JoVE Journal > Engineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Engineering

Controle van de stroomsnelheden van 3D-actieve vloeistoffen op basis van microtubulus met behulp van temperatuur

Published: November 26, 2019
doi:
10.3791/60484
, , ,
1Department of Physics,Worcester Polytechnic Institute, 2Department of Physics,Brandeis University

Summary

Het doel van dit protocol is om temperatuur te gebruiken om de stroomsnelheden van driedimensionale actieve vloeistoffen te regelen. Het voordeel van deze methode maakt het niet alleen mogelijk om stroomsnelheden in situ te reguleren, maar maakt ook dynamische controle mogelijk, zoals periodiek afstemmen van stroomsnelheden op en neer.

Abstract

We presenteren een methode voor het gebruik van temperatuur om de stroomsnelheden van kinesin-driven, microtubulusgebaseerde driedimensionale (3D) actieve vloeistoffen af te stemmen. Deze methode maakt het mogelijk om de snelheden in situ te tunen zonder de noodzaak om nieuwe monsters te vervaardigen om verschillende gewenste snelheden te bereiken. Bovendien maakt deze methode de dynamische controle van de snelheid mogelijk. Fietsen de temperatuur leidt de vloeistoffen te stromen snel en langzaam, periodiek. Deze bestuurbaarheid is gebaseerd op de Arrhenius-karakteristiek van de kinesin-microtubulusreactie, waarbij een gecontroleerd gemiddelde debietbereik van 4 – 8 μm/s wordt aangetoond. De gepresenteerde methode opent de deur naar het ontwerp van microfluïdische apparaten waarbij de stroomsnelheden in het kanaal lokaal instelbaar zijn zonder dat er een ventiel nodig is.

Introduction

Actieve materie wordt onderscheiden van conventionele passieve materie vanwege zijn vermogen om chemische energie om te zetten in mechanisch werk. Een materiaal dat dergelijke capaciteiten bezit, kan bestaan uit levende of niet-levende wezens zoals bacteriën, insecten, colloïden, granen en cytoskelet filamenten1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Deze materiële entiteiten communiceren met hun buren. Op grotere schaal organiseren ze zichzelf in turbulente-wervelingen (actieve turbulentie) of materiaalstromen11,12,13,14,15,16,17,18,19,20. Een goed begrip van de zelforganisatie van de actieve materie heeft geleid tot verschillende toepassingen in moleculaire shuttles, optische apparaten en parallelle berekening21,22,23. Om toepassingen naar het volgende niveau te brengen, is controle buiten zelforganisatie vereist. Palacci et al. ontwikkelde bijvoorbeeld een colloïde met hematiet-omhulde die zelfrijdend was bij blootstelling aan handmatig gecontroleerd blauw licht, wat leidde tot het ontstaan van levende kristallen24. Morin et al. richtte de controle op rollende Quincke colloïden op met behulp van een afstembare externe elektrische veld, resulterend in colloïdale massaal in een race track-achtige kanaal25. Deze eerdere werken tonen de rol van lokale controle in toepassingen aan en geven de kennisbasis van de actieve materie door.

In dit artikel richten we ons op de bestuurbaarheid van kinesin-driven, microtubulus (MT)-gebaseerde 3D-actieve vloeistoffen. De vloeistoffen bestaan uit drie hoofdbestanddelen: MTs, kinesin moleculaire motoren, en depletanten. De depletie induceren een uitputting kracht om de MTs te bundelen, die later overbrugd worden door motor clusters. Deze motoren lopen langs de MTstoward het plus-uiteinde. Wanneer een paar overbrugd mtsis Antiparallel, lopen de corresponderende motoren in tegengestelde richtingen. Echter, de motoren zijn gebonden in een cluster en zijn niet in staat om uit elkaar te lopen, zodat ze coöperatief glijden paren van MTs (interfilament glijden, Figuur 1a). Deze schuif dynamiek accumuleren, waardoor bundels van MTsto zich uitstrekken tot hun knik instabiliteit punt en breken (extensile bundels, Figuur 1B)26. De gebroken bundels worden gegloeid door de depletie kracht, die zich vervolgens weer uitstrekt, en de dynamiek herhaling. Tijdens het proces van de herhalende dynamiek roeren de bundel bewegingen de nabijgelegen vloeistof, inducerende stromen die kunnen worden gevisualiseerd door middel van doping met micron-schaal tracers (Figuur 1C). Sanchez et al. en Henkin et al. hebben de gemiddelde snelheden van tracers gekarakteriseerd, bevinding dat de snelheden afstelbaar waren door de concentraties van adenosinetrifosfaat (ATP), depletanten, motor clusters en MTs19,27te variëren. Echter, dergelijke tunability bestond alleen vóór de actieve vloeistof synthese. Na de synthese ging de toenability verloren en de vloeistoffen zelf organiseerden ze op hun eigen manier. Om actieve vloeistof activiteit na synthese te regelen, rapporteerde Ross.et al. een methode met behulp van de lichtgeactiveerde door dimerisatie van motor eiwitten, waardoor vloeistof activiteit in-en uitgeschakeld kan worden met behulp van licht28. Terwijl lichtsturing handig is in termen van het lokaal activeren van de vloeistoffen, vereist de methode het herontwerpen van de structuren van motor eiwitten, samen met het wijzigen van de optische paden in een microscoop. Hier bieden we een eenvoudig te gebruiken methode voor het lokaal beheersen van vloeistofstromen zonder Microscoop modificatie, terwijl de motorische structuur intact blijft.

Onze methode voor het lokaal afstemmen van de actieve vloeistofstroom is gebaseerd op de Arrhenius-wet omdat de kinesin-MT-reactie is gemeld te verhogen met temperatuur29,30,31,32. Onze eerdere studies toonden aan dat de temperatuurafhankelijkheid van de gemiddelde snelheid van een actieve vloeistofstroom de Arrhenius-vergelijking volgde: v = a exp (-EA/RT), waarbij a een pre-exponentiële factor is, R de gasconstante is, EA de activeringsenergie, en T de systeemtemperatuur33. Daarom is de vloeistof activiteit gevoelig voor de temperatuur omgeving en moet de systeemtemperatuur consistent zijn om de motorprestaties te stabiliseren, en bijgevolg de vloeistofstroom snelheid34. In dit artikel demonstreren we het gebruik van de temperatuurafhankelijkheid van de motor om de stroomsnelheden van actieve vloeistoffen continu af te stemmen door de systeemtemperatuur aan te passen. We demonstreren ook de bereiding van een actief vloeistofmonster, gevolgd door het monteren van het monster op een Microscoop-fase waarvan de temperatuur via computer software wordt geregeld. Het verhogen van de temperatuur van 16 °C tot 36 °C versnelt de gemiddelde stromingssnelheid van 4 tot 8 μm/s. Bovendien is de instelbaarheid omkeerbaar: herhaaldelijk verhogen en verlagen de temperatuur sequentieel versnelt en vertraagt de stroom. De Gedemonstreerde methode is toepasbaar op een breed scala van systemen waarbij de belangrijkste reacties gehoorzamen aan de Arrhenius wet, zoals de MT gliding assay29,30,31,32.

Protocol

1. voorbereiding van MTs Let op: in deze stap zuiveren we tubulinen van runderhersen weefsel. Runderhersenen kunnen een variant Creutzfeldt-Jakob-ziekte (vCJD)35veroorzaken. Daarom moeten het hersen afval en aanverwante oplossingen, flessen en pipetpunten worden opgevangen in een bioafvalzak en worden afgevoerd als biologisch gevaarlijk afval volgens de regels van de instelling. Reinig tubulinen van runderhersenen (gewijzigd van Castoldi et al.<sup class="xref…

Representative Results

Het voorbereiden van de kinesin-driven, op MT gebaseerde actieve vloeistoffen vereist zowel kinesin als MTs. De MTs werden gepolymeriseerd van gelabelde tubulinen (stappen 1,3 en 1,4) die werden gezuiverd van runderhersenen (stap 1,1, Figuur 2A), gevolgd door recycling om de zuiverheid te verbeteren (stap 1,2, Figuur 2B). De kinesin-motor eiwitten werden uitgedrukt in en gezuiverd uit E. coli (stappen 2,1 en 2,2 <strong…

Discussion

Het beheersen van actieve materie in situ opent de deur naar gerichte zelforganisatie van actieve materie4,5,24,28,54. In dit artikel presenteren we een protocol voor het gebruik van temperatuur om kinesin-driven, op Mt gebaseerde actieve vloeistoffen in situ te controleren, gebaseerd op de Arrhenius-karakteristiek van het systeem29<sup…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Plasmide K401-BCCP-H6 was een geschenk van Dr. Zvonimir Dogic. Dit onderzoek werd gesteund door Dr. kun-ta Wu’s start-up Fund in het Worcester Polytechnic Institute. We danken Dr. Zvonimir Dogic voor de protocollen om tubuline te zuiveren en te labelen en actieve vloeistoffen te synthetiseren. We zijn Dr. Marc Ridilla dankbaar voor zijn expertise in eiwit expressie en zuivering. We danken Dr. William Benjamin Roger voor het assisteren bij het opbouwen van de temperatuurgestuurde stage. Wij erkennen Brandeis MRSEC (NSF-MRSEC-1420382) voor het gebruik van de biologische materialen faciliteit (BMF). We erkennen de Royal Society of Chemistry voor het aanpassen van de cijfers van bate et al. on Soft Matter33.

Materials

(±)-6-Hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchromane-2-carboxylic acid Sigma-Aldrich 238813 Trolox
2-Mercaptoethanol Sigma-Aldrich M6250
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate, 98%, ACROS Organics Fisher Scientific AC216550050
3.2mm I.D. Tygon Tubing R-3603 HACH 2074038 Water tubes
31.75 mm diameter uncoated, sapphire window Edmund Optics 43-637 Sapphire disc
3M 1181 Copper Tape – 1/2 IN Width X 18 YD Length – 2.6 MIL Total Thickness – 27551 R.S. HUGHES 054007-27551 Copper tape
Acetic Acid Sigma-Aldrich A6283
Acrylamide Solution (40%/Electrophoresis), Fisher BioReagents Fisher Scientific BP1402-1
Adenosine 5'-triphosphate dipotassium salt hydrate Sigma-Aldrich A8937 ATP
Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester) Thermo Fisher Scientific A20006 Far-red fluorescent dye. Alexa 647 can be pre suspended in dimethylsulfoxide (DMSO) before mixing with microtubules (1.3.3.2.)
Amicon Ultra-4 Centrifugal Filter Unit Sigma-Aldrich UFC801024 Centrifugal filter tube. Cutoff molecular weight: 10 kDa
Ammonium Persulfate, 100g, MP Biomedicals Fisher Scientific ICN802829 APS
Ampicillin Sodium Salt (Crystalline Powder), Fisher BioReagents Fisher Scientific BP1760 Ampicillin
Antivibration Table Nikon 63-7590S
Avanti J-E Centrifuge Beckman Coulter 369001
Bacto Agar Soldifying Agent, BD Diagnostics VWR 90000-760 Agar
Biotin Alfa Aesar A14207
Bucket-plastic white – 2 gallon Bon 84-715 Water bucket
Calcium Chloride Sigma-Aldrich 746495 CaCl2
Catalase from bovine liver Sigma-Aldrich C40
CFI Plan Apo Lambda 4x Obj Nikon MRD00045 4x air objective
C-FLLL-FOV GFP HC HC HISN ero Shift Nikon 96372 GFP filter cube
CH-109-1.4-1.5 TE Technology CH-109-1.4-1.5 Thermoelectric Cooler (TEC)
Chloramphenicol, 98%, ACROS Organics Fisher Scientific C0378
Cooling block N/A N/A Custom milled aluminum
Coomassie Brilliant Blue R-250 #1610400 Bio-Rad 1610400 Triphenylmethane dye
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G7528
Dimethyl Sulfoxide (Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific D128 DMSO
DL-1,4-Dithiothreitol, 99%, for biochemistry, ACROS Organics Fisher Scientific AC165680050 DTT
DOWSIL 340 Heat Sink Compound Dow 1446622 Thermal paste
ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF ACS/USP/NF GRADE 5 GALLON POLY CUBE Pharmco by Greenfield Global 111000200CB05 Ethanol
Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N',N'-tetraacetic acid Sigma-Aldrich E3889 EGTA
Ethylenediaminetetraacetic acid Sigma-Aldrich 798681 EDTA
Fisher BioReagents Microbiology Media Additives: Tryptone Fisher Scientific BP1421 Tryptone
Fisher BioReagents Microbiology Media Additives: Yeast Extract Fisher Scientific BP1422 Yeast extract
Fluoresbrite YG Microspheres, Calibration Grade 3.00 µm Polysciences 18861 Tracer particles
Glucose Oxidase from Aspergillus niger Sigma-Aldrich G2133
Glycerol Sigma-Aldrich G5516
GpCpp Jena Bioscience NU-405L Guanosine-5′[(α,β)-methyleno]triphosphate (GMPCPP)
GS Power's 18 Gauge (True American Wire Ga), 100 feet, 99.9% Stranded Oxygen Free Copper OFC, Red/Black 2 Conductor Bonded Zip Cord Power/Speaker Electrical Cable for Car, Audio, Home Theater Amazon B07428NBCW Copper wire
Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate Sigma-Aldrich G8877 GTP
Hellmanex III Sigma-Aldrich Z805939 Detergent
HEPES Sodium Salt (White Powder), Fisher BioReagents Fisher Scientific BP410 NaHEPES
High performance blender machine AIMORES AS-UP1250 Blender
His GraviTrap GE Healthcare 11003399 Gravity Column
Imidazole Sigma-Aldrich I5513
IPTG Sigma-Aldrich I6758 Isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside
Isopropyl Alcohol 99% Pharmco by Greenfield Global 231000099 Isopropanol
JA-10 rotor Beckman Coulter 369687
L-Glutamic acid potassium salt monohydrate Sigma-Aldrich G1501 K-Glutamate
Lysozyme from chicken egg white Sigma-Aldrich L6876
Magnesium chloride hexahydrate Sigma-Aldrich M2670 MgCl2•6H2O
MES sodium salt Sigma-Aldrich M5057 2-(N-Morpholino)ethanesulfonic acid sodium salt
MOPS Sigma-Aldrich M1254 3-(N-Morpholino)propanesulfonic acid
MP-3022 TE Technology MP-3022 Thermocouple
N,N,N',N'-Tetramethylethylenediamine 99%, ACROS Organics Fisher Scientific AC138450500 TEMED
Nanodrop 2000c UV-VIS Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific E112352 Spectrometer
Nikon Ti2-E Nikon Inverted Microscope Nikon MEA54000
Norland Optical Adhesive 81 Norland Products NOA81 UV glue
Novex Sharp Pre-stained Protein Standard Thermo Fisher Scientific LC5800 Protein standard ladder
NuPAGE 4-12% Bis-Tris Protein Gels, 1.5 mm, 10-well Thermo Fisher Scientific NP0335BOX SDS gel
Optima L-90K Ultracentrifuge Beckman Coulter 365672
Parafilm PM996 Wrap , 4" Wide; 125 Ft/Roll Cole-Parmer EW-06720-40 Wax film
Pe 300 ultra Illumination System Single
Band , 3mm Light Guide control Pod
power supply		 Nikon PE-300-UT-L-SB-40 Cool LED Illuminator
Phenylmethanesulfonyl fluoride Sigma-Aldrich 78830 PMSF
Phosphoenolpyruvic acid monopotassium salt, 99% BeanTown Chemical 129745 PEP
Pierce Coomassie (Bradford) Protein Assay Kit Thermo Fisher Scientific 23200
Pierce Protease Inhibitor Mini Tablets Thermo Fisher Scientific A32953
PIPES Sigma-Aldrich P6757 1,4-Piperazinediethanesulfonic acid
Pluronic F-127 Sigma-Aldrich P2443
Poly(ethylene glycol) Sigma-Aldrich 81300 PEG. Average molecular weight 20,000 Da
Potassium Hydroxide (Pellets/Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific P250-500 KOH
PowerEase 300W Power Supply (115 VAC) ThermoFisher Scientific PS0300 DC power supply of the gel box
PS-12-8.4A TE Technology PS-12-8.4A DC power supply of the temperature controller
Pyruvate Kinase/Lactic Dehydrogenase enzymes from rabbit muscle Sigma-Aldrich P-0294 PK/LDH
Quiet One Lifegard Fountain Pump, 296-Gallon Per Hour Amazon B005JWA612 Fish tank pump
Rosetta 2(DE3)pLysS Competent Cells – Novagen Millipore Sigma 71403 Competent cells
Sharp Microwave ZSMC0912BS Sharp 900W Countertop Microwave Oven, 0.9 Cubic Foot, Stainless Steel Amazon B01MT6JZMR Microwave for boiling the water
Sodium Chloride (Crystalline/Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific S271-500 NaCl
Sodium dodecyl sulfate Sigma-Aldrich L3771 SDS
Sodium phosphate monobasic Sigma-Aldrich S8282 NaH2PO4
Streptavidin Protein Thermo Fisher Scientific 21122
Sucrose Sigma-Aldrich S7903
TC-720 TE Technology TC-720 Temperature controller
Tris Base, Molecular Biology Grade – CAS 77-86-1 – Calbiochem Sigma-Aldrich 648310 Tris-HCL
Type 45 Ti rotor Beckman Coulter 339160
Type 70 Ti rotor Beckman Coulter 337922
Type 70.1 Ti rotor Beckman Coulter 342184
VWR General-Purpose Laboratory Labeling Tape VWR 89097-916 Paper tapes
VWR Micro Cover Glasses, Square, No. 1 1/2 VWR 48366-227 Glass coverslips
VWR Plain and Frosted Micro Slides, Premium VWR 75799-268 Glass slides
XCell SureLock Mini-Cell ThermoFisher Scientific EI0001 Gel box
ZYLA 5.5 USB3.0 Camera Nikon ZYLA5.5-USB3 Monochrome CCD camera
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wioland, H., Lushi, E., Goldstein, R. E. Directed Collective Motion of Bacteria under Channel Confinement. New Journal of Physics. 18 (7), 075002 (2016).
  2. Wioland, H., Woodhouse, F. G., Dunkel, J., Kessler, J. O., Goldstein, R. E. Confinement Stabilizes a Bacterial Suspension into a Spiral Vortex. Physical Review Letters. 110 (26), 268102 (2013).
  3. Buhl, J., et al. From Disorder to Order in Marching Locusts. Science. 312 (5778), 1402-1406 (2006).
  4. Aubret, A., Youssef, M., Sacanna, S., Palacci, J. Targeted Assembly and Synchronization of Self-Spinning Microgears. Nature Physics. 14, 1114 (2018).
  5. Driscoll, M., et al. Unstable Fronts and Motile Structures Formed by Microrollers. Nature Physics. 13 (4), 375 (2017).
  6. Bricard, A., et al. Emergent Vortices in Populations of Colloidal Rollers. Nature Communications. 6, 7470 (2015).
  7. Kumar, N., Soni, H., Ramaswamy, S., Sood, A. K. Flocking at a Distance in Active Granular Matter. Nature Communications. 5, 4688 (2014).
  8. Farhadi, L., Fermino Do Rosario, C., Debold, E. P., Baskaran, A., Ross, J. L. Active Self-Organization of Actin-Microtubule Composite Self-Propelled Rods. Frontiers in Physics. 6 (75), 1 (2018).
  9. Schaller, V., Weber, C., Semmrich, C., Frey, E., Bausch, A. R. Polar Patterns of Driven Filaments. Nature. 467 (7311), 73-77 (2010).
  10. Keber, F. C., et al. Topology and Dynamics of Active Nematic Vesicles. Science. 345 (6201), 1135-1139 (2014).
  11. Doostmohammadi, A., Ignés-Mullol, J., Yeomans, J. M., Sagués, F. Active Nematics. Nature Communications. 9 (1), 3246 (2018).
  12. Wensink, H. H., et al. Meso-Scale Turbulence in Living Fluids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (36), 14308-14313 (2012).
  13. Doostmohammadi, A., Yeomans, J. M. Coherent Motion of Dense Active Matter. The European Physical Journal Special Topics. 227 (17), 2401-2411 (2019).
  14. Guillamat, P., Ignés-Mullol, J., Sagués, F. Taming active turbulence with patterned soft interfaces. Nature Communications. 8 (1), 564 (2017).
  15. Maryshev, I., Goryachev, A. B., Marenduzzo, D., Morozov, A. Dry active turbulence in microtubule-motor mixtures. arXiv preprint. , (2018).
  16. Nishiguchi, D., Aranson, I. S., Snezhko, A., Sokolov, A. Engineering bacterial vortex lattice via direct laser lithography. Nature Communications. 9 (1), 4486 (2018).
  17. Shendruk, T. N., Thijssen, K., Yeomans, J. M., Doostmohammadi, A. Twist-induced crossover from two-dimensional to three-dimensional turbulence in active nematics. Physical Review E. 98 (1), 010601 (2018).
  18. Urzay, J., Doostmohammadi, A., Yeomans, J. M. Multi-scale statistics of turbulence motorized by active matter. Journal of Fluid Mechanics. 822, 762-773 (2017).
  19. Sanchez, T., Chen, D. T. N., DeCamp, S. J., Heymann, M., Dogic, Z. Spontaneous Motion in Hierarchically Assembled Active Matter. Nature. 491 (7424), 431-434 (2012).
  20. Wu, K. T., et al. Transition from Turbulent to Coherent Flows in Confined Three-Dimensional Active Fluids. Science. 355 (6331), (2017).
  21. Hess, H., et al. Molecular shuttles operating undercover: A new photolithographic approach for the fabrication of structured surfaces supporting directed motility. Nano Letters. 3 (12), 1651-1655 (2003).
  22. Aoyama, S., Shimoike, M., Hiratsuka, Y. Self-organized optical device driven by motor proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (41), 16408-16413 (2013).
  23. Nicolau, D. V., et al. Parallel computation with molecular-motor-propelled agents in nanofabricated networks. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (10), 2591-2596 (2016).
  24. Palacci, J., Sacanna, S., Steinberg, A. P., Pine, D. J., Chaikin, P. M. Living Crystals of Light-Activated Colloidal Surfers. Science. 339 (6122), 936-940 (2013).
  25. Morin, A., Bartolo, D. Flowing Active Liquids in a Pipe: Hysteretic Response of Polar Flocks to External Fields. Physical Review X. 8 (2), 021037 (2018).
  26. Lakkaraju, S. K., Hwang, W. Critical Buckling Length versus Persistence Length: What Governs Biofilament Conformation. Physical Review Letters. 102 (11), 118102 (2009).
  27. Henkin, G., DeCamp, S. J., Chen, D. T. N., Sanchez, T., Dogic, Z. Tunable Dynamics of Microtubule-Based Active Isotropic Gels. Philosophical transactions. Series A, Mathematical, physical, and engineering sciences. 372 (2029), 20140142 (2014).
  28. Ross, T. D., et al. Controlling Organization and Forces in Active Matter through Optically-Defined Boundaries. arXiv:1812.09418. , (2018).
  29. Böhm, K. J., Stracke, R., Baum, M., Zieren, M., Unger, E. Effect of temperature on kinesin-driven microtubule gliding and kinesin ATPase activity. FEBS Letters. 466 (1), 59-62 (2000).
  30. Anson, M. Temperature dependence and arrhenius activation energy of F-actin velocity generated in vitro by skeletal myosin. Journal of Molecular Biology. 224 (4), 1029-1038 (1992).
  31. Hong, W., Takshak, A., Osunbayo, O., Kunwar, A., Vershinin, M. The Effect of Temperature on Microtubule-Based Transport by Cytoplasmic Dynein and Kinesin-1 Motors. Biophysical Journal. 111 (6), 1287-1294 (2016).
  32. Kawaguchi, K., Ishiwata, S. I. Thermal activation of single kinesin molecules with temperature pulse microscopy. Cell Motility. 49 (1), 41-47 (2001).
  33. Bate, T. E., Jarvis, E. J., Varney, M. E., Wu, K. T. Collective Dynamics of Microtubule-Based 3D Active Fluids from Single Microtubules. Soft Matter. 15 (25), 5006-5016 (2019).
  34. Tucker, R., et al. Temperature Compensation for Hybrid Devices: Kinesin’s Km is Temperature Independent. Small. 5 (11), 1279-1282 (2009).
  35. Collee, J. G., Bradley, R., Liberski, P. P. Variant CJD (vCJD) and bovine spongiform encephalopathy (BSE): 10 and 20 years on: part 2. Folia Neuropathologica. 44 (2), 102 (2006).
  36. Castoldi, M., Popov, A. V. Purification of brain tubulin through two cycles of polymerization-depolymerization in a high-molarity buffer. Protein Expression and Purification. 32 (1), 83-88 (2003).
  37. Swinehart, D. The Beer-Lambert law. Journal of Chemical Education. 39 (7), 333 (1962).
  38. Ashford, A. J., Andersen, S. S., Hyman, A. A. Preparation of tubulin from bovine brain. Cell biology: A laboratory handbook. 2, 205-212 (1998).
  39. Hyman, A., et al. . Methods in Enzymology. 196, 478-485 (1999).
  40. Baneyx, F. Recombinant protein expression in Escherichia coli. Current Opinion in Biotechnology. 10 (5), 411-421 (1999).
  41. Spriestersbach, A., Kubicek, J., Schäfer, F., Block, H., Maertens, B., Lorsch, J. R. . Methods in enzymology. 559, 1-15 (2015).
  42. Subramanian, R., Gelles, J. Two Distinct Modes of Processive Kinesin Movement in Mixtures of ATP and AMP-PNP. The Journal of General Physiology. 130 (5), 445-455 (2007).
  43. Gasteiger, E., et al. . The proteomics protocols handbook. , 571-607 (2005).
  44. Taylor, S. C., Berkelman, T., Yadav, G., Hammond, M. A Defined Methodology for Reliable Quantification of Western Blot Data. Molecular Biotechnology. 55 (3), 217-226 (2013).
  45. Lau, A. W. C., Prasad, A., Dogic, Z. Condensation of isolated semi-flexible filaments driven by depletion interactions. Europhysics Letters. 87 (4), 48006 (2009).
  46. Chandrakar, P., et al. Microtubule-Based Active Fluids with Improved Lifetime, Temporal Stability and Miscibility with Passive Soft Materials. arXiv:1811.05026. , (2018).
  47. Lowensohn, J., Oyarzún, B., Paliza, G. N., Mognetti, B. M., Rogers, W. B. Linker-mediated phase behavior of DNA-coated colloids. arXiv:1902.08883. , (2019).
  48. Wu, K. T., et al. Polygamous Particles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (46), 18731-18736 (2012).
  49. Wu, K. T., et al. Kinetics of DNA-Coated Sticky Particles. Physical Review E. 88 (2), 022304 (2013).
  50. Ouellette, N. T., Xu, H., Bodenschatz, E. A quantitative study of three-dimensional Lagrangian particle tracking algorithms. Experiments in Fluids. 40 (2), 301-313 (2005).
  51. Kelley, D. H., Ouellette, N. T. Using particle tracking to measure flow instabilities in an undergraduate laboratory experiment. American Journal of Physics. 79 (3), 267-273 (2011).
  52. Young, E. C., Berliner, E., Mahtani, H. K., Perez-Ramirez, B., Gelles, J. Subunit Interactions in Dimeric Kinesin Heavy Chain Derivatives That Lack the Kinesin Rod. Journal of Biological Chemistry. 270 (8), 3926-3931 (1995).
  53. Aström, K. J., Murray, R. M. . Feedback systems: an introduction for scientists and engineers. , (2011).
  54. Soni, V., et al. The free surface of a colloidal chiral fluid: waves and instabilities from odd stress and Hall viscosity. arXiv:1812.09990. , (2018).
  55. Harvey, M. Precision Temperature-Controlled Water Bath. Review of Scientific Instruments. 39 (1), 13-18 (1968).
  56. Beuchat, L. R. Influence of Water Activity on Growth, Metabolic Activities and Survival of Yeasts and Molds. Journal of Food Protection. 46 (2), 135-141 (1983).
  57. Block, S. S. . Disinnfection, sterilization, annd preservation. , (2001).
  58. Schumb, W. C., Satterfield, C. N., Wentworth, R. L. . Hydrogen peroxide. , (1955).
  59. Simmons, G. F., Smilanick, J. L., John, S., Margosan, D. A. Reduction of Microbial Populations on Prunes by Vapor-Phase Hydrogen Peroxide. Journal of Food Protection. 60 (2), 188-191 (1997).
  60. Shimoboji, T., Larenas, E., Fowler, T., Hoffman, A. S., Stayton, P. S. Temperature-induced switching of enzyme activity with smart polymer-enzyme conjugates. Bioconjugate chemistry. 14 (3), 517-525 (2003).

Tags

Keywords: MicrotubuleActive FluidTemperature ControlKinesinATPPolyethylene GlycolPhoto-bleachingTracer ParticlesPolyacrylamideGlass Slide
check_url/60484?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bate, T. E., Jarvis, E. J., Varney, M. E., Wu, K. Controlling Flow Speeds of Microtubule-Based 3D Active Fluids Using Temperature. J. Vis. Exp. (153), e60484, doi:10.3791/60484 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image