Summary

Romlig Temporal analyse av Fieldwise Flow i Microvasculature

Published: November 18, 2019
doi:

Summary

For å kvantifisere mikrovaskulær Flow fra høyhastighets kapillær Flow bildesekvenser, utviklet vi STAFF (romlig Temporal Analysis of Fieldwise flow) programvare. Over hele bildet feltet og over tid, ansatte evaluerer Flow hastigheter og genererer en sekvens av fargekodede romlige kart for visualisering og tabell produksjon for kvantitative analyser.

Abstract

Endringer i blodgjennomstrømningen hastighet og distribusjon er avgjørende for å opprettholde vev og organ blod som svar på varierende cellulære behov. Videre kan utseendet på defekter i mikrosirkulasjonen være en primær indikator i utviklingen av flere patologi. Fremskritt inne optisk tenkelig ha fremstilt intravital mikroskopi (IVM) en praktisk adgang, tillater tenkelig for det Cellular og subcellulære plan flate inne bo dyrene for høy-fart over tid. Likevel, til tross for viktigheten av å opprettholde tilstrekkelig vev, er romlig og timelig variasjon i kapillær flyt sjelden dokumentert. I standard tilnærmingen velges et lite antall kapillær segmenter for bildebehandling over en begrenset periode. Til omfattende kvantifisere kapillær flyt på en upartisk måte vi utviklet romlig Temporal analyse av Fieldwise Flow (STAFF), en makro for FIJI åpen kildekode bildeanalyse programvare. Ved hjelp av høyhastighets bildesekvenser av hele felt av blodstrøm innen blodkar, produserer STAFF bilder som representerer bevegelse over tid kalt kymographs for hvert tidsintervall for hvert vaskulær segment. Fra kymographs STAFF beregner hastigheter fra avstanden som røde blodlegemer beveger seg over tid, og utganger hastigheten data som en sekvens av fargekodede romlige kart for visualisering og tabell produksjon for kvantitative analyser. I normale mus lever, STAFF analyser kvantifisert dype forskjeller i strømningshastighet mellom pericentral og periportal regioner innen lobules. Enda mer uventede er forskjellene i strømningshastighet sett mellom sinusoids som er side ved side og svingninger sett innenfor individuelle vaskulær segmenter over sekunder. STAFF er et kraftig nytt verktøy som kan gi romanen innsikt ved å muliggjøre måling av komplekse spatiotemporal dynamikk av kapillær flyt.

Introduction

Microvasculature spiller en avgjørende rolle i fysiologi, noe som sikrer effektiv mengde vev under skiftende forhold. Mikrovaskulær dysfunksjon er assosiert med utallige forhold inkludert langsiktige kardiovaskulære sykelighet og dødelighet, utvikling av demens, og sykdom i både lever og nyre, og dermed er en viktig faktor av interesse i et bredt spekter av biomedisinsk undersøkelser1,2,3,4,5. Mens flere teknikker har blitt brukt til å evaluere vev, bare intravital mikroskopi muliggjør datainnsamling ved Temporal og romlig oppløsning er nødvendig for å karakterisere blodstrømmen på nivået av individuelle blodkar.

Mikrovaskulær Flow kan bli visualisere i fluorescens mikroskopi enten ved bevegelse av fluorescerende mikrosfærer eller ved bevegelse av røde blodlegemer på bakgrunn av membran-impermeant fluorescerende markører (f. eks, fluorescensmerkete-merket dextran eller albumin)6,7. Mikrovaskulær Flow kan bli avbildet i overfladiske celle lag ved hjelp av widefield mikroskopi, eller i dybden ved hjelp av enten konfokalmikroskopi eller multiphoton mikroskopi. Men kapillær strømningsrater er slik at passering av røde blodlegemer ikke kan generelt bli fanget i hastigheter mindre enn 60 rammer/s. Siden de fleste laserskanning konfokalmikroskopi og multiphoton mikroskop krever 1-5 s for å skanne et fullstendig bildefelt, kan denne hastigheten generelt oppnås bare ved å begrense synsfeltet, noen ganger til en enkelt skanning linje8. Prosessen med å begrense målingene til utvalgte kapillær segmenter (1) har potensiale til å innføre utvalgs bias og (2) gjør det umulig å fange romlige og timelige heterogenitet i utbredelsen av kapillær blodstrøm. I kontrast kan bilder av kapillær nettverk samles ved hastigheter som overstiger 100 fps bruker widefield Digital mikroskop utstyrt med vitenskapelige komplementære metalloksid Semiconductor (sCMOS) kameraer9,10. Disse rimelige systemer, vanlig i typiske biomedisinsk laboratorier gjør det mulig å bilde mikrovaskulær flyt over hele todimensjonale nettverk, i hovedsak kontinuerlig. Problemet blir da en av å finne en analyse tilnærming som er i stand til å utvinne meningsfulle kvantitative data fra den massive og komplekse bildedata sett generert av høyhastighets video mikroskopi.

For å muliggjøre analyse av full felts flyt data har vi utviklet STAFF, romanen bildeanalyse programvare som kan kontinuerlig måle mikrovaskulær flyt gjennom hele mikroskop felt av bildeserier samlet i høy hastighet11. Tilnærmingen er kompatibel med en rekke ulike eksperimentelle systemer og Imaging modaliteter og STAFF bildeanalyse programvare er implementert som en Makroverktøy sett for FIJI gjennomføringen av ImageJ12. Det underliggende prinsippet som brukes her for å visualisere mikrovaskulær flyt er at først, må noen kontrast gis for å kunne bildet de røde blodcellene i blodkar. I våre studier, kontrasten er gitt av en bulk fluorescerende sonde som er utelukket av røde blodlegemer. Hastigheten av flyt kan da bli kvantifisert fra forskyvning av de røde blodcellene som vises som en negativ flekk i fluorescensmerkete merket plasma i bilder samlet i høy hastighet fra et levende dyr8. Vi bruker STAFF å gjøre tomter av avstand langs hver kapillær segment over flere tidsintervaller kalt kymographs, og deretter oppdage bakkene stede i kymographs13, og fra disse bakkene beregne utbredelsen av mikrovaskulær flyt. Tilnærmingen kan brukes på bilder som er samlet fra en kapillær seng som kan nås for Imaging. Her beskriver vi anvendelsen av IVM og STAFF til studier av blodstrømmen i leveren.

Protocol

Alle dyr eksperimenter ble godkjent og gjennomført i henhold til institusjonelle Animal Care og use Committee retningslinjer for Indiana University, og overholdt NRC guide for omsorg og bruk av dyr. 1. kirurgisk forberedelse til Intravital mikroskopi Merk: Dette er ikke en overlevelse kirurgi. Når del 1 “kirurgisk forberedelse for intravital mikroskopi” er påbegynt, kan arbeidet ikke stanses før ferdigstillelse av § 2 “Intravital mikroskopi”….

Representative Results

STAFF-analyse genererer en fullstendig folketelling av mikrovaskulær hastigheter over hele mikroskop felt overtids perioder som strekker seg fra sekunder til minutter. Representative resultater presenteres i figur 1, figur 2, Figur 3og Figur 4. Figur 1 viser et eksempel på en tidsserie av mikrovaskulær nettverket i leveren av en mus, generering av skeletonized bildet som…

Discussion

Det er flere kritiske trinn i denne protokollen. Først, minimering av bevegelse under intravital Imaging av leveren er avgjørende for generering av filmer som er brukbare for kapillær Flow analyse bruker STAFF. På grunn av nærheten til membranen, korte perioder med åndedrett-indusert bevegelse oppstår, med sikret leveren tilbake til sin opprinnelige posisjon etter hvert åndedrag. Sikring av kirurgisk eksponert leveren mot dekkglass-bunn parabolen bruker gasbind, deretter Imaging fra nedenfor ved hjelp av en inver…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Studier som presenteres her ble støttet av finansiering fra National Institutes of Health (NIH U01 GM111243 og NIH NIDDK P30 DK079312). Intravital mikroskopi studier ble utført ved Indiana Center for Biological mikroskopi. Vi takker Dr. Malgorzata Kamocka for teknisk assistanse med mikroskopi.

Materials

#5 forceps Fine Science Tools 11251-20 Dumont #5 Inox Forceps
C57BL/6 mice Jackson Labs male 9-12 weeks old
Cannula Instech BTPE-10 Polyethylene Tubing .011x.024in
CMOS camera Hamamatsu C11440-42U30 4.0LT Scientific CMOS
Coverslip-bottomed dish Electron Microscopy Sciences WillCo Dish glass bottom GWST5040
Dissecting scissors Fine Science Tools
Fiji ImageJ Image analysis software https://fiji.sc/ ; https://downloads.imagej.net/fiji/Life-Line/fiji-win64-20170530.zip
Fluorescein dextran Thermo Fisher, Invitrogen D1822 Dextran, Fluorescein, 70,000 MW, Anionic, Lysine Fixable
Gauze sponge Fisher 22-415-504 2×2 inch Dukal sterile gauze sponges
Heating pad Reptitherm RH-4 between mouse and stage
Heating pad Sunbeam 000732-500-000U over mouse
Inverted epifluorescence microscope Nikon Nikon TiE inverted microscope
Isis Rodent electric shaver Braun Aesculap GT420
Isofluorane Abbott GmbH PZN4831850
Luer stub adapter Fisher 14-826-19E Catheter adapter
Micro scissors Castro Viejo
Microscope objective Nikon Plan Fluor 20x, NA 0.75 water immersion
Needle Fisher 30 Ga.x1/2"
Needle holder Olsen-Hegar
Objective heater BioScience Tools MTC-HLS-025 Temperature controller with objective heater
Rectal thermometer Braintree Scientific, INC TH-5A Mouse Body Temperature monitoring
STAFF macros https://github.com/icbm-iupui/STAFF
Suture string Harvard Bioscience 723288 silk black suture, 6-0, spool

References

  1. Shen, J., et al. Subclinical Vascular Dysfunction Associated with Metabolic Syndrome in African Americans and Whites. The Journal of clinical Endocrinology and Metabolism. 100 (11), 4231-4239 (2015).
  2. Sherman, I. A., Pappas, S. C., Fisher, M. M. Hepatic microvascular changes associated with development of liver fibrosis and cirrhosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 258 (2), 460-465 (1990).
  3. Zafrani, L., Ince, C. Microcirculation in Acute and Chronic Kidney Diseases. American Journal of Kidney Diseases. 66 (6), 1083-1094 (2015).
  4. Nielsen, R. B., et al. Capillary dysfunction is associated with symptom severity and neurodegeneration in Alzheimer’s disease. Alzheimer’s & Dementia. 13 (10), 1143-1153 (2017).
  5. Houben, A. J. H. M., Martens, R. J. H., Stehouwer, C. D. A. Assessing Microvascular Function in Humans from a Chronic Disease Perspective. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (12), 3461-3472 (2017).
  6. Clemens, M., Zhang, J. Regulation of Sinusoidal Perfusion: In Vivo Methodology and Control by Endothelins. Seminars in Liver Disease. 19 (04), 383-396 (1999).
  7. Uhlmann, S., Uhlmann, D., Spiegel, H. U. Evaluation of hepatic microcirculation by in vivo microscopy. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 12 (4), 179-193 (1999).
  8. Dunn, K. W., Sutton, T. A., Sandoval, R. M. Live-animal imaging of renal function by multiphoton microscopy. Current protocols in cytometry. , (2012).
  9. von Diezmann, A., Shechtman, Y., Moerner, W. E. Three-Dimensional Localization of Single Molecules for Super-Resolution Imaging and Single-Particle Tracking. Chemical Reviews. 117 (11), 7244-7275 (2017).
  10. Huang, Z. -. L., et al. Localization-based super-resolution microscopy with an sCMOS camera. Optics Express. 19 (20), 19156 (2011).
  11. Clendenon, S. G., et al. A simple automated method for continuous fieldwise measurement of microvascular hemodynamics. Microvascular Research. 123, 7-13 (2019).
  12. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  13. Liu, Z. -. Q. Scale space approach to directional analysis of images. Applied Optics. 30 (11), 1369 (1991).
  14. Linkert, M., et al. Metadata matters: access to image data in the real world. The Journal of cell biology. 189 (5), 777-782 (2010).
  15. Sherman, I. A., Pappas, S. C., Fisher, M. M. Hepatic microvascular changes associated with development of liver fibrosis and cirrhosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 258 (2), 460-465 (1990).
  16. Babbey, C. M., et al. Quantitative intravital microscopy of hepatic transport. IntraVital. 1 (1), 44-53 (2012).
  17. Dunn, K. W., Ryan, J. C. Using quantitative intravital multiphoton microscopy to dissect hepatic transport in rats. Methods. 128, 40-51 (2017).
  18. Ryan, J., et al. Intravital Multiphoton Microscopy with Fluorescent Bile Salts in Rats as an In Vivo Biomarker for Hepatobiliary Transport Inhibition. Drug metabolism and disposition: the biological fate of chemicals. 46 (5), 704-718 (2018).
  19. Sandoval, R. M., Molitoris, B. A. Quantifying Glomerular Permeability of Fluorescent Macromolecules Using 2-Photon Microscopy in Munich Wistar Rats. Journal of Visualized Experiments. (74), e50052 (2013).
  20. Chhatbar, P. Y., Kara, P. Improved blood velocity measurements with a hybrid image filtering and iterative Radon transform algorithm. Frontiers in Neuroscience. 7, 106 (2013).
  21. Drew, P. J., Blinder, P., Cauwenberghs, G., Shih, A. Y., Kleinfeld, D. Rapid determination of particle velocity from space-time images using the Radon transform. Journal of computational neuroscience. 29 (1-2), 5-11 (2010).
  22. Kleinfeld, D., Mitra, P. P., Helmchen, F., Denk, W. Fluctuations and stimulus-induced changes in blood flow observed in individual capillaries in layers 2 through 4 of rat neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (26), 15741-15746 (1998).
  23. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. -. L. Intravital Microscopy Imaging of the Liver following Leishmania Infection: An Assessment of Hepatic Hemodynamics. Journal of visualized experiments : JoVE. (101), e52303 (2015).
  24. Hoshikawa, R., et al. Dynamic Flow Velocity Mapping from Fluorescent Dye Transit Times in the Brain Surface Microcirculation of Anesthetized Rats and Mice. Microcirculation. 23 (6), 416-425 (2016).
  25. Sironi, L., et al. In vivo flow mapping in complex vessel networks by single image correlation. Scientific reports. 4 (1), 7341 (2014).
  26. Kamoun, W. S., et al. Simultaneous measurement of RBC velocity, flux, hematocrit and shear rate in vascular networks. Nature Methods. 7 (8), 655-660 (2010).
check_url/60493?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Clendenon, S. G., Fu, X., Von Hoene, R. A., Clendenon, J. L., Sluka, J. P., Winfree, S., Mang, H., Martinez, M., Filson, A., Klaunig, J. E., Glazier, J. A., Dunn, K. W. Spatial Temporal Analysis of Fieldwise Flow in Microvasculature. J. Vis. Exp. (153), e60493, doi:10.3791/60493 (2019).

View Video