JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biology

Молчание Spark: CRISPR/Cas9 Редактирование генома в слабо электрической рыбы

Published: October 27, 2019
doi:
10.3791/60253
, , , ,
1Department of Integrative Biology,Michigan State University, 2Faculty of Life Sciences, Unit of Biology and Ecology of Fishes,Humboldt University, 3Department of Biology,Cape Breton University

Summary

Здесь представлен протокол для производства и заднего CRISPR/Cas9 генома нокаут электрической рыбы. Изложены в деталях являются необходимые молекулярной биологии, селекции, и животноводство требования как для gymnotiform и mormyrid, и инъекционные методы для производства Cas9 индуцированных indel F0 личинок.

Abstract

Электроприем и электрогенез изменились в эволюционной истории позвоночных. Существует поразительная степень конвергенции в этих независимо полученных фенотипов, которые имеют общую генетическую архитектуру. Это, пожалуй, лучше всего иллюстрируется многочисленными конвергентными особенностями гимнотиформ и мормиридов, двух богатых видов телеостовых кладок, которые производят и обнаруживают слабые электрические поля и называются слабо электрическими рыбами. За 50 лет, прошедших с момента открытия, что слабо электрические рыбы используют электричество, чтобы почувствовать свое окружение и общаться, растущее сообщество ученых получило огромное понимание эволюции развития, систем и схем нейронауки, клеточной физиологии, экологии, эволюционной биологии и поведения. В последнее время наблюдается распространение геномных ресурсов для электрической рыбы. Использование этих ресурсов уже способствовало получению важных сведений о связи между генотипом и фенотипом этих видов. Основным препятствием для интеграции данных геномики с фенотипическими данными слабоэлектрической рыбы является отсутствие функциональных инструментов геномики. Мы сообщаем здесь полный протокол для выполнения CRISPR/Cas9 мутагенеза, который использует эндогенные механизмы репарации ДНК в слабо электрических рыб. Мы демонстрируем, что этот протокол одинаково эффективен как в мормиридных видах Brienomyrus brachyistius, так и в gymnotiform Brachyhypopomus gauderio с помощью CRISPR/Cas9 для целевой indels и точечных мутаций в первом экзоне натриевый канал гена scn4aa. Используя этот протокол, эмбрионы обоих видов были получены и генотипированы, чтобы подтвердить, что прогнозируемые мутации в первом экзоне канала натрия scn4aa присутствовали. Плей-аут успеха фенотип был подтвержден с записями, показывающими снижение электрических амплитуды разряда органов по сравнению с невведенным размером соответствующих элементов управления.

Introduction

Электроприем и электрогенез изменились в эволюционной истории позвоночных. Две линии телеостных рыб, остеоглоссиформы и силуриформы, развивались электроприем параллельно, и пять линий телеост (гимназии, мормириды, и род Астроскопус, Малаптерурус, и Synodontis) развивался электрогенез параллельно. Существует поразительная степень конвергенции в этих независимо полученных фенотипов, которые имеют общую генетическую архитектуру1,2,3.

Это, пожалуй, лучше всего иллюстрируется многочисленными конвергентными особенностями гимнотиформ и мормиридов, двух богатых видов телеостовых кладок, которые производят и обнаруживают слабые электрические поля и называются слабо электрическими рыбами. В 50 лет с момента открытия, что слабо электрические рыбы используют электричество, чтобы почувствовать свое окружение и общаться4, растущее сообщество ученых получил огромное понимание эволюции развития1,5 ,6, системы и схемы нейробиологии7,8,9,10, клеточной физиологии11,12, экологии и энергетики13 ,14,15,16,17, поведение18,19, и макроэволюция3,20,21 .

В последнее время наблюдается распространение геномных, транскриптомических и протеомных ресурсов для электрической рыбы1,22,23,24,25,26, 27,28. Использование этих ресурсов уже дало важные идеи относительно связи между генотипом и фенотипом у этих видов1,2,3,28,29 ,30. Основным препятствием для интеграции данных геномики с фенотипическими данными слабоэлектрической рыбы является отсутствие функциональных инструментов геномики31.

Одним из таких инструментов является недавно разработанный кластерных регулярно межпространственных коротких palindromic Повторы в паре с Cas9 эндонуклеазы (CRISPR/Cas9, CRISPR) техники. CRISPR/Cas9 является инструментом редактирования генома, который вошел широкое применение в обеих моделей32,33,34 и не-модель организмов35,36,37, так. Технология CRISPR/Cas9 продвинулась до такой степени, что лаборатория, способная к базовой молекулярной биологии, может легко генерировать генно-специфические зонды, называемые короткими направляющими РНК (sgRNAs), по низкой цене с использованием метода неклонирования38. CRISPR имеет преимущества по сравнению с другими стратегиями нокаута/нокдауна, такими как морфолинос39,40, транскрипционный активатор-подобный эффектор nucleases (TALENs), и цинковый палец nucleases (ЗФНС), которые являются дорогостоящими и много времени для генерации для каждого целевого гена.

Система CRISPR/Cas9 функционирует для создания генных нокаутов, ориентируясь на определенную область генома, направленную последовательностью sgRNA, и вызывая двухцепочечный разрыв. Двухцепочечный разрыв обнаруживается клеткой и вызывает эндогенные механизмы репарации ДНК, преимущественно используя негомологичные конечные соединения (NHEJ). Этот путь очень подвержен ошибкам: во время процесса ремонта молекула ДНК часто включает вставки или удаления (индельи) в двухцепочечном месте разрыва. Эти indels могут привести к потере функции из-за либо (1) сдвиги в открытой раме чтения, (2) вставки преждевременной остановки кодона, или (3) сдвиги в критической первичной структуре гена продукта. В этом протоколе мы используем редактирование CRISPR/Cas9 для целевых точечных мутаций в генах-мишенях, используя NHEJ у слабо электрических видов рыб. Хотя проще и эффективнее, чем другие методы, этот метод мутагенеза, как ожидается, приведет к ряду фенотипических разрывов в F0, который приписывается генетический мозаичный41,42,43 ,44.

Выбор организмов
Для содействия будущим исследованиям по сравнительной геномике слабо электрических рыб необходимо было отобрать представительный вид как для гимназиформ, так и для мормиридов для разработки протокола. После обсуждения в ходе совещания «Электрические рыбы» в Монтевидео, Уругвай, в 2016 году был достигнут консенсус сообщества в отношении использования видов, которые уже могут быть выведены в лаборатории и которые имеют сявко. Тренажерный зал Brachyhypopomus gauderio и mormyrid Brienomyrus brachyistius были выбраны в качестве видов, которые соответствуют этим критериям. В обоих видах, естественные сигналы для индуцирования и поддержания условий размножения легко имитировать в неволе. B. gauderio, gymnotiform видов из южной Америки, имеет преимущество низких требований к животноводству: рыба может храниться при относительно высокой плотности в относительно небольших (4 L) танков. B. gauderio также имеет быстрый оборот поколений в условияхневоле. В лабораторных условиях, B. gauderio может развиваться от яйца к взрослому примерно в 4 месяца.

B. brachyistius, вид мормиридных рыб из Западно-Центральной Африки, легко размножается в неволе. B. brachyistius легко доступен через аквариум торговли, был широко использован во многих исследованиях, и в настоящее время имеет ряд геномных ресурсов. Их жизненный цикл составляет 1–3 года, в зависимости от лабораторных условий. Требования к животноводству несколько более интенсивны для этого вида, требуя средних размеров танков (50–100 л) из-за их агрессии во время размножения.

Лаборатории, изучающие другие виды электрических рыб, должны быть в состоянии легко адаптировать этот протокол до тех пор, пока вид может быть выведен, и одноклеточные эмбрионы могут быть собраны и воспитаны во взрослую жизнь. С другими видами, скорее всего, изменятся показатели жилищного строительства, личинки и экстракорпорального оплодотворения (ЭКО); однако, этот протокол может быть использован в качестве отправной точки для размножения попыток в других слабо электрических рыб.

Идеальный ген Целевой для доказательства концепции: scn4aa
Слабо электрические мормиридные и gymnotiform рыбы генерировать электрические поля (электрогенез) путем разрядки специализированного органа, называемого электрическим органом. Электрические разряды органов (EOD) являются результатом одновременного производства потенциалов действия в клетках электрических органов, называемых электроцитами. EODs обнаружены массив электрорецепторов в коже для создания высокого разрешения электрических изображений окружения рыбы45. Слабо электрические рыбы также способны обнаруживать особенности eOD волновых форм их conspecifics18, а также их скорость разряда46,что позволяет EODs функционировать дополнительно в качестве сигнала социальной связи, аналогичной пение птиц или лягушки вокализации47.

Основным компонентом действия потенциального поколения в электроцитах как мормирид, так и gymnotiform слабо электрической рыбы является напряжение-gated натриевый канал NaV1.42. Неэлектрические телеост выражают две паралогические копии генов, scn4aa и scn4ab, кодирование для натриевого канала NaV1.430. В обоих gymnotiform и mormyrid слабо электрических линий рыбы, scn4aa развивалась быстро и претерпела многочисленные аминокислотные замены, которые влияют на его кинетические свойства48. Самое главное, scn4aa стала разобщена в обеих линиях к электрическому органу2,3. Относительно ограниченное выражение scn4aa к электрическому органу, а также его ключевая роль в генерации EODs, делает его идеальной мишенью для экспериментов по нокауту CRISPR/Cas9, так как он имеет минимальные пагубные плейотропные эффекты. Поскольку слабо электрические рыбы начинают выгрузку своих личинок электрических органов 6-8 дней после оплодотворения (DPF), ориентация scn4aa идеально подходит для быстрого фенотипирования после микроинъекции эмбриона.

Protocol

Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию (IACUC) Мичиганского государственного университета. 1. Выбор целей sgRNA ПРИМЕЧАНИЕ: Предусмотрен протокол ручного проектирования сгРНВ в шаге…

Representative Results

Целевые объекты сгРНК были определены в пределах exon 1 scn4aa в обоих B. gauderio и B. brachyistius, как описано в разделе 1. СГРН были созданы, как описано в разделе 2. После успешного отбора и синтеза сгРНК(Рисунок 1),декольте в пробирке было протестировано(рисуно…

Discussion

Фенотипическое богатство слабоэлектрической рыбы, наряду с недавним распространением ресурсов геномики, мотивирует острую потребность в функциональных геномных инструментах в слабо электрической модели рыб. Эта система особенно привлекательна из-за конвергентной эволюции многочи?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы признают героические усилия Моники Лукас, Кэтрин Шоу, Райана Тейлора, Джареда Томпсона, Николь Робишо и Хоуп Хили за помощь в размножеству рыб, сборе данных и разработке раннего протокола. Мы также хотели бы поблагодарить трех рецензентов за их предложения по рукописи. Мы считаем, что конечный продукт будет лучшего качества после рассмотрения их замечаний. Эта работа была профинансирована за счет поддержки Со стороны Национального научного фонда #1644965 и #1455405 JRG, а также Грант Совета по естественным наукам и инженерным исследованиям DG для VLS.

Materials

20 mg/mL RNA grade Glycogen Thermo Scientific R0551
50 bp DNA ladder NEB N3236L
borosilicate glass capillary with filament Sutter Instrument BF100-58-10 (O.D. 1.0mm, I.D. 0.58 mm, 10 cm length)
Cas9 protein with NLS; 1 mg/mL PNA Biology CP01
Dneasy Blood & Tissue Kit Qiagen 69506
Eppendorf FemptoJet 4i Microinjector Fisher Scientific E5252000021
Eppendorf Microloader Pipette Tips Fisher Scientific 10289651
Hamilton syringe Fisher Scientific 14-824-654 referred to as "precision glass syringe" in the protocol
Kimwipe Fisher Scientific 06-666 referred to as "delicate task wipe" in the protocol
MEGAscript T7 Transcription Kit Invitrogen AM1334
NEBuffer 3 NEB B7003S used for in vitro cleavage assay
OneTaq DNA kit NEB M0480L
Ovaprim Syndel USA https://www.syndel.com/ovaprim-ovammmlu010.html referred to as "spawning agent" in the protocol
Parafilm Fisher Scientific S37440 referred to as "thermoplastic" in the protocol
Pipette puller WPI SU-P97 sutter brand
QIAquick PCR Purification Kit Qiagen 28106
Reusable needle- requires customization Fisher Scientific 7803-02 Customize to 0.7 inches long; point style 4 and angle 25
T4 DNA polymerase NEB M0203L Use with the 10X NEB buffer that is included
Teflon coated tools bonefolder.com T-SPATULA4PIECE referred to as "polytetrafluoroethene" in the protocol
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gallant, J. R., et al. Genomic basis for the convergent evolution of electric organs. Science. 344 (6191), 1522-1525 (2014).
  2. Zakon, H. H., Lu, Y., Zwickl, D. J., Hillis, D. M. Sodium channel genes and the evolution of diversity in communication signals of electric fishes: convergent molecular evolution. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (10), 3675-3680 (2006).
  3. Arnegard, M. E., Zwickl, D. J., Lu, Y., Zakon, H. H. Old gene duplication facilitates origin and diversification of an innovative communication system–twice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 22172-22177 (2010).
  4. Lissmann, H. W. Continuous electrical signals from the tail of a fish. Gymnarchus niloticus Cuv. Nature. 167 (4240), 201-202 (1951).
  5. Cuellar, H., Kim, J. A., Unguez, G. A. Evidence of post-transcriptional regulation in the maintenance of a partial muscle phenotype by electrogenic cells of S. macrurus. FASEB Journal. 20 (14), 2540 (2006).
  6. Modrell, M. S., Baker, C. V. Evolution of electrosensory ampullary organs: conservation of Eya4 expression during lateral line development in jawed vertebrates. Evolution & Development. 14 (3), 277-285 (2012).
  7. Hopkins, C. D. Design features for electric communication. Journal of Experimental Biology. 202, 1217-1228 (1999).
  8. Kawasaki, M. Sensory hyperacuity in the jamming avoidance response of weakly electric fish. Current Opinion in Neurobiology. 7 (4), 473-479 (1997).
  9. Bell, C. C., Han, V. Z., Sugawara, Y., Grant, K. Synaptic plasticity in a cerebellum-like structure depends on temporal order. Nature. 387 (6630), 278-281 (1997).
  10. Heiligenberg, W. . Neural Nets in Electric Fish. , (1991).
  11. Ban, Y., Smith, B. E., Markham, M. R. A highly polarized excitable cell separates sodium channels from sodium-activated potassium channels by more than a millimeter. Journal of Neurophysiology. 114 (1), 520-530 (2015).
  12. Markham, M. R., Kaczmarek, L. K., Zakon, H. H. A sodium-activated potassium channel supports high-frequency firing and reduces energetic costs during rapid modulations of action potential amplitude. Journal of Neurophysiology. 109 (7), 1713-1723 (2013).
  13. Gavassa, S., Stoddard, P. K. Food restriction promotes signaling effort in response to social challenge in a short-lived electric fish. Hormones and Behavior. 62 (4), 381-388 (2012).
  14. Sinnett, P. M., Markham, M. R. Food deprivation reduces and leptin increases the amplitude of an active sensory and communication signal in a weakly electric fish. Hormones and Behavior. 71, 31-40 (2015).
  15. Salazar, V. L., Stoddard, P. K. Sex differences in energetic costs explain sexual dimorphism in the circadian rhythm modulation of the electrocommunication signal of the gymnotiform fish Brachyhypopomus pinnicaudatus. Journal of Experimental Biology. 211, 1012-1020 (2008).
  16. Lewis, J. E., Gilmour, K. M., Moorhead, M. J., Perry, S. F., Markham, M. R. Action potential energetics at the organismal level reveal a trade-off in efficiency at high firing rates. Journal of Neuroscience. 34 (1), 197-201 (2014).
  17. Salazar, V. L., Krahe, R., Lewis, J. E. The energetics of electric organ discharge generation in gymnotiform weakly electric fish. Journal of Experimental Biology. 216 (13), 2459-2468 (2013).
  18. Hopkins, C. D., Bass, A. Temporal coding of species recognition signals in an electric fish. Science. 212 (4490), 85-87 (1981).
  19. Arnegard, M. E., Jackson, B. S., Hopkins, C. D. Time-domain signal divergence and discrimination without receptor modification in sympatric morphs of electric fishes. The Journal of Experimental Biology. 209, 2182-2198 (2006).
  20. Sullivan, J. P., Lavoue, S., Arnegard, M. E., Hopkins, C. D. AFLPs resolve phylogeny and reveal mitochondrial introgression within a species flock of African electric fish (Mormyroidea: Teleostei). Evolution. 58 (4), 825-841 (2004).
  21. Crampton, W. G. R. Effects of anoxia on the distribution, respiratory strategies and electric signal diversity of gymnotiform fishes. Journal of Fish Biology. 53, 307-330 (1998).
  22. Pinch, M., Guth, R., Samanta, M. P., Chaidez, A., Unguez, G. A. The myogenic electric organ of Sternopygus macrurus: a non-contractile tissue with a skeletal muscle transcriptome. PeerJ. 4, 1828 (2016).
  23. Lamanna, F., Kirschbaum, F., Waurick, I., Dieterich, C., Tiedemann, R. Cross-tissue and cross-species analysis of gene expression in skeletal muscle and electric organ of African weakly-electric fish (Teleostei; Mormyridae). BMC Genomics. 16, 668 (2015).
  24. Traeger, L. L., et al. Unique patterns of transcript and miRNA expression in the South American strong voltage electric eel (Electrophorus electricus). BMC Genomics. 16, 243 (2015).
  25. Salisbury, J. P., et al. The central nervous system transcriptome of the weakly electric brown ghost knifefish (Apteronotus leptorhynchus): de novo assembly, annotation, and proteomics validation. BMC Genomics. 16, 166 (2015).
  26. Lamanna, F., Kirschbaum, F., Tiedemann, R. De novo assembly and characterization of the skeletal muscle and electric organ transcriptomes of the African weakly electric fish Campylomormyrus compressirostris (Mormyridae, Teleostei). Molecular Ecology Resources. 14 (6), 1222-1230 (2014).
  27. Mate, S. E., Brown, K. J., Hoffman, E. P. Integrated genomics and proteomics of the Torpedo californica electric organ: concordance with the mammalian neuromuscular junction. Skeletal Muscle. 1 (1), 20 (2011).
  28. Swapna, I., et al. Electrostatic Tuning of a Potassium Channel in Electric Fish. bioRxiv. , (2017).
  29. Futuyma, . Evolution. Third Edition. , (2013).
  30. Thompson, A., Vo, D., Comfort, C., Zakon, H. H. Expression Evolution Facilitated the Convergent Neofunctionalization of a Sodium Channel Gene. Molecular Biology and Evolution. 31 (8), 1941-1955 (2014).
  31. Pitchers, W. R., Constantinou, S. J., Losilla, M., Gallant, J. R. Electric fish genomics: Progress, prospects, and new tools for neuroethology. Journal of Physiology Paris. , (2016).
  32. Liang, X., et al. Rapid and highly efficient mammalian cell engineering via Cas9 protein transfection. Journal of Biotechnology. 208, 44-53 (2015).
  33. Jung, C. J., et al. Efficient gene targeting in mouse zygotes mediated by CRISPR/Cas9-protein. Transgenic Research. 26 (2), 263-277 (2017).
  34. Liu, K., Petree, C., Requena, T., Varshney, P., Varshney, G. K. Expanding the CRISPR Toolbox in Zebrafish for Studying Development and Disease. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7 (13), (2019).
  35. Zu, Y., et al. Biallelic editing of a lamprey genome using the CRISPR/Cas9 system. Scientific Reports. 6, 23496 (2016).
  36. Crispo, M., et al. Efficient Generation of Myostatin Knock-Out Sheep Using CRISPR/Cas9 Technology and Microinjection into Zygotes. PLoS One. 10 (8), 0136690 (2015).
  37. Sun, D., Guo, Z., Liu, Y., Zhang, Y. Progress and Prospects of CRISPR/Cas Systems in Insects and Other Arthropods. Frontiers in Physiology. 8, 608 (2017).
  38. Gagnon, J. A., et al. Efficient mutagenesis by Cas9 protein-mediated oligonucleotide insertion and large-scale assessment of single-guide RNAs. PLoS One. 9 (5), 98186 (2014).
  39. Kok, F. O., et al. Reverse genetic screening reveals poor correlation between morpholino-induced and mutant phenotypes in zebrafish. Developmental Cell. 32 (1), 97-108 (2015).
  40. Morcos, P. A., Vincent, A. C., Moulton, J. D. Gene Editing Versus Morphants. Zebrafish. 12 (5), 319 (2015).
  41. Mehravar, M., Shirazi, A., Nazari, M., Banan, M. Mosaicism in CRISPR/Cas9-mediated genome editing. Developmental Biology. 445 (2), 156-162 (2019).
  42. Yen, S. T., et al. Somatic mosaicism and allele complexity induced by CRISPR/Cas9 RNA injections in mouse zygotes. Developmental Biology. 393 (1), 3-9 (2014).
  43. Singh, P., Schimenti, J. C., Bolcun-Filas, E. A Mouse Geneticist’s Practical Guide to CRISPR Applications. Genetics. 199 (1), 1-15 (2015).
  44. Mianné, J., et al. Analyzing the outcome of CRISPR-aided genome editing in embryos: screening, genotyping and quality control. Methods. 121-122, 68-76 (2017).
  45. van der Emde, G., Breed, M. D., Moore, J. . Encyclopedia of Animal Behavior. 1, 16-23 (2010).
  46. Carlson, B. A., Binder, M. D., Hirokawa, N., Windhorst, U., Hirsch, M. C. . Encyclopedia of Neuroscience. , 4039-4044 (2009).
  47. Hopkins, C. D. Neruoethology of Electric Communication. Annual Reviews of Neuroscience. 11, 497-535 (1988).
  48. Arnegard, M., Zwickl, D., Lu, Y., Zakon, H. H. Old gene duplication facilitates origin and diversification of an innovative communication system- twice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (51), 22172-22177 (2010).
  49. Doench, J. G., et al. Rational design of highly active sgRNAs for CRISPR-Cas9-mediated gene inactivation. Nature Biotechnology. 32 (12), 1262-1267 (2014).
  50. Concordet, J. P., Haeussler, M. CRISPOR: intuitive guide selection for CRISPR/Cas9 genome editing experiments and screens. Nucleic Acids Resarch. 46, 242-245 (2018).
  51. Haeussler, M., et al. Evaluation of off-target and on-target scoring algorithms and integration into the guide RNA selection tool CRISPOR. Genome Biology. 17 (1), 148 (2016).
  52. Kirschbaum, F. Environmental factors control the periodical reproduction of tropical electric fish. Experientia. 31 (10), 1159-1160 (1975).
  53. Iwama, G. K., McGeer, J. C., Pawluk, M. P. The effects of five fish anaesthetics on acid-base balance, hematocrit, cortisol and adrenaline in rainbow trout. Canadian Journal of Zoology. 67, 2065-2073 (1989).
  54. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). 4th ed. , (2000).
  55. Barrangou, R., Doudna, J. A. Applications of CRISPR technologies in research and beyond. Nature Biotechnology. 34 (9), 933-941 (2016).
  56. Adli, M. The CRISPR tool kit for genome editing and beyond. Nature Communications. 9 (1), 1911 (2018).
  57. Maruyama, T., et al. Increasing the efficiency of precise genome editing with CRISPR-Cas9 by inhibition of nonhomologous end joining. Nature Biotechnology. 33 (5), 538-542 (2015).
  58. Liu, M., et al. Methodologies for Improving HDR Efficiency. Frontiers in Genetics. 9, 691 (2018).
  59. Kirschbaum, F., et al. Intragenus (Campylomormyrus) and intergenus hybrids in mormyrid fish: Physiological and histological investigations of the electric organ ontogeny. Journal of Physiology Paris. 110, 281-301 (2016).
  60. Jao, L. E., Wente, S. R., Chen, W. Efficient multiplex biallelic zebrafish genome editing using a CRISPR nuclease system. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 110 (34), 13904-13909 (2013).

Tags

CRISPR/Cas9Gene EditingWeakly Electric FishTranscriptomicsGenomicsMicroinjectionZebrafishSpawning AgentSperm CollectionB. GauderioB. Brachyistius

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Constantinou, S. J., Nguyen, L., Kirschbaum, F., Salazar, V. L., Gallant, J. R. Silencing the Spark: CRISPR/Cas9 Genome Editing in Weakly Electric Fish. J. Vis. Exp. (152), e60253, doi:10.3791/60253 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image