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Thermographie infrarouge pour la détection des changements dans l’activité du tissu adipeux brun

Published: September 28, 2022 doi: 10.3791/64463
Automatic Translation
1, 1, 2, 2,3, 2,3
1MKP Ltd., 2Croatian Institute for Brain Research, University of Zagreb, School of Medicine, 3Department of Physiology, University of Zagreb, School of Medicine

Summary

Nous présentons ici un protocole de mesure de l’activité du tissu adipeux brun après un repas chez l’homme et les animaux de laboratoire.

Abstract

La mesure de l’activité du tissu adipeux brun (MTD) par tomographie par émission de positrons par tomodensitométrie (TEP-TDM) via l’accumulation de 18F-fluorodésoxyglucose (FDG) après un repas ou chez les patients obèses ou diabétiques échoue comme méthode de choix. La raison principale est que le 18F-FDG est en concurrence avec la concentration plasmatique postprandiale élevée de glucose pour le même transporteur de glucose sur la membrane des cellules BAT. En outre, la MTD utilise également des acides gras comme source d’énergie, ce qui n’est pas visible avec la TEP-TDM et pourrait être modifiée avec la concentration de glucose chez les patients obèses et diabétiques. Par conséquent, pour estimer l’importance physiologique des MTD chez les animaux et les humains, une nouvelle méthode de thermographie infrarouge utilisée dans des publications récentes est appliquée.

Après le jeûne d’une nuit, l’activité des MTD a été mesurée par thermographie infrarouge avant et après un repas chez des volontaires humains et des souris femelles de type sauvage. Le logiciel de la caméra calcule la température de l’objet en utilisant la distance de l’objet, l’émissivité de la peau, la température ambiante réfléchie, la température de l’air et l’humidité relative. Chez la souris, la zone rasée au-dessus de la MTD était une région d’intérêt pour laquelle les températures moyennes et maximales étaient mesurées. La phase du cycle œstral chez les souris femelles a été déterminée après une expérience par frottis vaginaux colorés avec une solution de coloration au violet de crésyl (0,1%). Chez des volontaires sains, deux zones cutanées du cou ont été sélectionnées : la zone supraclaviculaire (au-dessus de la clavicule, où les cellules MTD sont présentes) et la zone interclaviculaire (entre les clavicules, où aucun tissu MTD n’a été détecté). L’activité MTD est déterminée par la soustraction de ces deux valeurs. En outre, les températures moyennes et maximales des zones cutanées ont pu être déterminées chez les animaux et les humains participants.

Il a été démontré que les changements dans l’activité des MTD après un repas mesurés par thermographie infrarouge, une méthode non invasive et plus sensible, dépendaient du sexe, de l’âge et de la phase du cycle œstral chez les animaux de laboratoire. Dans le cadre de la thermogenèse induite par l’alimentation, il a également été prouvé que l’activation de la MTD chez l’homme dépendait du sexe, de l’âge et de l’indice de masse corporelle. La détermination plus approfondie des changements physiopathologiques de l’activité des MTD après un repas sera d’une grande importance pour les participants présentant des concentrations plasmatiques élevées de glucose (obésité et diabète sucré de type 2), ainsi que chez différents animaux de laboratoire (souris knock-out). Cette méthode est également un outil variable pour déterminer les médicaments activateurs possibles qui pourraient rajeunir l’activité des MTD.

Introduction

Le tissu adipeux brun (MTD), contrairement au tissu adipeux blanc (WAT), ne stocke pas mais dépense plutôt de l’énergie. Lors de la stimulation sympathique, la MTD utilise des acides gras et du glucose et produit de la chaleur par l’activation de la protéine de découplage 1 (UCP1). La fonction de UCP1 est d’utiliser un gradient H + entre deux membranes mitochondriales pour produire de la chaleur au lieu de l’ATP. La fonction de la MTD est d’augmenter la production de chaleur par temps froid, ce qui entraîne une augmentation de la dépense énergétique1. Après une exposition au froid, les entrées sensorielles de la peau inhibent les neurones sensibles à la chaleur dans le noyau préoptique médian (MnPO) de la zone préoptique hypothalamique (POA), ce qui diminue l’effet inhibiteur des neurones POA sur le raphé pallidus rostral (rRPa). L’activation des neurones rRPa augmente l’activité sympathique, qui est suivie d’une augmentation de l’activitéMTD2,3. L’activation de la MTD induite par le froid améliore la sensibilité à l’insuline chez les humains4, et cette activité est diminuée chez les humains ayant un indice de masse corporelle (IMC) et un âge accru de 1,5,6,7.

Outre son rôle dans la thermogenèse induite par le froid, après un repas, l’absorption de glucose dans la MTD augmente dans la population masculine maigre, contribuant à la thermogenèse induite par l’alimentation (DIT), qui est plus élevée chez les sujets masculins positifs aux MTD 8,9. La technique de pointe utilisée pour mesurer l’activité des MTD est la tomographie par émission de positrons par tomodensitométrie, connue sous le nom de TEP-CT. Cette méthode détermine l’activité MTD en mesurant l’accumulation du fluorodésoxyglucose radiotraceur (18F-FDG). Cependant, la TEP-TDM n’est pas la méthode de choix pour détecter l’activation de la MTD après un repas. L’une des raisons est que, après un repas, le 18F-FDG entre en compétition avec l’hyperglycémie postprandiale pour le même transporteur de glucose, ce qui le rend inapproprié pour déterminer l’activation de la MTD après un repas, en particulier lorsque l’on compare l’activité des MTD chez les participants sains et diabétiques avec des différences possibles dans les concentrations de glucose dans le sang. De plus, la MTD utilise des acides gras comme source d’énergie pour la production de chaleur, ce qui n’est pas visible avec la TEP-TDM. 18 L’accumulation de F-FDG dans les MTD après un repas est à peine visible10 et est donc interprétée comme un résultat négatif dans la plupart des cas. Sans surprise, récemment, il a été suggéré que l’activation de la MTD est plus prononcée dans la population humaine que nous ne le pensions auparavant; par conséquent, une nouvelle approche pour détecter l’activité des MTD et leur implication dans les troubles métaboliques est nécessaire7. Une tentative de résoudre ce problème consiste à mesurer le volume de MTD avec imagerie par résonance magnétique (IRM) chez les patients prédiabétiques et les patients atteints de diabète sucré de type 2 (DT2) avec résistance à l’insuline11. Cependant, le volume de MTD mesuré par IRM n’est pas un indicateur suffisant pour estimer la fonction quotidienne et l’utilisation du glucose et des acides gras par les MTD. Par conséquent, pour estimer les différences réelles dans l’activité des MTD chez les patients en bonne santé par rapport aux patients atteints de DT2, une nouvelle approche est nécessaire qui offre la possibilité de découvrir le mécanisme pathologique du dysfonctionnement de la MTD chez les patients atteints de DT2.

Pour déterminer l’activation de la MTD, nous avons effectué des mesures de la production de chaleur BAT avant et après un repas à l’aide de la thermographie infrarouge (IR) (Figure 1)12,13. L’établissement de la thermographie IR comme méthode de choix pour mesurer l’activité des MTD après un repas chez les personnes en bonne santé et obèses ou les patients atteints de diabète sucré aura un impact énorme sur le terrain. À ce jour, la thermographie IR est utilisée pour déterminer l’activation induite par le froid de BAT13,14,15. Dans l’histoire humaine récente, l’activité des MTD induite par le froid n’est plus très prononcée (en raison d’un réchauffement adéquat des habitats, de vêtements appropriés), tandis que l’activation des MTD après un repas se produit tous les jours. De plus, la régulation physiologique de ces deux fonctions MTD via l’hypothalamus est complètement différente. Après un repas, l’activation des neurones exprimant la proopiomélanocortine (POMC) dans le noyau arqué hypothalamique (ARC) entraîne une augmentation de l’activité du nerf sympathique via rRPa16. L’activation des MTD induite par le froid mesurée par thermographie IR ou TEP-TDM est inappropriée lorsqu’elle est utilisée comme mesure de l’activité quotidienne des MTD. L’augmentation de l’activité des MTD après un repas est suivie d’une utilisation du glucose, ce qui est finalement important pour maintenir l’homéostasie du glucose, la sensibilité à l’insuline et la régulation quotidienne de la concentration de glucose. L’activation postprandiale de la MTD entraîne une augmentation de la consommation de glucose postprandiale, suivie d’une augmentation de la production de chaleur et de la température corporelle (DIT). Il a été démontré qu’il s’agissait du sexe, de l’âge et de l’IMC12. Des différences similaires entre les sexes dans l’activation de la MTD après un repas sont observées chez les souris de laboratoire mâles et femelles17. Ces résultats correspondent aux différences entre les sexes récemment découvertes dans la régulation de la MTD par Burke et al., qui ont montré que la régulation hypothalamique du brunissement de la MTD via une sous-population de neurones POMC diffère chez les souris mâles et femelles18. L’activation postprandiale de la MTD est plus faible chez les femmes, les populations âgées et les personnes obèses. L’absence d’activation de la MTD après un repas (diminution de l’utilisation du glucose) pourrait entraîner une prévalence plus élevée d’altération de la tolérance au glucose chez les femmes 19,20,21,22. Malheureusement, la majorité des études sur l’activation des MTD n’ont été réalisées que sur des hommes. En activant la MTD après un repas, l’absorption du glucose augmente dans la population masculine maigre. Il n’est pas surprenant que, après l’activation de la MTD, le DIT soit plus élevé chez les sujets masculins positifsaux MTD 8,9. De plus, la transplantation de MTD chez les souris mâles améliore la tolérance au glucose, augmente la sensibilité à l’insuline et diminue le poids corporel et la masse grasse23.

La TEP-TDM échoue comme méthode de choix pour mesurer l’activité des MTD, en particulier après un repas. Par conséquent, une méthode non invasive et plus sensible a été développée. La thermographie IR permet d’estimer l’activité des MTD chez différents animaux de laboratoire (souris knock-out), ainsi que chez les participants humains, indépendamment du sexe, de l’âge ou des effets de différentes conditions pathologiques sur l’activité des MTD. Un avantage supplémentaire de cette méthode est sa simplicité pour les participants et les animaux de laboratoire, ce qui nous permet d’estimer les avantages potentiels de la thérapie de rappel par MTD. Les études récentes utilisant la thermographie IR pour déterminer le comportement physiologique des MTD après une exposition au froid ou un repas sont décrites dans la publication récente de Brasil et al.24.

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Protocol

Toutes les procédures expérimentales sur des animaux de laboratoire ont été approuvées par le Comité national d’éthique et le ministère de l’Agriculture (EP 185/2018). Les expériences ont été menées conformément au Codex éthique de la Société croate pour la science des animaux de laboratoire et aux directives ARRIVE. Toutes les procédures effectuées dans les études impliquant des participants humains étaient conformes à la Déclaration d’Helsinki et approuvées par le Comité d’éthique de l’École de médecine de l’Université de Zagreb (UP/I-322-01/18-01/56). Dans cette étude, nous présentons les résultats de trois participantes (IMC : 29 kg/m 2 ± 5 kg/m2). Le consentement éclairé a été obtenu de tous les volontaires humains pour leur participation à l’étude et pour la présentation des données.

1. Mesurer l’activation du tissu adipeux brun après un repas chez l’homme

NOTA: Effectuer les expériences pendant l’été, lorsque la température quotidienne n’est pas inférieure à 22 °C, afin de maintenir l’activité basale des MTD aussi faible que possible.

  1. Choisissez soigneusement les participants témoins en bonne santé (si l’activité des MTD doit être estimée dans des conditions pathologiques), car l’activité des MTD dépend du sexe, de l’âge, de l’IMC et même de la phase du cycle œstral.
    1. Pour estimer la phase du cycle menstruel des participantes, posez-leur des questions sur la durée moyenne de leur cycle menstruel et la date du premier jour de leur dernière menstruation. N’oubliez pas de marquer la date des expériences.
      REMARQUE : La sélection appropriée des sujets témoins appariés est la partie la plus difficile des études cliniques, car les témoins sains et les participants présentant des conditions pathologiques doivent être aussi similaires que possible et ne différer que par la maladie étudiée.
  2. Demandez aux participants de bien se reposer, de ne pas prendre de petit-déjeuner (jeûne - pas d’apport calorique), de se rassembler le matin pour les expériences et de se reposer pendant au moins 30 minutes pour éviter une éventuelle activation de la MTD pendant l’activité musculaire via une activation sympathique.
  3. Demandez aux participants d’enlever leurs vêtements supérieurs 15 minutes avant les mesures afin d’éviter les effets possibles du réchauffement de la surface de la peau (effets thermiques des vêtements) tout en déterminant l’activité de base des MTD. Effectuer des mesures à température ambiante appropriée (22-27 °C).
  4. Effectuer des mesures infrarouges.
    1. Pendant que les participants se reposent, montez la caméra thermique (type de détecteur : microbolomètre non refroidi ; pas du détecteur : 17 μm ; gamme spectrale de la caméra : 7,5-14,0 μm ; sensibilité thermique : 20 mK à 30 °C ; lentilles : 36 mm ; résolution : 1024 pixels x 768 pixels ; champ de vision instantané [IFOV] : 0,47 mRad) sur le trépied et positionnez-le à 1 m de l’endroit où le participant sera assis.
      REMARQUE: Si les mesures sont effectuées par temps froid (températures de l’air extérieur inférieures à 15 ° C à 50% d’humidité), placez l’appareil photo à température ambiante et allumez-le pendant au moins 1 heure avant d’effectuer les mesures. Les instruments froids peuvent donner des résultats différents après l’échauffement à température ambiante en raison de l’auto-étalonnage.
    2. Connectez la caméra thermique à un ordinateur et à un logiciel selon les instructions du fabricant. Enregistrer le papier d’aluminium (feuille d’aluminium froissée puis étirée) à une distance focale de 1 m pour déterminer la température réfléchie de la pièce, présentée sous forme de température mesurée. Dans le logiciel de l’appareil photo, entrez la distance de 0 m et l’émissivité de 1.
      NOTE: La température apparente réfléchie est un paramètre obtenu lorsque l’émissivité de la caméra est réglée sur 1,0 et la distance à 0 m et les mesures sont prises sur du papier d’aluminium froissé puis étiré. La température apparente réfléchie représente une approximation du rayonnement infrarouge incident total émis par l’environnement sur le détecteur.
    3. Juste avant de commencer les mesures, déterminez la température de l’air ambiant et l’humidité de l’air (nécessaire pour une analyse ultérieure). Au lieu de prendre une image thermique, enregistrez un film. À partir du film, choisissez plus tard le meilleur cadre d’image possible pour l’analyse afin de réduire la possibilité de perdre des données précieuses.
    4. Avant de commencer l’enregistrement, définissez les paramètres suivants: la durée de l’enregistrement vidéo à 10-15 s (ou toute autre valeur souhaitée), la fréquence d’images à 5 ips (images par seconde) ou toute autre valeur (entre nos mains, 5 ips est le maximum nécessaire), et un emplacement sur le disque où le film sera enregistré, comme décrit ci-dessous.
      1. Dans le logiciel au-dessus de la fenêtre principale de la caméra, choisissez la troisième icône à partir de la gauche. Dans le menu contextuel, choisissez Modifier les paramètres d’enregistrement, après quoi une nouvelle fenêtre s’ouvrira.
      2. En mode enregistrement, sélectionnez Enregistrer sur le disque et, en dessous, définissez l’enregistrement pour cette durée à l’heure souhaitée. Dans les options d’enregistrement de la même fenêtre, limitez la fréquence d’enregistrement à 5 (Hz) et choisissez l’emplacement où les enregistrements seront enregistrés.
      3. Pour définir la fréquence d’images, fermez la fenêtre existante, ouvrez Modifier dans le menu principal et sélectionnez Préférences. Dans la partie droite de la fenêtre ouverte, entrez 5 dans Target Frame Rate (Fréquence d’images cible). Dans la même fenêtre ci-dessous, sélectionnez Raccourci/Démarrage à distance peut arrêter l’enregistrement et, dans le menu déroulant, sélectionnez En mode Démarrage/Arrêt.
        REMARQUE: Essayez de faire les films les plus courts possibles avec la fréquence d’images la plus faible possible car cela consomme de la mémoire. À ces réglages, un enregistrement aura environ 100 Mo.
  5. Placez le participant de manière à ce que la zone supraclaviculaire du cou, au-dessus de la clavicule où se trouve la MTD (Figure 1), soit à une distance focale de 1 m et enregistrez un court métrage (10-15 s) à une fréquence d’images de 5 ips en appuyant sur la touche F5 . L’enregistrement s’arrêtera à l’heure indiquée.
  6. Dans la salle au moment des mesures, assurez-vous que seuls le participant et la personne qui effectue les mesures sont présents. Évitez les mouvements d’air ou les courants d’air (p. ex., ceux de la climatisation). Assurez-vous que les participants sont loin du courant d’air froid, de la lumière du soleil (directe ou indirecte) ou de toute source de chaleur comme les ampoules.
  7. Si cela convient, mesurer les concentrations de glucose dans le sang capillaire du bout des doigts avec un glucomètre standard et la température corporelle à l’aide d’un thermomètre axillaire.
  8. Assurez-vous que tous les participants mangent le même repas. Faites attention aux restrictions alimentaires et aux exigences des sujets testés (par exemple, le repas pour les patients diabétiques). Tous les participants, y compris les personnes témoins (en bonne santé) et les participants atteints de troubles métaboliques, devraient manger le même repas.
    REMARQUE: Pour plus de détails sur les repas que les patients diabétiques peuvent consommer, contactez un endocrinologue local ou discutez-en avec les participants souffrant de diabète sucré.
  9. Au moment souhaité après un repas, effectuez le nouvel enregistrement en appuyant sur F5 en utilisant les mêmes valeurs de réglage. Ne répétez pas le protocole défini pour les enregistrements. Répétez les mesures à 30 min, 1 h, 2 h et 3 h après un repas12. Pour votre plan d’étude spécifique, le temps après un repas peut être plus court ou plus long, mais nous recommandons au moins les trois premiers points de temps.
    NOTE: La limite du nombre de participants est de quatre à six, même si les mesures sont effectuées rapidement. Avec un plus grand nombre de participants, le délai pour certains sera trop long.

2. Mesure de l’activation du tissu adipeux brun après un repas chez des animaux de laboratoire

REMARQUE : Étant donné que les animaux sont logés dans une animalerie à température ambiante réglementée et dont le cycle jour/nuit est de 12 h/12 h, les expériences peuvent être effectuées en toute saison. La température ambiante pendant les expériences doit être comprise entre 22 °C et 27 °C. Dans cette étude, six femelles chez des diéstrus et six mâles de type sauvage (WT) C57Bl/6NCrl ont été examinées.

  1. Anesthésiez les animaux conformément aux directives éthiques de l’établissement. Dans cette étude, l’anesthésie a été réalisée en utilisant des injections intraveineuses de kétamine/xylazine (80-100 mg/kg et 6-8 mg/kg, respectivement). Appliquez du gel pour les yeux sur les deux yeux pour éviter le dessèchement de la cornée pendant l’anesthésie. Raser les régions interscapulaires des animaux d’essai un jour avant les expériences (la région de la peau entre les omoplates) à l’aide d’une tondeuse pour petits animaux.
  2. La veille des expériences, déterminez également la phase du cycle œstral chez les animaux femelles.
    REMARQUE: La phase du cycle œstral est déterminée par des frottis vaginaux.
    1. Trempez un coton-tige dans une solution saline stérile à température ambiante (0,9% NaCl) et insérez-le dans le vagin. Grattez doucement la paroi vaginale avec l’écouvillon, étalez les cellules attachées sur une lame de verre et laissez-la sécher à l’air.
    2. Remettez les animaux dans leurs cages. Colorer les cellules avec 500 μL d’acétate de violet de crésyle à 0,1% pendant 1 min, après quoi rincez-les 3 fois à l’eau.
    3. Visualisez les cellules sous un microscope optique avec un grossissement de 100x et un éclairage en fond clair. Déterminer la phase du cycle œstral en fonction du nombre de leucocytes et de cellules épithéliales nucléées et cornifiées observées dans le frottis25.
  3. Enlevez la nourriture des animaux la veille des expériences (jeûne pendant la nuit) avec de l’eau ad libitum. La meilleure façon est de transférer les animaux dans de nouvelles cages propres pour éviter d’éventuels restes de nourriture dans les cages.
  4. Le matin de la journée expérimentale, préparez la caméra thermique et les paramètres d’enregistrement comme fait pour tester les participants humains.
  5. Ne pas déranger ou causer de stress aux animaux avant d’effectuer des mesures IR. Placez soigneusement l’animal dans une cage propre (assurez-vous qu’il n’y a pas d’effets de l’odeur des autres animaux sur le système sympathique de l’animal). Placez la cage sous la caméra thermique à une distance focale de 1 m. Enregistrez un film en appuyant sur F5.
  6. Pesez le granulé alimentaire avant de le donner à chaque animal afin que l’apport alimentaire puisse être calculé. Laissez l’animal manger pendant 30 minutes dans sa cage et pesez à nouveau le granulé de nourriture après le repas. Dans cette étude, les femelles ont mangé 0,038 ± 0,004 g de nourriture / poids corporel.
    REMARQUE: Si vous décidez de mesurer les concentrations de glucose dans le sang, effectuez les mesures avant un repas, mais après les mesures IR pour vous assurer que cela n’entraînera pas l’activation de la MTD par le système sympathique.
  7. Répétez les mesures IR au moment souhaité après le début d’un repas (habituellement 30 min, 1 h et 2 h après un repas)17,26.
  8. Une fois toutes les expériences terminées, testez à nouveau la phase du cycle œstral chez les femelles comme décrit ci-dessus (les femelles peuvent quitter la phase souhaitée du cycle œstral plus tôt que prévu).

3. Analyse des enregistrements thermiques

REMARQUE: Le logiciel de caméra thermique calcule la température de l’objet à l’aide de cinq variables.

  1. Définissez les variables suivantes dans le logiciel avant l’analyse: émissivité de la peau, e = 0,9815,27, température ambiante réfléchie (calculée à partir de l’image de papier d’aluminium), température de l’air, humidité relative, distance à l’objet = 1 m. Effectuez l’analyse à l’aide du logiciel avec ces valeurs.
    REMARQUE: La palette de couleurs préférée est arc-en-ciel car elle utilise plus de teintes, ce qui permet une détection plus facile de BAT au-dessus de la clavicule.
  2. Pour chaque film, entrez les variables répertoriées dans le logiciel de l’appareil photo sur le côté droit de la fenêtre principale. Sélectionnez l’image appropriée dans le film en déplaçant la tête de lecture en bas de l’écran ou en appuyant sur le bouton Pause .
  3. Sélectionnez la région d’intérêt (ROI) en choisissant la forme souhaitée de la zone sur le côté gauche de la fenêtre principale. Choisissez la forme qui correspond le mieux à la zone de peau au-dessus ou entre les clavicules.
  4. Lorsque le retour sur investissement est choisi, les températures minimale, maximale et moyenne du retour sur investissement sont affichées sur le côté droit. Dans l’image, le triangle rouge représente le point de température maximale enregistrée et le triangle bleu représente la température minimale enregistrée. Répétez cette étape pour plusieurs images afin de vous assurer que la température mesurée est stable pendant quelques secondes de l’enregistrement.
  5. Soustrayez les températures maximales de la zone cutanée au-dessus des MTD avant un repas des températures maximales après un repas afin de déterminer l’augmentation de l’activité postprandiale des MTD chez les animaux de laboratoire.

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Representative Results

Le moyen le plus simple de déterminer l’activité des MTD consiste à soustraire la température maximale de la peau au-dessus de la MTD avant et après un repas chez des sujets humains. Une meilleure façon de calculer l’activité des MTD consiste à sélectionner deux régions d’intérêt : la zone cutanée au-dessus de la MTD, qui est située dans la zone supraclaviculaire, et la zone interclaviculaire de la peau où aucun tissu MTD n’est trouvé chez l’homme, désignée comme zone de référence (selon la TEP-CT; Graphique 1). L’activité des MTD est alors facilement déterminée par la soustraction de ces deux températures. Comme le montre la figure 1, l’activité des MTD a été déterminée à 1,8 °C. Pour déterminer l’activation de la MTD après l’alimentation, celle-ci a été répétée à des moments désignés après un repas12. Dans cette étude, nous avons effectué des expériences avec trois participantes. Des résultats similaires ont été obtenus chez le participant 1 et le participant 2 avec des IMC de 23 kg/m 2 et 34 kg/m2, respectivement. Le participant 3 avait l’IMC le plus faible (18 kg/m2) et la plus forte augmentation de l’activité des MTD après un repas (figure 1B, à gauche). La température maximale sur la zone supraclaviculaire de la peau n’est pas une bonne représentation de l’activité des MTD puisqu’il n’y a pas de diminution de la température cutanée même 3 heures après un repas (Figure 1B, à droite). En raison des différences d’activité des MTD au sein de la population humaine, l’analyse des résultats doit être effectuée individuellement et/ou le choix du participant à l’étude doit être fait très soigneusement. Il n’y a pas une telle différence dans l’activité des MTD chez les animaux de laboratoire puisqu’elles sont étroitement liées.

Le premier avantage de cette méthode par rapport à l’utilisation de la TEP-TDM (18F-FDG) est qu’elle mesure l’activité des MTD quelle que soit la source de chaleur. Pour cette raison, la thermographie IR est beaucoup plus sensible et représente plus fidèlement l’activité des MTD dans différentes conditions physiologiques ou physiopathologiques. Cette méthode peut être utilisée pour déterminer les conditions physiologiques qui entraînent des changements dans l’activité des MTD, telles que l’âge, le sexe ou la phase du cycle œstral. Chez l’homme, un avantage supplémentaire est la capacité de déterminer les changements physiopathologiques de l’activité des MTD dans les maladies métaboliques comme l’obésité et le diabète sucré de type 2. Un avantage particulier pourrait être observé en comparant l’activité MTD des personnes ayant une concentration élevée de glucose dans le sang à des témoins sains puisque, dans la TEP-TDM, le glucose radioactif entre en compétition avec les mêmes transporteurs de glucose que le glucose dans le corps, conduisant à des résultats faussement négatifs ou à des fausses représentations de l’activité des MTD.

Une préoccupation possible concerne les différences d’épaisseur de la peau, en particulier du tissu adipeux blanc sous-cutané, qui peuvent modifier la température de la peau au-dessus de la MTD chez différents sujets28. Ce problème peut être évité en comparant l’activation de la MTD avant et après un repas. Habituellement, l’activité et l’importance du suivi pour différentes conditions physiopathologiques sont déterminées par l’activation de la MTD après une exposition au froid. Cependant, ce type d’activation des MTD est saisonnier et, chez l’homme (par rapport aux animaux en milieu sauvage), peu important. Pour déterminer les effets de l’activité des MTD sur la vie quotidienne, ainsi que l’homéostasie du glucose, l’activation de la MTD après un repas suivie de l’utilisation du glucose et des acides gras est la bonne façon.

Une attention particulière doit être accordée aux mesures effectuées dans un environnement chaud ou trop tôt après l’activité musculaire. L’activité musculaire augmente la température corporelle, ce qui entraîne une vasodilatation de la peau (Figure 2). Lorsqu’il n’y a pas de zone cutanée plus chaude visible au-dessus de la MTD par rapport aux zones cutanées environnantes, exclure les enregistrements de l’étude.

L’activité des MTD chez les animaux de laboratoire est déterminée par la température maximale de la MTD située entre l’omoplate (MTD interscapulaire, MTDi) et la température moyenne de la peau au-dessus de la MTDi. Il est plus facile de mesurer la température moyenne de la peau au-dessus de la MTD chez les animaux de laboratoire puisqu’elle est plus localisée que chez l’homme (figure 3). Dans cette étude, les changements dans l’activité des MTD après un repas ont été mesurés chez les femelles WT chez les diéstrus (âgés de 28,2 ± 0,5 semaine). Comme le montre la figure 3, des changements statistiquement significatifs de l’activité des MTD ont été déterminés 30 minutes après un repas, mais seulement lorsque la température maximale a été mesurée (p < 0,05). Lorsque l’activité des MTD a été présentée sous forme de changements dans les températures moyennes, le changement n’était pas significatif (p = 0,066). Par conséquent, la présentation de l’activité de la MTD via des changements de la température maximale de la zone de la peau interscapulaire est une meilleure façon de présenter les résultats. Ce changement dans l’activité des MTD était positivement corrélé avec la quantité d’aliments ingérés (r = 0,65).

Les principales préoccupations des deux groupes de sujets sont les différences biologiques dans l’activation des MTD chez les animaux mâles et femelles et jeunes et âgés, ainsi que les différences d’activité des MTD au cours du cycle œstral17. Une attention particulière doit être accordée au temps écoulé depuis le dernier repas, qui sera difficile à estimer si le protocole ci-dessus n’est pas suivi. Effectuer des expériences à la même heure le matin n’est pas assez précis17.

Une autre préoccupation lors de la mesure de l’activité des MTD est d’éviter autant que possible le stress chez les animaux. Toute perturbation augmentera l’activité sympathique et, par conséquent, l’activité MTD16. De plus, la plupart des erreurs impliquant des enregistrements de température peuvent apparaître si la zone interscapulaire des souris n’est pas rasée correctement, ce qui peut conduire à mesurer la mauvaise zone de la peau.

Figure 1
Figure 1 : Thermographie infrarouge. (A) Deux zones de peau sont sélectionnées: l’une au-dessus du tissu adipeux brun (MTD; zone supraclaviculaire) et la seconde dans la zone interclaviculaire (aucun tissu MTD présent sous la peau de ce point de référence aréolaire). L’emplacement de la MTD est présenté comme la zone la plus chaude au-dessus de la clavicule. La représentation schématique de l’emplacement de la MTD dans le cou selon la TEP-TDM est présentée dans la figure de gauche. Les températures sont des températures maximales mesurées dans les zones de peau encerclées. La barre représente 5 cm. (B) Les différences entre les températures maximales dans les deux zones de la peau sont présentées pour chaque participant, montrant l’augmentation de l’activité MTD 2 h après un repas (à gauche). L’activité des MTD ne peut pas être présentée par les températures maximales de la peau au-dessus de la MTD (à droite). Les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± d’erreur-type de la moyenne. * p < 0,05 par rapport à la valeur de départ (ANOVA appariée). Abréviation : SC = suprascapulaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2: Les conditions dans lesquelles l’activité des MTD ne peut pas être mesurée. La figure représente les conditions dans lesquelles il n’est pas possible de déterminer l’activité des MTD en raison d’une vasodilatation accrue des vaisseaux sanguins cutanés. La barre représente 5 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Tissu adipeux brun chez des souris de laboratoire. (A,B) Le tissu adipeux brun interscapulaire (MTD) est activé après une exposition au froid et seulement alors montré comme une accumulation de 18F-FDG par la TEP-CT. L’activité de la MTD pouvait être vue avec une caméra thermique sans exposition au froid. (C) L’emplacement de la MTD dans le balayage thermique correspond à la MTD présentée dans l’image TEP-CT par une flèche. La zone rasée est plus grande que la MTD pour pouvoir voir tous les changements de température (l’emplacement du Tmax n’a pas pu être parfaitement prédit, et dans certaines études, la température moyenne peut être mesurée). La barre représente 1 cm. (D) Les températures maximales et moyennes mesurées de la peau au-dessus de la MTD pour six souris femelles chez diestrus sont présentées. Les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± d’erreur-type de la moyenne. * p < 0,05 par rapport à la valeur de départ (ANOVA appariée). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Des études récentes présentent des preuves croissantes concernant la régulation physiologique et l’importance de l’activité des MTD chez les humains et les animaux adultes dans le développement de l’obésité et du diabète sucré. En outre, l’activation possible des MTD par des activateurs exogènes devient une cible pour les sociétés pharmaceutiques. Pour pouvoir estimer la régulation physiologique et l’importance physiopathologique des MTD dans les maladies très lourdes, ainsi que découvrir une approche thérapeutique potentielle, la thermographie infrarouge devient la méthode de choix. Même si la technologie IR est en train de devenir une nouvelle méthode de choix pour mesurer l’activité MTD 12,13,14,15,17, une attention particulière devrait être accordée non pas à la méthode appliquée elle-même, mais aux attributs physiologiques de l’activation des MTD. Il faut accorder une attention particulière au sexe, à l’âge, à la phase du cycle œstral, à l’état alimentaire et au stress possible chez les participants humains et les animaux de laboratoire.

Les mesures de l’augmentation de l’activité des MTD après un repas effectué sur des humains et des animaux de laboratoire sont assez similaires12,17. Les étapes critiques de la réalisation de ces mesures comprennent l’évitement du stress et de l’activité musculaire (les animaux ne doivent pas être dérangés avant d’effectuer les mesures). Pour les participantes, les différences fonctionnelles dans l’activité des MTD au cours du cycle œstral (menstruel) doivent être prises en considération. De plus, la peau doit être nue (les animaux doivent être rasés la veille des expériences pour éviter un stress inutile). De plus, il est très important de régler correctement le logiciel de la caméra pour obtenir la meilleure résolution thermique possible. Pour présenter les données sous forme d’images thermiques, le meilleur moyen est de choisir une palette de couleurs appropriée qui convient à l’étude particulière. Si le protocole est suivi correctement, il y a moins de chances de faire des erreurs dans la réalisation de la thermographie IR.

La limite de la méthode est qu’il n’est pas possible, sans une légère préoccupation, de comparer l’activité MTD entre les personnes ayant différentes quantités de graisse sous-cutanée (ou les animaux obèses aux animaux ayant un poids corporel normal). Pour éviter ce problème, le même sujet doit être utilisé comme témoin en mesurant l’activité des MTD avant et après un repas. Le calcul de l’augmentation de l’activité des MTD après un repas éliminera les différences de répartition de la chaleur entre la MTD sous-cutanée et la surface de la peau.

De notre point de vue, le rapport de l’activité des MTD par le biais de changements entre les températures cutanées maximales des deux zones cutanées est, de notre point de vue, un meilleur moyen d’éliminer les différences de taille des MTD et/ou de surface cutanée désignée dans les résultats obtenus par les mesures de température moyenne29.

Comme mentionné précédemment, la méthode de choix pour mesurer l’activité des MTD à ce jour est la TEP-TDM utilisant du glucose radioactif (18F-FDG). Au fil du temps, cette méthode s’est avérée insuffisamment sensible, son utilisation de matières radioactives est préoccupante et elle est très coûteuse. La TEP-TDM est inutile pour déterminer l’activation de la MTD après un repas. 18 L’accumulation de F-FDG dans la MTD après un repas est à peine visible10 et considérée comme un résultat négatif. Récemment, il a été suggéré que l’activation des MTD est plus prononcée dans la population humaine et, par conséquent, est de plus en plus importante dans le développement et la propagation des maladies métaboliques7. Une tentative de résoudre ce problème consiste à mesurer le volume de MTD par IRM chez les prédiabétiques et les patients atteints de DT2 avec résistance à l’insuline11. Cependant, la quantité de MTD ne donne aucune information sur l’activité de la MTD et l’utilisation du glucose et des acides gras, ce qui est important chez les patients diabétiques.

L’établissement de la thermographie IR comme méthode de choix pour mesurer l’activité des MTD, en particulier chez les sujets humains présentant une concentration élevée de glucose dans le sang, aura un impact énorme sur le terrain. La thermographie IR est utilisée pour déterminer l’activation induite par le froid de la MTD 13,14,15 et, récemment, l’activation de la MTD après un repas chez des volontaires sains 12 et des animaux de laboratoire 17. L’activation postprandiale de la MTD est plus faible chez les femelles et les sujets plus âgés, quelle que soit l’espèce. Malheureusement, la majorité des recherches sur l’activation des MTD et les études métaboliques n’ont été effectuées que sur des sujets mâles (animaux de laboratoire mâles ou hommes). Le problème avec cette approche est qu’elle ignore l’effet de la phase du cycle œstral sur l’activité MTD30.

Enfin, la thermographie IR permettra d’étudier l’importance physiologique et physiopathologique des MTD dans différentes populations humaines, en particulier chez les femmes préménopausées et postménopausées, pour lesquelles des études font défaut.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Cette étude a été financée par la subvention de recherche de la Fondation croate des sciences (IP-2018-01- 7416).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.1% cresyl violet acetate  Commonly used chemical
Device for measuring air temperature and humidity Kesterl Kestrel 4200 Certificat of conformity
External data storage Hard Drive with at least 1 TB
Glass microscopic slides Commonly used
Small cotton tip swab  Urethral swabs
Software for analysis FLIR Systems, Wilsonville, OR, USA FLIR Tools
Software for meassurements FLIR Systems, Wilsonville, OR, USA ResearchIR software FLIR ResearchIR Max, version 4.40.12.38 (64-bit)
Thermac Camera FLIR Systems, Wilsonville, OR, USA FLIR T-1020

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Médecine numéro 187 Thermographie sujets humains et animaux de laboratoire activation postprandiale du tissu adipeux brun tomographie par émission de positrons tomodensitométrie (TEP-TDM)
Thermographie infrarouge pour la détection des changements dans l’activité du tissu adipeux brun
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Kordić, M., Dugandžić, J., Ratko, M., Habek, N., Dugandžić, A. Infrared Thermography for the Detection of Changes in Brown Adipose Tissue Activity. J. Vis. Exp. (187), e64463, doi:10.3791/64463 (2022).

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