שבועות לאחר ההשתלה (10x הגדלה). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
השתלת האלופתיה כרונית היא הגורם העיקרי של אובדן השתל מאוחר לאחר השתלת איברים מוצק של הלב וכנראה הכליות והריאות האלושתלים8. עד כה, לא ניתן לפתח משטר תרפויטי מסיבתי על מנת למנוע היווצרות של קו.
הפתופסיולוגיה של קו הוא רב עצרת וכרוך היבטים אימונולוגיים ושאינם אימונולוגיים16. השימוש במודלים מכרסמים בהשתלה היו חיוניים להבנת הפתופסולוגיה הבסיסית של תהליכי דחייה השתלת בהשתלה איברים מוצק ועזר לזהות גישות טיפוליות הרומן למנוע דחייה17 . קו מאופיין על ידי היווצרות של שכבת הנאואינטימיות המורכבת של שרירי כלי הדם חלק המוביל היצרות ברציפות של הכלי ואת malperfusion של האיבר הושתל עם הידרדרות הבאים של תפקוד האיברים7.
במודל השתלת אבי העורקים מורנין, המבנה הקונצנטריים ניתן להבחין במלואו MHC (H-2d כדי h-2b) התאמה שתלי האבי העורקים החזה 4 שבועות לאחר ההשתלה. נגעים אלה מורכבים בעיקר של תאי שריר וסקולריים חלקה (איור 2). שי ואח ' תיאר את דגם העכבר הראשון של טרשת העורקים המושתלת בשנת1994. לעורק הראשי. בסוף הדרך הצדדית בשנת 1996, Koulack ואח ' הקים את מודל השתלת הבטן הראשונה של אבי העורקים על ידי השתלת קטע העורקים אל אבי העורקים הפרטי על ידי השקה מקצה לקצה19. דיטריך et al. תיאר לראשונה את השימוש בטכניקת השרוול שאינו תפר עבור השתלת קטע אבי העורקים בבית החזה לעורק הראשי ב 200011.
בהשוואה למודלים של העכבר באמצעות מיקרוכלי דם לחיבור לקטעי אבי העורקים השתלת, טכניקת השרוול מציע מספר יתרונות. ראשית, התהליך פשוט וקל יותר ללמידה. שנית, זמן האיסכמי של קטע אבי העורקים הושתל הוא קבוע, כיוון שבעל החיים המקבל מוכן תחילה לחיבור לפני הרכישה של קטע אבי העורקים של התורם מבוצע, וממזער את הזמן הקר והחם של איסכמיה. שלישית, קוטרו של החיבור נשמר באופן קבוע עקב אופיו הנוקשה של השרוול הפולמיד. כך ניתן לזנוח את הקפדנות של אזור הanastomotic.
יתר על כן, הליך כירורגי הוא פחות טראומטי עבור בעל החיים המטופל לעומת הטכניקה עם חתך הבטן. בנוסף, יישום טכניקת השרוול מציע את האפשרות של סוגים שונים של השתלת איברים מוצק תוך שימוש באותה טכניקה בחיה הנמען11,20,21.
למרות שאנחנו משוכנעים כי טכניקה זו מיקרוכירורגית קל יותר ללמוד מאשר מודלים אחרים השתלת אבי העורקים המתוארים בספרות יש כמה מלכודות אפשריות במהלך ההליך. במהלך פעולת הנמען, יש להקפיד לצרוב כראוי את השריר הסטרקלדואיד לפני גזירת הנגיף. השריר הוא היטב ודימום חמור יכול להתרחש אם הכלים הנלווים אינם תקרש ביסודיות. לדימום אלה קשה לשלוט כמו השריר יהיה לסגת פעם אחת במלואה. בנוסף, בזמן הגיוס עורק הראש המשותף להיות בטוח לא ישירות לתפוס את העורק עצמו.
הליך הרכיסה עצמו הוא החלק המאתגר ביותר של המבצע בדרך הרבה והרגישה ביותר לכישלון. לכן, חיוני לעבוד עם האורך הימני של עורק הראש. בהתחלה, מנתחים נוטים להכין קצת יותר מדי אורך של העורק הראשי, מה שהופך את ההליך הרבה יותר קשה להשלים. יתר על כן, בהתחלה, מנתחים נוטים לקבוע את הקשירה החלוקה סביב עורק הראש המשותף בדיוק באמצע שדה הניתוח. זה יכול להוביל לקשיים בעת ביצוע את השרוול יותר ממוקם הגולגולת כמו קטע זה קצה העורק הוא נוקשה למדי קשה לגייס. בינתיים, חלק משמעותי מעורק הראש המשותף יכול להיות מגוייס במתח קל מהאזור שמתחת לבריח. לכן, אנו ממליצים לקצר את עורק הראש העורק במקצת יותר כדי להשאיר יותר אורך לחלק הגולגולתית של עורק הראש המשותף. ברגע שעורק הראש המשותף מבוצע והקצוות עוברים דרך האזיקים ומקובעים עם מלחציים של כלי הדם, יש לבצע את הדימטריה של העורק הראשי. בחלק זה של המבצע, חשוב מאוד לא למתוח את כלי הקיבול משום שזה עלול לפגוע בקיר כלי הקיבול, המוביל לכישלון במהלך הליך הבדיקה. סיבוב השדה הפעיל כולו כך המתיחה היא בקנה אחד עם היישור של מהדק העורקים על השרוול מקלה על ההליך.
בזמן שהוא מפיק את קטע אבי העורקים, הקפד לא לקרוע את כל העורקים הבינקומיים או ענפים אחרים של אבי העורקים החזי. מצד שני, לדאוג לא לצרוב קרוב מדי לראש העורקים של החזה כדי למנוע נזק של השתל עם סיכון מוגבר של פקקת השתל לאחר ההשתלה.
תוך שתילת קטע אבי העורקים, ודא כי שני הקצוות מיושרים כראוי כדי למנוע פיתול של השתל. בנוסף, קטע אבי העורקים צריך להיות מקוצר לאורך הנכון כדי למנוע kinking במהלך reperfusion. כאשר מבשם את השתל, הקפד תמיד לפתוח את המלחציים הגולגולת יותר הראשון להתבונן הומוסטזיס. שטפי דם קטנים לא לגמרי תקרש העורקים הבין-לחלוטין יכולים להיות נשלט על ידי הפעלת לחץ עדין עם ספוגית כותנה קטנה.
ההשתלה כולה צריכה להימשך פחות משעה עם מקסימום 30 דקות להכנה של המטופל ולמקסימום של 15 דקות לכל אחד מפעולות התורם והשרשה.
החיסרון הנדון ביותר של שיטה זו הוא כי השרוול יהיה להתמיד ההשקה במהלך הניסוי. דבר זה עלול להוביל לתגובת גוף זרה מסויימת ולסיכון גבוה יותר של פקקת. עם זאת, ניתוחים histopathological של דגימות מושתלים עם טכניקת השרוול חשף רק תגובת גוף זר מתון של השתל ואת אבובים22. עוד דנו הגבלה של ההליך הוא מיקום הטרוסקסואלים של העורקים החזי לתוך עורק העורק המשותף. בשל כלי הקיבול השונות של הספינה בין אב העורקים הראשי לעורק הראש המשותף, אפשר לצפות לזרימה סוערת יותר בקטע אבי העורקים המושתלים בהשוואה למיצוב אב העורקים אורתוטרופי. זה עלול להוביל לשינויים. שיטתי מבוססים על אינטימיות עם זאת, מגזרים syngeneic הושתל חשף רק היווצרות neointima מעט הפסיקה הטיה מבוססת שיטתית (ראה איור 2).
נייר זה נועד להקל על יישום מודל זה על ידי חוקרים אחרים במעבדות שלהם. עם השינויים הנ ל, מודל זה של העכבר של השתלת אבי העורקים יכול להתבצע עם מיומנויות מיקרו כירורגי בסיסיות, תוך השגת שיעור הצלחה גבוהה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
המחברים מצהירים כי אין להם אינטרסים פיננסיים מתחרים.
Acknowledgments
לא.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
