Summary
Здесь мы представляем протокол гетеротопной аортальной трансплантации у мышей с использованием техники не-шовной манжеты в модели шейки матки. Эта модель может быть использована для изучения основной патологии хронической аллотрансплантата васкулопатии (CAV) и может помочь оценить новые терапевтические агенты, с тем чтобы предотвратить его образование.
Abstract
С введением мощных иммуносупрессивных протоколов возможны различные достижения в профилактике и терапии острых эпизодов отторжения. Однако за последние десятилетия можно было наблюдать лишь незначительное улучшение долгосрочных результатов трансплантации твердых органов. В этом контексте, хроническая аллотрансплантат васкулопатия (CAV) по-прежнему представляет собой ведущую причину поздней органной недостаточности в сердечной, почечной и легочной трансплантации.
До сих пор, основной патогенез развития CAV остается неясным, объясняя, почему эффективные стратегии лечения в настоящее время отсутствует и подчеркивая необходимость соответствующих экспериментальных моделей для того, чтобы изучить основные патофизиологии, ведущие к Формирование CAV. Следующий протокол описывает модель гетеротопической аорты шейки матки с использованием модифицированной техники, не присущей манжете. В этом методе, сегмент грудной аорты находится в неправильном общей сонной артерии. С помощью техники не-сутур манжеты, легко учиться и воспроизводимой модели может быть установлен, сводя к минимуму возможную неоднородность зашесущих сосудистых микро анастомозов.
Introduction
За последние шесть десятилетий, сплошная трансплантация органов превратилась из экспериментальной процедуры в стандарт ухода за лечением конечной стадии органной недостаточности1. В связи с улучшением противомикробных препаратов, хирургических методов и продвижения в иммуносупрессивных полков, ранний показатель успеха трансплантации твердых органов значительно возросли за последние десятилетия2.
Тем не менее, долгосрочные показатели выживаемости трансплантата не значительно улучшились таким же образом3. Развитие CAV является основным фактором, ограничивающим долгосрочное выживание4,5,6. Эта патология характеризуется образованием концентрического неоистимного слоя, состоящего из гладких мышечных клеток, что приводит к постепенному сужению сосуда и последовательному мальперфузии пересаженного твердого органа. У реципиентов пересадки сердца, CAV поражения могут быть диагностированы в до 75% пациентов 3 лет после трансплантации7.
Патофизиология CAV еще не до конца понятна. Это, кажется, связано с многочисленными иммунологическими и неиммунологическими факторами, приводящими к эндотелиальным повреждениям с последующей эндотелиальной активацией и дисфункцией8. До сих пор не существует варианта причинно-следственной связи для профилактики CAV, подчеркивая необходимость воспроизводимой модели малых животных для изучения формирования и потенциальной терапии CAV.
С использованием моделей трансплантации аорты, CAV, как поражения можно увидеть 4 недели после трансплантации. Эти поражения состоят в основном из сосудистых гладких мышечных клеток, тем самым, напоминающих патологию человека. Из-за широкого спектра трансгенных и нокаут мышей, использование моделей мыши в трансплантации связанных патологий предлагает уникальную возможность определить новые терапевтические варианты и понять их развитие. Из-за малого диаметра пересаженных сосудов, однако, использование моделей мыши обычно ассоциируется с длинными кривыми обучения и первоначальный высокий уровень осложнений9. С введением не-шов манжеты техники, эта самая сложная часть операции может быть облегчена и диаметр анастомоза сохраняется постоянно10,11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все эксперименты проводились в соответствии с руководящими принципами Немецкого закона о защите животных (TierSchG.) (АЗ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).
1. Приют для животных
- Для экспериментов используйте мышей C57BL/6 и BALB/c весом 20-25 г с мышами C57BL/6 в качестве животных-реципиентов и мышей BALB/c в качестве животных-доноров.
- Покупка животных и дом в барьерных патогенных объектов, в соответствии с руководящими принципами FELASA для мониторинга здоровья12.
- Держите мышей в стандартных клетках Макролона с обогащением вложенного материала. Обеспечить доступ к воде и пеллетным продуктам питания в дневном/ночном цикле 12 ч.
- Поддерживайте комнатную температуру на уровне 22 и 2 градусов по Цельсию, а относительная влажность - 55 и 5%.
2. Подготовка получателя
- Во-первых, анестезировать животное-реципиент (C57BL/6) с интраперитонеальной инъекцией мидазолама (5 мг/кг; 5 мг/мл), медетомидина (0,5 мг/кг; 1 мг/мл) и фентанила (0,05 мг/кг; 0,05 мг/мл).
ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная глубина анестезии должна быть достигнута в 5-10 мин.- Pinch задние ноги с щипками, чтобы проверить на рефлексы, чтобы подтвердить глубину анестезии.
- Закрепите все волосы боковой области шейки матки электрическим клипером для мелких животных и нанесите офтальмологическую мазь ватными тампонами, чтобы предотвратить высыхание глаз во время процедуры.
- Поместите животное в положение на спине на грелку под микроскопом и аккуратно засуните его ноги к операционному столу с чувствительной полоской штукатурки.
- Наклоните голову назад и скраб оперативного поля несколько раз с алкоголем.
- Сделайте разрез кожи от яремного разреза к правой нижней нижней нижней челюсти с небольшими ножницами.
- Удалите правую нижнюю часть подчелюстной железы через биполярную сетора педикюра и последующее иссечение с помощью микроскисоров.
- Удалите правую стерноклеидомастоидную мышцу через биполярную каутерию верхней и нижней части и последующее иссечение с помощью микроскиссоров, чтобы получить доступ к общей сонной артерии.
- Мобилизовать общую сонную артерию как можно дальше дистально и проксимально, потянув окружающие соединительной ткани друг от друга с тонкими щипками.
- Свяжите две 7-0 шелковые лигатуры с минимальным расстоянием между каждой вокруг середины общей сонной артерии и трансектировать общую сонную артерию с тонкими микроскрицами между лигатурами.
- Пройдите проксимальный, ligated конец через манжету и исправить его с небольшой зажим артерии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Манжеты, которые были использованы в этой процедуре были вырезаны с микросциссорами из труб полиимидов с внешним диаметром 0,610 мм и толщиной стены 0,0254 мм. Завершенные манжеты имели длину 2 мм с одной половиной, которая используется для манжеты процесса, будучи полный цилиндр, а другая половина, которая зажата, будучи полуцилиндром. - Удалите лигатуру с тонкой микросциссоров, как можно ближе к лигатуре, как это возможно, и промыть просвет с гепарина солий (50 МЕ / мл) с иглой 30 G, в то время как забота, чтобы не повредить стенки сосуда.
- Растягивайте открытый просвет с помощью мелких сосудистых расширителей и всегда сонной пень над манжетой, потянув его мягко над полиимидной трубки.
- Немедленно исправить вечно йонотид с слабо предварительно связали 7-0 шелковой петли.
ПРИМЕЧАНИЕ: Свободно предварительно связать 4 7-0 шелковые петли диаметром около 1,5 мм до операции, чтобы сделать манжеты процедуры гладкой и легче. - Выполните ту же процедуру (2.10-2.13) на другом конце сонной артерии.
- Установите получателя животных в сторону и увлажнить оперативное поле с солевым раствором до тех пор, пока аорты сегмента explanted.
3. Операция донора
- Анестезия донорской мыши (BALB/c) таким же образом, как животное-реципиент.
- Pinch задние ноги с щипцы, чтобы проверить на рефлексы, чтобы подтвердить достаточную анестезию.
- Закрепите все волосы брюшной и грудной области электрическим клипером для мелких животных и нанесите офтальмологическую мазь ватными тампонами, чтобы предотвратить высыхание глаз во время процедуры.
- Поместите животное в положение на спине на грелку под микроскопом и аккуратно засуните его ноги к операционному столу с чувствительной полоской штукатурки.
- Несколько раз скраб оперативного поля с алкоголем.
- Выполните полынь брюшной лапаротомии с небольшими ножницами и нажмите кишечник немного вверх, чтобы разоблачить нижней полы вены (IVC).
- Введите нижнюю полину вены (IVC) с 1 мл гепаринизационного солира с помощью иглы 30 G.
- Вырежьте брюшную аорту и IVC ниже почечных артерий с небольшими ножницами, чтобы exsanguinate донора животных. Свободно поместите компресс в брюшную полость, чтобы впитать кровь.
- Выполните торакотомию при двусторонней диверсии ребер ножницами и наклоните переднюю грудную стенку краниально хирургическим зажимом, чтобы разоблачить средостение.
- Вырезать IVC и пищевод непосредственно над диафрагмой с микросцисорами.
- Удалите сердце и легкие, наклоняя их вверх с щипками проведения сократить IVC / пищевода, а затем excising их с микросциссорами из их базы, чтобы получить доступ к грудной аорты в сердечных mediastinum.
- Мобилизуйте грудную аорту из окружающих тканей, потянув за собой окружающую соединительную ткань и жир тонкими щипками, стараясь не повредить межреберные артерии.
- Каутеризируйте все ветви из грудной аорты с биполярными щипцы каутери и акциза аорты сегмента между диафрагмой и аортальной арки с помощью микроскисоров.
- Промыть вырезанный аортированный сегмент с гепарина сольник с иглой 30 G, при этом заботясь, чтобы не повредить стенки сосуда, чтобы удалить оставшиеся крови или сгустки, и передать трансплантата для получателя животного.
ПРИМЕЧАНИЕ: Непосредственно поместите аортачный трансплантат в примерно нужном положении получателя во время передачи. Если Есть проблемы, запутанные различные концы трансплантата в получателя животных, свободные лигатуры вокруг дистального конца может помочь.
4. Имплантация
- Потяните проксимальный конец донорского аортального сегмента над проксимальной манжетой поверх вечной сонной артерии с тонкими щипками и немедленно зафиксируйте ее слабо завязанной 7-0 шелковой петлей.
- Обрезать дистальный, свободный конец аортального трансплантата с микросциссорами так, чтобы длина трансплантата соответствовала расстоянию между двумя манжетами.
- Повторите шаг 4.1 на другом конце аорты с другой манжетой, чтобы завершить анастомоз.
- Удалите дистальный зажим, чтобы ретроградная перфузия.
- После достижения гемостаза, удалить проксимальный зажим для завершения анастомоз.
- Наконец, закройте рану 6-0 непрерывным швом.
5. Послеоперационный уход
- Мониторинг мыши тесно в первые 6 ч после операции, а затем несколько раз в день в течение первых 72 ч после трансплантации, чтобы обнаружить любые осложнения мгновенно.
- Для послеоперационной обезболивании вводят пересаженную мышь с бупренорфином (0,05-0,1 мг/кг) непосредственно после трансплантации, а затем каждые 12 ч в течение 72 ч, чтобы обеспечить соответствующую долгосрочную обезболивание.
6. Объяснения аорты трансплантата
- Анестезия пересаженного животного с интраперитонеальной инъекцией мидазолама (5 мг/кг; 5 мг/мл), мететомидина (0,5 мг/кг; 1 мг/мл) и фентанила (0,05 мг/кг; 0,05 мг/мл) 4 недели после трансплантации.
- Pinch задние ноги с щипцы, чтобы проверить на рефлексы, чтобы подтвердить достаточную анестезию.
- Закрепите все волосы брюшной, грудной и шейной области электрическим клипера для мелких животных.
- Поместите животное в положение на спине на грелку под микроскопом и аккуратно засуните его ноги к операционному столу с чувствительной полоской штукатурки.
- Несколько раз скраб оперативного поля с алкоголем.
- Выполните полынь брюшной лапаротомии с небольшими ножницами и нажмите кишечник немного вверх, чтобы разоблачить нижней полы вены (IVC).
- Введите нижнюю полину вены (IVC) с 1 мл гепаринизационного солира с помощью иглы 30 G.
- Вырежьте брюшную аорту и IVC ниже почечных артерий с небольшими ножницами, чтобы exsanguinate донора животных. Свободно поместите компресс в брюшную полость, чтобы впитать кровь.
- Сделайте разрез кожи от яремного разреза к правой нижней нижней нижней челюсти с небольшими ножницами, соответствующими разрезу кожи, сделанному во время процедуры пересадки.
- Определите пересаженный аортальный трансплантат вместе с дистальной и проксимальной манжетой и тупой удалить любые окружающие ткани с помощью щипц.
- Используя микросциссоры, прорезать общую сонной артерии дистальной и проксимальной к аортальной трансплантата с манжетами, чтобы высадить аортальный трансплантат вместе с двумя концами манжеты.
- Разрежьте аортатический сегмент пополам и сохраните образцы для дальнейшего анализа (замороженные секции, парафиновые встроенные секции, оснастки замороженный материал)13,14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В полностью MHC-несоответствие трансплантации модели, концентрический неоинтимальный слой можно увидеть 4 недели после трансплантации (Рисунок 2). Этот слой состоит в основном из сосудистых гладких мышечных клеток, как иммуногистологическое окрашивание для SM22 (селективный маркер для зрелых сосудистых гладких мышечных клеток) выявлено. Как уже говорилось ранее, эти сосудистые гладкие мышечные клетки являются патогномонические для поражений видели в хронической аллотрансплантат васкулопатии. Для дальнейшего анализа, аорты сегменты должны быть разделены и окрашенные Elastica ван Gieson-окрашивания. Здесь неоинтимальный слой можно легко дифференцировать к эластичным волокнам внутренней эластичной мембраны, разделяя интиму Tunica от средств Tunica.
Для того, чтобы оценить потенциальный терапевтический эффект в этой модели, соотношение неоинтима-медиа, а также светило поперечной области сужения, могут быть измерены в этих секционированных образцов13,15. В нашей описанной модифицированной модели трансплантации аорты без шова, технический показатель успеха может быть достигнут в более чем 300 аортированных трансплантаций. Такой высокий показатель успеха можно было бы достичь с помощью манжеты из полиимидных труб с внешним диаметром 0,610 мм и толщиной стены 0,0254 мм.
Рисунок 1: Внутриоперационные фотографии. (A) Резка сонной артерии. (B) Зажатая сонтаидный конец после удаления лигатуры и промывки конца с гепаринизаниза. (C)Процедура манжеты. (D) Завершена подготовка получателя (оба каротиды конец наручники). (E) Трансплантата аорты сегмента до и (F) после реперфузии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Гистологический образец пересаженных аорты через 4 недели после трансплантации. (A) Представитель иммуногистологического окрашивания с SM22 (зеленая флуоресценция) и DAPI (голубая флуоресценция) показаны толстые неоинтимный слой, состоящий из сосудистых гладких мышечных клеток. Эластичные волокна показаны в красной флуоресценции (20-x увеличение). (B) Elastica-ван-Гисон окрашивания (10x увеличение). (C) Сингенический пересаженный аорты 4 недели после трансплантации (10x увеличение). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Хроническая аллотрансплантат васкулопатия является основной причиной поздней потери трансплантата после трансплантации твердых органов сердца и, вероятно, почек и легких аллотрансплантатов8. До сих пор не может быть разработан апогеонный терапевтический режим для предотвращения образования CAV.
Патофизиология CAV является многофакторной и включает в себя иммунологические и неиммунологические аспекты16. Использование моделей грызунов в трансплантации имеют важное значение для понимания лежащей в основе патофизиологии процессов отторжения аллотрансплантата при трансплантации твердых органов и помогли выявить новые терапевтические подходы, которые предотвращают отторжение17 . CAV характеризуется образованием неоинимального слоя, состоящего из сосудистых гладких мышечных клеток, ведущих к последовательному сужению сосуда и malperfusion пересаженного органа с последующим ухудшением функции органа7.
В описанной модели трансплантации аорты морин, концентрическое неоинтимическое образование может наблюдаться в полностью MHC (H-2d до H-2b) несоответствие торакальных аортальных трансплантатов 4 недели после трансплантации. Эти поражения в основном состоят из сосудистых гладких мышечных клеток(рисунок 2). Shi et al. описали первую модель мыши атеросклероза трансплантата в 199418. Они привили сегмент сонной артерии к сонной артерии к концу в сторону зашивания. В 1996 году Koulack et al. создали первую модель пересадки аорты брюшной мыши путем прививки аортального сегмента инфракрасной аорты сквозным анастомозом19. Дитрих и др. впервые описал использование не-сутур манжеты техники для трансплантации грудной аорты сегмента сонной артерии в 200011.
По сравнению с моделями мыши, использующими микрососудистый анастомоз для пересадки аортических сегментов, техника манжеты предлагает несколько преимуществ. Во-первых, процедура проще и проще в изучении. Во-вторых, ишемическое время привитого аорты является постоянным, так как животное-реципиент готовится сначала к анастомозу перед закупкой аортального сегмента донора, минимизируя время холодной и теплой ишемии. В-третьих, диаметр анастомоза сохраняется постоянно из-за жесткого характера полиимидной манжеты. Таким образом, строгости анастомотической области можно пренебречь.
Кроме того, хирургическая процедура менее травматична для животного-реципиента по сравнению с техникой с разрезом брюшной полости. Кроме того, внедрение манжеты техника предлагает возможность различных различных видов трансплантации твердых органов при использовании той же техники в реципиента животных11,20,21.
Хотя мы убеждены, что этот микрохирургический метод легче узнать, чем другие модели пересадки аорты, описанные в литературе Есть некоторые возможные подводные камни во время процедуры. Во время операции реципиента, не забудьте правильно прижигать стерноклеидомастоидную мышцу перед тем, как разрезать ее. Мышцы хорошо васкуляризованы и сильное кровотечение может произойти, если сопровождающие сосуды не тщательно свернуты. Эти кровотечения трудно контролировать, как мышцы будут втягиваться после полного расчленена. Кроме того, при мобилизации общей сонной артерии убедитесь, что не захватить непосредственно артерии себя.
Сама процедура манжеты является наиболее сложной частью операции на сегодняшний день и наиболее восприимчивы к неудаче. Поэтому крайне важно работать с нужной длиной сонной артерии. В начале, хирурги, как правило, готовят слишком мало длины сонной артерии, что делает процедуру намного труднее завершить. Кроме того, в начале, хирурги, как правило, установить разделительной лигатуры вокруг общей сонной артерии прямо в середине операционного поля. Это может привести к трудностям при выполнении более черепных расположен манжеты, как этот сегмент сонной конца является довольно жестким и трудно мобилизовать. Между тем, значительная часть общей сонной артерии может быть мобилизована небольшим напряжением из области ниже ключицы. Поэтому мы предлагаем лигативной артерии сонной немного более проксимически, чтобы оставить больше длины к черепной части общей сонной артерии. После вскрытия общей сонной артерии и прохождения концов через манжеты и фиксации сосудистыми зажимами необходимо провести расширение сонной артерии. В этой части операции очень важно не перенапрягать судно, так как это может повредить стенку судна, что приводит к поломке во время процедуры манжеты. Вращение всего оперативного поля так, чтобы тяга соответствовала выравниванию артериального зажима на манжете, облегчающей процедуру.
При закупке аортального сегмента, убедитесь, что не вырвать любые межреберные артерии или другие ветви грудной аорты. С другой стороны, позаботьтесь, чтобы не приживать слишком близко к грудной аорты, чтобы предотвратить повреждение трансплантата с повышенным риском тромбоза трансплантата после трансплантации.
При имплантации сегмента аорты, убедитесь, что оба конца должным образом выровнены для того, чтобы предотвратить кручения трансплантата. Кроме того, аорты сегмент должен быть сокращен до нужной длины, чтобы предотвратить изродовательств во время реперфузии. При повторном переплану, не забудьте всегда открывать более черепный зажим сначала наблюдать гемостаз. Небольшие кровоизлияния не полностью свернутых межреберных артерий можно контролировать, применяя мягкое давление с небольшим ватным тампоном.
Вся трансплантация должна занять менее часа с максимум 30 минут для подготовки реципиента и максимум 15 минут каждый для донорской операции и имплантации.
Наиболее обсуждаемым недостатком этого метода является то, что манжета будет сохраняться в анастомозе в течение всего эксперимента. Это может привести к определенной реакции инородного тела и возможного более высокого риска тромбоза. Однако гистопатологические анализы образцов, пересаженных с помощью манжеты, выявили лишь легкую инородное теловую реакцию трансплантата и трубки22. Другим обсуждаемым ограничением процедуры является гетеротопное размещение грудной аорты в общую сонную артерию. Из-за различных диаметров сосудов между грудной аорты и общей сонной артерии, можно было бы ожидать более турбулентный поток в пересаженном сегменте аорты по сравнению с ортотропной аортальной интерпозицией. Это может привести к методическим изменениям на основе интимальных изменений. Тем не менее, сингенные пересаженные сегменты показали лишь небольшое образование неоинтима, исключающее методическую предвзятость (см. рисунок 2).
Этот документ направлен на содействие внедрению этой модели другими исследователями в своих лабораториях. С вышеупомянутыми изменениями, эта модель мыши аортальной трансплантации может быть достигнуто с основными микрохирургическими навыками, в то время как достижение высокого успеха.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.
Acknowledgments
Ни один.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
References
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
