Summary

Un protocolo simple de ensayo de fosa para visualizar y cuantificar la reabsorción osteoclástica in vitro

Published: June 16, 2022
doi:

Summary

Aquí, presentamos un procedimiento de ensayo simple y efectivo para ensayos de fosas de reabsorción utilizando placas de cultivo celular recubiertas de fosfato de calcio.

Abstract

Los osteoclastos maduros son células multinucleadas que pueden degradar el hueso a través de la secreción de ácidos y enzimas. Desempeñan un papel crucial en diversas enfermedades (por ejemplo, osteoporosis y cáncer de hueso) y, por lo tanto, son importantes objetos de investigación. In vitro, su actividad puede ser analizada por la formación de pozos de reabsorción. En este protocolo, describimos un método simple de ensayo de fosa utilizando placas de cultivo celular recubiertas de fosfato de calcio (CaP), que se pueden visualizar y cuantificar fácilmente. Los precursores de osteoclastos derivados de células mononucleares de sangre periférica humana (PBMC) se cultivaron en las placas recubiertas en presencia de estímulos osteoclastogénicos. Después de 9 días de incubación, los osteoclastos se fijaron y teñeron para obtener imágenes de fluorescencia, mientras que el recubrimiento de CaP se contrateñió con calceína. Para cuantificar el área reabsorbida, el recubrimiento de CaP en las placas se tiñó con 5% de AgNO3 y se visualizó mediante imágenes de campo brillante. El área del pozo de reabsorción se cuantificó utilizando ImageJ.

Introduction

Los osteoclastos (AO) son macrófagos específicos del tejido derivados de células madre hematopoyéticas (HSC), que desempeñan un papel fundamental en la remodelación ósea junto con los osteoblastos1. Los trastornos óseos inducidos por hormonas sexuales, inmunológicos y malignos que destruyen el hueso sistémica o localmente se deben al exceso de actividad osteoclástica, incluida la osteoporosis relacionada con la menopausia2, la artritis reumatoide3, la enfermedad periodontal4, la enfermedad ósea mieloma5 y la metástasis ósea osteolítica6. Por el contrario, los defectos en la formación y función de LA OC también pueden causar osteopetrosis7. Las HSC se diferencian en progenitores de OC bajo la estimulación del factor estimulante de colonias de macrófagos (M-CSF, símbolo genético ACP5). En presencia tanto de M-CSF como del activador del receptor del ligando NF-κB (RANKL, símbolo del gen TNFSF11), los progenitores de OC se diferencian aún más en AO mononucleares y posteriormente se fusionan para convertirse en AO multinucleados 8,9,10. Ambas citoquinas M-CSF y RANKL son indispensables y suficientes para la inducción de marcadores osteoclásticos como el receptor de calcitonina (CT), el activador del receptor del factor nuclear κ B (RANK), la bomba de protones V-ATPasa, la subunidad alfa del canal de cloruro 7 (CIC-7), la integrina β3, la fosfatasa ácida resistente al tartrato (TRAP, símbolo de gen ACP5), la cisteína lisosomal proteasa catepsina K (CTSK) y la metalopeptidasa de matriz 9 (MMP9). Los AO activados forman una zona de sellado en la superficie ósea a través de la formación de un anillo de actina con un borde erizado11,12. Dentro de la zona de sellado, los AO median la reabsorción a través de la secreción de protones a través de la bomba de protones V-ATPasa 12,13, MMP914 y CTSK15, lo que lleva a la formación de lagunas.

Para experimentos in vitro, los progenitores de OC se pueden obtener mediante la expansión de macrófagos de médula ósea del fémur y la tibia de ratones 16,17, así como mediante el aislamiento de células mononucleares de sangre periférica humana (PBMC) a partir de muestras de sangre y capas buffy 18,19,20, o por diferenciación de las células monocíticas murinas inmortalizadas RAW 264.7 21,22.

En el presente protocolo, describimos un ensayo de reabsorción osteoclástica en placas de cultivo celular recubiertas de CaP utilizando AO derivados de PBMC primarios. El método de placas de cultivo celular recubiertas de CaP utilizado aquí se adopta y refina a partir del método descrito anteriormente por Patntirapong et al.17 y Maria et al.21. Para obtener precursores de OC, los PBMC se aíslan por centrifugación por gradiente de densidad y se expanden como se describió anteriormente20.

Protocol

El protocolo fue revisado y aprobado por el comité de ética local (número de aprobación 287/2020B02). 1. Preparación de placas de cultivo celular recubiertas de fosfato de calcio Preparación de solución madre de calcio (25 mM CaCl2·2H2O, 1.37 mM NaCl, 15 mM MgCl2·6H2O en tampón Tris) Prepare el tampón Tris de 1.0 M y ajuste el pH a 7.4 usando 1 M HCl. Coloque un vaso de precipitados de vidrio e…

Representative Results

El recubrimiento de fosfato de calcio en la parte inferior de las placas de cultivo celular se realizó en dos pasos de recubrimiento que comprenden una precalcificación de 3 días y una etapa de calcificación de 1 día. Como se muestra en la Figura 1, se obtuvo fosfato de calcio distribuido uniformemente en la parte inferior de las placas de 96 pocillos. El recubrimiento se adhirió muy bien al fondo después de los pasos de lavado realizados. <p class="jove_content biglegend" fo:keep…

Discussion

Aquí describimos un método simple y confiable para un ensayo de reabsorción osteoclástica utilizando AO derivados y expandidos in vitro de PBMC. Las placas de cultivo celular recubiertas de CaP utilizadas se pueden preparar y visualizar fácilmente utilizando materiales disponibles en el laboratorio. Además de los PBMC no clasificados adoptados en este protocolo, los AO generados a partir de células monocíticas murinas21 y células macrófagos de médula ósea17</…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue parcialmente financiado por el Consejo de Becas de China [CSC No. 201808440394]. W.C. fue financiado por CSC.

Materials

AgNO3 SERVA Electrophoresis GmbH 35110 Silver nitrate
a-MEM Gibco 32561-029 MEM alpha, GlutaMAX, no nucleosides
amphotericin B Biochrom 03-028-1B Amphotericin B Solution
CaCl2 Sigma-Aldrich 21097-50G Calcium chloride Dihydrate
Calcein Sigma-Aldrich C0875 Calcein
FBS Sigma-Aldrich F7524 fetal bovine serum
Ficoll Cytiva 17144002 Ficoll Paque Plus
Fixation buffer Biolegend 420801 Paraformaldehyde
HCl Merk 1.09057.1000 Hydrochloric acid
Hoechst 33342 Promokine PK-CA707-40046 Hoechst 33342
M-CSF PeproTech 300-25 Recombinant Human M-CSF
MgCl2 Sigma-Aldrich 7791-18-6 Magnesium chloride
Na2HPO4 AppliChem GmbH A2943,0250 di- Sodium hydrogen phosphate anhydrous
NaCl Merk S7653-250G Sodium chloride
NaHCO3 Merk K15322429 Bicarbonate of Soda
PBS Lonza 17-512F Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (1X), DBPS without Calcium and Magnesium
Pen-Strep Lonza DE17-602E Penicillin-Streptomycin Mixture
Phalloidin-Alexa Fluor 546 Invitrogen A22283 Alexa Fluor 546 Phalloidin
RANKL PeproTech 310-01 Recombinant Human sRANK Ligand (E.coli derived)
Tris Sigma-Aldrich 93362 Tris(hydroxymethyl)aminomethan
Triton X-100 Sigma-Aldrich T8787 Alkyl Phenyl Polyethylene Glycol
TrypLE Express Gibco 12605010 Recombinant cell-dissociation enzymes

References

  1. Jacome-Galarza, C. E., et al. Developmental origin, functional maintenance and genetic rescue of osteoclasts. Nature. 568 (7753), 541-545 (2019).
  2. Moller, A. M. J., et al. Aging and menopause reprogram osteoclast precursors for aggressive bone resorption. Bone Research. 8 (1), 1-11 (2020).
  3. Yokota, K., et al. Characterization and function of tumor necrosis factor and interleukin-6-induced osteoclasts in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheumatology. 73 (7), 1145-1154 (2021).
  4. Teng, Y. T., et al. Functional human T-cell immunity and osteoprotegerin ligand control alveolar bone destruction in periodontal infection. Journal of Clinical Investigation. 106 (6), 59-67 (2000).
  5. Terpos, E., et al. Soluble receptor activator of nuclear factor kappaB ligand-osteoprotegerin ratio predicts survival in multiple myeloma: proposal for a novel prognostic index. Blood. 102 (3), 1064-1069 (2003).
  6. Morony, S., et al. Osteoprotegerin inhibits osteolysis and decreases skeletal tumor burden in syngeneic and nude mouse models of experimental bone metastasis. Cancer Research. 61 (11), 4432-4436 (2001).
  7. Sobacchi, C., Schulz, A., Coxon, F. P., Villa, A., Helfrich, M. H. Osteopetrosis: genetics, treatment and new insights into osteoclast function. Nature Reviews Endocrinology. 9 (9), 522-536 (2013).
  8. Amarasekara, D. S., et al. Regulation of osteoclast differentiation by cytokine networks. Immune Network. 18 (1), 8 (2018).
  9. Kim, J. M., Lin, C., Stavre, Z., Greenblatt, M. B., Shim, J. H. Osteoblast-osteoclast communication and bone homeostasis. Cells. 9 (9), (2020).
  10. Teitelbaum, S. L. Bone resorption by osteoclasts. Science. 289 (5484), 1504-1508 (2000).
  11. Boyle, W. J., Simonet, W. S., Lacey, D. L. Osteoclast differentiation and activation. Nature. 423 (6937), 337-342 (2003).
  12. Baron, R., Neff, L., Louvard, D., Courtoy, P. J. Cell-mediated extracellular acidification and bone resorption: evidence for a low pH in resorbing lacunae and localization of a 100-kD lysosomal membrane protein at the osteoclast ruffled border. Journal of Cell Biology. 101 (6), 2210-2222 (1985).
  13. Blair, H. C., Teitelbaum, S. L., Ghiselli, R., Gluck, S. Osteoclastic bone resorption by a polarized vacuolar proton pump. Science. 245 (4920), 855-857 (1989).
  14. Zhu, L., et al. Osteoclast-mediated bone resorption is controlled by a compensatory network of secreted and membrane-tethered metalloproteinases. Science Translational Medicine. 12 (529), 6143 (2020).
  15. Gowen, M., et al. Cathepsin K knockout mice develop osteopetrosis due to a deficit in matrix degradation but not demineralization. The Journal of Bone and Mineral Research. 14 (10), 1654-1663 (1999).
  16. Abu-Amer, Y. IL-4 abrogates osteoclastogenesis through STAT6-dependent inhibition of NF-kappaB. Journal of Clinical Investigation. 107 (11), 1375-1385 (2001).
  17. Patntirapong, S., Habibovic, P., Hauschka, P. V. Effects of soluble cobalt and cobalt incorporated into calcium phosphate layers on osteoclast differentiation and activation. Biomaterials. 30 (4), 548-555 (2009).
  18. Sorensen, M. G., et al. Characterization of osteoclasts derived from CD14+ monocytes isolated from peripheral blood. The Journal of Bone and Mineral Metabolism. 25 (1), 36-45 (2007).
  19. Kumar, A., et al. Synergistic effect of biphasic calcium phosphate and platelet-rich fibrin attenuate markers for inflammation and osteoclast differentiation by suppressing NF-kappaB/MAPK signaling pathway in chronic periodontitis. Molecules. 26 (21), 6578 (2021).
  20. Henriksen, K., Karsdal, M. A., Taylor, A., Tosh, D., Coxon, F. P. Generation of human osteoclasts from peripheral blood. Methods in Molecular Biology. 816, 159-175 (2012).
  21. Maria, S. M., et al. Reproducible quantification of osteoclastic activity: characterization of a biomimetic calcium phosphate assay. Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. 102 (5), 903-912 (2014).
  22. Kong, L., Smith, W., Hao, D. Overview of RAW264.7 for osteoclastogensis study: Phenotype and stimuli. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (5), 3077-3087 (2019).
  23. Li, P., et al. Systemic tumor necrosis factor alpha mediates an increase in peripheral CD11bhigh osteoclast precursors in tumor necrosis factor alpha-transgenic mice. Arthritis & Rheumatology. 50 (1), 265-276 (2004).
  24. Arai, F., et al. Commitment and differentiation of osteoclast precursor cells by the sequential expression of c-Fms and receptor activator of nuclear factor kappaB (RANK) receptors. Journal of Experimental Medicine. 190 (12), 1741-1754 (1999).
  25. Xing, L., et al. NF-kappaB p50 and p52 expression is not required for RANK-expressing osteoclast progenitor formation but is essential for RANK- and cytokine-mediated osteoclastogenesis. The Journal of Bone and Mineral Research. 17 (7), 1200-1210 (2002).
  26. Miyamoto, T., et al. Bifurcation of osteoclasts and dendritic cells from common progenitors. Blood. 98 (8), 2544-2554 (2001).

Play Video

Cite This Article
Cen, W., Reinert, S., Avci-Adali, M., Alexander, D., Umrath, F. A Simple Pit Assay Protocol to Visualize and Quantify Osteoclastic Resorption In Vitro. J. Vis. Exp. (184), e64016, doi:10.3791/64016 (2022).

View Video