Summary

הדמיה וכימות נזק DNA ספציפי לאתר מבוסס אנדונוקלאז

Published: August 21, 2021
doi:

Summary

מאמר זה מציג שלבים חיוניים של חיסונים ואימונופרציפיטציה של כרומטין. פרוטוקולים אלה משמשים בדרך כלל כדי לחקור תהליכים תאיים הקשורים נזק DNA כדי לדמיין ולכומת את הגיוס של חלבונים מעורבים בתיקון DNA.

Abstract

תאים נחשפים ללא הרף לחומרי DNA שונים הפוגעים בדנ”א, מה שמעורר תגובות תאיות שונות. יישום גישות ביוכימיות וגנטיות חיוני בחשיפת אירועים תאיים הקשורים לגיוס והרכבה של מתחמי תיקון DNA באתר של נזקי DNA. בשנים האחרונות פותחו מספר כלים רבי עוצמה כדי לגרום לנזק דנ”א ספציפי לאתר. יתר על כן, טכניקות שמיות חדשניות מאפשרות לנו ללמוד תהליכים אלה ברמת הרזולוציה של תא אחד באמצעות תאים קבועים וחיים כאחד. למרות שטכניקות אלה שימשו לחקר תהליכים ביולוגיים שונים, בזאת אנו מציגים את הפרוטוקולים הנפוצים ביותר בתחום תיקון ה- DNA, חיסון פלואורסצנטי (IF) ו- Chromatin Immunoprecipitation (ChIP), אשר בשילוב עם נזק DNA ספציפי לאתר מבוסס אנדונוקלאז מאפשר לדמיין ולכומת את התפוסה הגנומית של גורמי תיקון DNA בצורה מכוונת ומוסדרת, בהתאמה. טכניקות אלה מספקות כלים רבי עוצמה לחוקרים לזהות חלבונים חדשניים הקשורים ללוק הגנומי הפגוע, כמו גם את השינויים שלאחר התרגום הדרושים לוויסות הכוונון שלהם במהלך תיקון ה- DNA.

Introduction

הגנום שלנו מאותגר כל הזמן על ידי סוכני DNA שונים המזיקים. תקיפות אלה יכולות לנבוע ממקורות סביבתיים, כגון אור UV או הקרנה, כמו גם ממקורות אנדוגניים, כגון תוצרי לוואי מטבוליים הנגרמים על ידי עקה חמצונית או שגיאותשכפול 1,2. נגעים אלה יכולים להשפיע על השלמות של גדיל DNA אחד או שניהם, ואם השגיאות שנוצרו להיות מתמשך, זה מוביל לעתים קרובות translocations וחוסר יציבות גנום, אשר עלול לגרום tumorigenesis3,4. כדי לשמור על שלמות הגנום, פותחו מערכות תיקון מרובות במהלך האבולוציה. על פי התכונות הכימיות והפיזיות של סוגים מסוימים של נזק DNA, מנגנוני תיקון מרובים ניתן להפעיל. אי-התאמות, אתרים אבסיים, הפסקות גדיל יחיד ו-8-אוקסוגאנין (8-אוקסוג’י) ניתנים להסרה על ידי תיקון אי התאמה או מסלול תיקון כריתת בסיס5,6. נגעים הנגרמים על ידי יצרנים פוטו הנגרמים על ידי UV ותוספים מגושם ניתן לתקן או על ידי תיקון נוקלאוטיד כריתה (NER) או DNA כפול גדיל לשבורתיקון תהליך(DSBR) 7,8. NER מורכב משני מסלולי משנה עיקריים: NER מצמיד תמלול (TC-NER) ו- NER גנומי גלובלי (GG-NER). לגבי שלב מחזור התא, בעקבות אינדוקציה של שבירת גדיל כפול DNA, ניתן להפעיל שני נתיבי משנה: הצטרפות קצה לא הומולוגית (NHEJ) ושילוב הומולוגי (HR)1,9. NHEJ, שהוא המסלול הדומיננטי בתאי מנוחה, ניתן להפעיל בכל שלבי מחזור התא, המייצג מסלול מהיר יותר אך נוטה לשגיאה10. מצד שני, HR הוא מסלול ללא שגיאות, שבו DSBs מתוקנים בהתבסס על חיפוש רצף-הומולוגיה של הכרומטידים האחות, ולכן הוא קיים בעיקר בשלבי מחזור תא S ו- G211. יתר על כן, הצטרפות קצה בתיווך מיקרוהומולוגיה (MMEJ) הוא מנגנון תיקון DSB נוסף, נבדל מאלה הנ”ל, המבוסס על KU70/80- ו RAD51-עצמאי דרך של קשירה מחדש של רצפים מיקרוהומולוגיים שנקטפו בעבר לאגף את קצות ה- DNA השבורים. לכן, MMEJ נחשב נוטה שגיאה מוטגני מאוד12. במהלך תיקון DNA, DSBs יכול לגרום לתגובת נזק לדנ”א (DDR), אשר גורמת להפעלה של קינאזות נקודת ביקורת שעוצמות את מחזור התא במהלךתיקון 13,14,15. DDR מופעל כתגובה לגיוס והתפשטות נרחבת של שחקני מפתח יוזמים של תהליך התיקון סביב הנגעים, התורם להיווצרות של מיקוד תיקון. במפל איתות מוקדם זה, הכספומט (אטקסיה Telangiectasia Mutated) קינאז ממלא תפקיד מרכזי על ידי זירוז הזרחן של וריאנט הייסטון H2AX ב Ser139 (המכונה γH2AX) סביב הנגע16. אירוע מוקדם זה אחראי לגיוס גורמי תיקון נוספים ולייזום תהליכי תיקון במורד הזרם. למרות הפונקציה המדויקת של החלבונים המגויסים במוקד התיקון עדיין לא התאפיינה במלואה, היווצרות ודינמיקה של מוקדי תיקון נחקרו על ידי מספר מעבדות. סמנים אלה משמשים בהרחבה כדי לעקוב אחר קינטיקה תיקון, אבל התפקיד המדויק שלהם במהלך תהליך התיקון נשאר חמקמק. בשל החשיבות הרבה אך הבנה לקויה של תהליכים תאיים הקשורים לתיקון DNA, פותחו עד כה מספר שיטות כדי לגרום ולדמיין את ה- DDR.

הוקמו שיטות ומערכות שונות כדי לגרום לסוג הרצוי של נזק לדנ”א. לדוגמה, סוכנים מסוימים [כגון neocarzinostatin (NCS), phleomycin, bleomycin, γ-הקרנה, UV] יכולים לגרום למספרים גדולים של הפסקות DNA אקראיות בתנוחות גנומיות לא חזויות, בעוד שאחרים (אנדונוקלאז, כגון AsiSI, I-PpoI או I-SceI, כמו גם פס לייזר) יכולים לגרום לשברים DNA ב loci גנומי ידוע17,18,19,20,21. כאן, אנו מתמקדים בטכניקות מבוססות אנדונוקלאז המשמשות כיום לחקר ה- DDR בתאי יונקים ושמרים. מלבד הדגשת העקרונות של טכניקות אלה, אנו מדגישים הן את היתרונות והן את החסרונות שלהם.

Protocol

1. חיסונים של חלבונים ספציפיים הכנת תרבית תאים והגדרה ניסיונית שמור על תאי U2OS בשכבות מונו-שכבתיות במדיום תרבית DMEM בתוספת סרום עגל עוברי 10%, גלוטמין 2 mM, ו 1% פתרון אנטי-אנטי-ממיקוטי.הערה: עבור אינדוקציה נזק DNA מבוסס אנדונוקלאז, להשתמש פחם מטופל או בינוני ללא סטרואידים כדי…

Representative Results

ניתן להשיג לימוד תהליכי תיקון המושרים על-ידי DSB בתאים באמצעות זיהום יציב או ארעי. עם זאת, יש לציין כי transfection יציב מבטיח אוכלוסיית תאים הומוגניים, אשר נותן תגובה תאית מאוחדת ולכן אמין יותר. במקרה של ארעיות, רק חלק קטן מאוכלוסיית התאים תופס ומתחזק את הפלסמיד, אשר מכניס גיוון לניסוי. הקמת מערכו?…

Discussion

למרות שתיקון DNA הוא תחום מחקר חדש יחסית, הידע שלנו מתרחב במהירות בעזרת שיטות ביוכימיות ומיקרוסקופיות שונות. שימור מידע גנטי חיוני לתאים שכן מוטציות המתרחשות בגנים המעורבים בתהליכי תיקון הן בין הגורמים המובילים לגידול ולכן מבעירה את השלבים העיקריים של מסלולי תיקון DNA היא חיונית.

<p class="jove…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

מחקר זה מומן על ידי משרד המחקר, הפיתוח והחדשנות הלאומי המעניק ל- GINOP-2.3.2-15-2016-00020, GINOP-2.3.2-15-2016-00036, GINOP-2.2.1-15-2017-00052, EFOP 3.6.3-VEKOP-16-2017-00009, NKFI-FK 132080, מלגת המחקר של יאנוס בוליאי של האקדמיה ההונגרית למדעים BO/27/20, ÚNKP-20-5-SZTE-265, מלגת EMBO לטווח קצר 8513, וקרן טמפוס.

Materials

4-OHT Sigma Aldrich H7904
Agarose Lonza 50004
Antibiotic-Antimycotic Solution (100×), Stabilized Sigma Aldrich A5955
Anti-gamma H2A.X (phospho S139) antibody Abcam ab26350
Bovine Serum Fraction V albumin Biosera PM-T1725
TrackIt™ Cyan/Yellow Loading Buffer Thermo Fisher Scientific 10482035
DMEM with 1.0 g/L Glucose, without L-Glutamine Lonza 12-707F
Doxycycline Sigma Aldrich D9891
Dynabeads™ M-280 Sheep Anti-Mouse IgG Invitrogen 11202D
Dynabeads™ M-280 Sheep Anti-Rabbit IgG Invitrogen 11204D
EDTA Sigma Aldrich E6758
EGTA Sigma Aldrich E3889
Ethanol Molar Chemicals 02910-101-340
Fetal Bovine Serum (South America Origin), EU-approved Gibco ECS0180L
Formaldehyde 37% solution free from acid Sigma Aldrich 1.03999
GlutaMAX™ Supplement Thermo Fisher Scientific 35050038
Glycine Sigma Aldrich 50046
IPure kit v2 Diagenode C03010015
Isoamyl alcohol Sigma Aldrich W205702
LiCl Sigma Aldrich L9650
NaCl Sigma Aldrich S5886
Na-DOC Sigma Aldrich D6750
NaHCO3 Sigma Aldrich S5761
Neocarzinostatin from Streptomyces carzinostaticus Sigma Aldrich N9162
NP-40 Sigma Aldrich I8896
PBS Powder without Ca2+, Mg2+ Sigma Aldrich L182-50-BC
Phenol Sigma Aldrich P4557
PIPES Sigma Aldrich P1851
Polysorbate 20 (Tween 20) Molar Chemicals 09400-203-190
KCl Sigma Aldrich P5405
ProLong™ Gold Antifade Mountant with DAPI Thermo Fisher Scientific P36935
Protease Inhibitor Cocktail Set I Roche 11873580001
Proteinase K Sigma Aldrich P2308
P-S2056 DNAPKcs antibody Abcam ab18192
RNase A Roche 10109169001
CH3COONa Sigma Aldrich S2889
SDS Sigma Aldrich L3771
Tris Acetate-EDTA buffer Sigma Aldrich T6025
Tris-HCl Sigma Aldrich 91228
TRITON X-100 Molar Chemicals 09370-006-340
Trypsin from porcine pancreas Sigma Aldrich T4799
Trypsin-EDTA (0.5%), no phenol red Gibco 15400054

References

  1. Borsos, B. N., Majoros, H., Pankotai, T. Ubiquitylation-Mediated Fine-Tuning of DNA Double-Strand Break Repair. Cancers (Basel). 12 (6), (2020).
  2. Borsos, B. N., Majoros, H., Pankotai, T. Emerging Roles of Post-Translational Modifications in Nucleotide Excision Repair. Cells. 9 (6), (2020).
  3. Stephens, P. J., et al. The landscape of cancer genes and mutational processes in breast cancer. Nature. 486 (7403), 400-404 (2012).
  4. Turnbull, C., et al. Gene-gene interactions in breast cancer susceptibility. Human Molecular Genetics. 21 (4), 958-962 (2012).
  5. Saxowsky, T. T., Meadows, K. L., Klungland, A., Doetsch, P. W. 8-Oxoguanine-mediated transcriptional mutagenesis causes Ras activation in mammalian cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (48), 18877-18882 (2008).
  6. Jiricny, J. The multifaceted mismatch-repair system. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 7 (5), 335-346 (2006).
  7. Hanawalt, P. C., Spivak, G. Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 9 (12), 958-970 (2008).
  8. Kanaar, R., Wyman, C., Rothstein, R. Quality control of DNA break metabolism: in the ‘end’, it’s a good thing. EMBO Journal. 27 (4), 581-588 (2008).
  9. Lemaitre, C., et al. Nuclear position dictates DNA repair pathway choice. Genes & Development. 28 (22), 2450-2463 (2014).
  10. Lieber, M. R. The mechanism of double-strand DNA break repair by the nonhomologous DNA end-joining pathway. Annual Review of Biochemistry. 79, 181-211 (2010).
  11. Lambert, S., Lopez, B. S. Characterization of mammalian RAD51 double strand break repair using non-lethal dominant-negative forms. EMBO Journal. 19 (12), 3090-3099 (2000).
  12. Xu, S., et al. p300-mediated acetylation of histone demethylase JMJD1A prevents its degradation by ubiquitin ligase STUB1 and enhances its activity in prostate cancer. Cancer Research. , (2020).
  13. Kastan, M. B., Bartek, J. Cell-cycle checkpoints and cancer. Nature. 432 (7015), 316-323 (2004).
  14. Roy, R., Chun, J., Powell, S. N. BRCA1 and BRCA2: different roles in a common pathway of genome protection. Nature Reviews Cancer. 12 (1), 68-78 (2011).
  15. Krenning, L., vanden Berg, J., Medema, R. H. Life or Death after a Break: What Determines the Choice. Molecular Cell. 76 (2), 346-358 (2019).
  16. Rogakou, E. P., Pilch, D. R., Orr, A. H., Ivanova, V. S., Bonner, W. M. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phosphorylation on serine 139. Journal of Biological Chemistry. 273 (10), 5858-5868 (1998).
  17. Caron, P., et al. WWP2 ubiquitylates RNA polymerase II for DNA-PK-dependent transcription arrest and repair at DNA breaks. Genes & Development. 33 (11-12), 684-704 (2019).
  18. Caron, P., et al. Cohesin protects genes against gammaH2AX Induced by DNA double-strand breaks. PLoS Genetics. 8 (1), 1002460 (2012).
  19. Berkovich, E., Monnat, R. J., Kastan, M. B. Assessment of protein dynamics and DNA repair following generation of DNA double-strand breaks at defined genomic sites. Nature Protocols. 3 (5), 915-922 (2008).
  20. Paques, F., Duchateau, P. Meganucleases and DNA double-strand break-induced recombination: perspectives for gene therapy. Current Gene Therapy. 7 (1), 49-66 (2007).
  21. Pankotai, T., Bonhomme, C., Chen, D., Soutoglou, E. DNAPKcs-dependent arrest of RNA polymerase II transcription in the presence of DNA breaks. Nature Structural & Molecular Biology. 19 (3), 276-282 (2012).
  22. Iacovoni, J. S., et al. High-resolution profiling of gammaH2AX around DNA double strand breaks in the mammalian genome. EMBO Journal. 29 (8), 1446-1457 (2010).
  23. Poinsignon, C., et al. Phosphorylation of Artemis following irradiation-induced DNA damage. European Journal of Immunology. 34 (11), 3146-3155 (2004).
  24. Varga, D., Majoros, H., Ujfaludi, Z., Erdelyi, M., Pankotai, T. Quantification of DNA damage induced repair focus formation via super-resolution dSTORM localization microscopy. Nanoscale. 11 (30), 14226-14236 (2019).
  25. Kim, J. A., Kruhlak, M., Dotiwala, F., Nussenzweig, A., Haber, J. E. Heterochromatin is refractory to gamma-H2AX modification in yeast and mammals. Journal of Cell Biology. 178 (2), 209-218 (2007).
  26. Daniels, D. L., Urh, M. Isolation of intracellular protein–DNA complexes using HaloCHIP, an antibody-free alternative to chromatin immunoprecipitation. Methods in Molecular Biology. 977, 111-124 (2013).
check_url/62175?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Pantazi, V., Berzsenyi, I., Borsos, B. N., Pankotai, T. Visualizing and Quantifying Endonuclease-Based Site-Specific DNA Damage. J. Vis. Exp. (174), e62175, doi:10.3791/62175 (2021).

View Video