Évaluation échographique non invasive de la progression du cancer de l’endomètre dans la délétion dirigée par Pax8 des suppresseurs de tumeurs Arid1a et Pten chez la souris
Summary
Ce protocole décrit une méthode de surveillance de la progression des changements morphologiques au fil du temps dans l’utérus dans un modèle murin inductible de cancer de l’endomètre utilisant l’imagerie par ultrasons avec corrélation avec les changements macroscopiques et histologiques.
Abstract
Les cancers de l’utérus peuvent être étudiés chez la souris en raison de la facilité de manipulation et de manipulation génétique dans ces modèles. Cependant, ces études se limitent souvent à l’évaluation de la pathologie post-mortem chez les animaux euthanasiés à plusieurs moments dans différentes cohortes, ce qui augmente le nombre de souris nécessaires pour une étude. L’imagerie des souris dans les études longitudinales peut suivre la progression de la maladie chez des animaux individuels, réduisant ainsi le nombre de souris nécessaires. Les progrès de la technologie des ultrasons ont permis de détecter des changements au niveau micrométrique dans les tissus. L’échographie a été utilisée pour étudier la maturation des follicules dans les ovaires et la croissance de la xénogreffe, mais n’a pas été appliquée aux changements morphologiques dans l’utérus de la souris. Ce protocole examine la juxtaposition de la pathologie avec des comparaisons d’imagerie in vivo dans un modèle murin de cancer de l’endomètre induit. Les caractéristiques observées par échographie correspondaient au degré de changement observé par la pathologie macroscopique et l’histologie. L’échographie s’est avérée hautement prédictive de la pathologie observée, soutenant l’incorporation de l’échographie dans les études longitudinales des maladies utérines telles que le cancer chez la souris.
Introduction
Les souris restent l’un des modèles animaux les plus importants pour les troubles de la reproduction 1,2,3. Il existe plusieurs modèles génétiquement modifiés ou induits de rongeurs de cancers de l’ovaire et de l’utérus. Ces études reposent généralement sur plusieurs cohortes euthanasiées à différents moments pour saisir les tendances longitudinales des changements morphologiques et pathologiques. Cela empêche la capacité d’acquérir des données continues sur le développement du cancer chez une souris individuelle. De plus, sans connaître l’état de progression de la maladie chez la souris, les études d’intervention sont basées sur des points temporels prédéterminés et des résultats moyens des cohortes précédentes plutôt que sur des seuils individuels pour la détection de la progression chez un animal spécifique 4,5. Par conséquent, des approches d’imagerie qui permettent une évaluation longitudinale chez des animaux vivants sont nécessaires pour faciliter les modèles précliniques permettant de tester de nouveaux médicaments ou composés et accélérer la compréhension de la pathobiologie tout en augmentant la rigueur et la reproductibilité6.
L’imagerie par ultrasons (US) est une méthode intéressante pour la surveillance longitudinale de la progression du cancer de l’utérus chez la souris, car elle est relativement facile et peu coûteuse par rapport aux autres méthodes d’imagerie, est facile à réaliser et peut avoir une résolution remarquable 6,7. Cette modalité non invasive peut capturer des caractéristiques à l’échelle du micron chez des souris éveillées ou avec des souris sous sédation brève à l’aide d’un examen de 5 à 10 minutes. La microscopie à ultrasons a été validée comme méthode pour mesurer le développement du follicule ovarien de souris 8 et la croissance de la néoplasie implantée ou induite 9,10,11. L’échographie à haute fréquence a également été utilisée pour les injections intra-utérines percutanées12 et l’observation des changements utérins chez le rat au cours du cycle œstruel13. Les États-Unis à haute fréquence peuvent être utilisés avec des souris maintenues sur des plates-formes fixes spécialisées à l’aide d’un système de rail pour maintenir le transducteur / sonde afin de capturer des images haute résolution avec une position et une pression normalisées; toutefois, cet équipement n’est pas disponible dans tous les établissements. Les méthodes de balayage de transducteurs portatifs peuvent être adoptées avec moins d’équipement dédié et utilisées à la fois pour le diagnostic clinique et les applications de recherche chez la souris.
La question demeure de savoir si l’imagerie américaine avec des sondes portatives à haute fréquence pourrait être utilisée pour surveiller le développement du cancer de l’utérus sur plusieurs semaines. Semblable aux intestins, l’utérus de rongeur est une structure mince à paroi mince qui est très mobile dans l’abdomen et est contiguë à travers plusieurs profondeurs de tissus, ce qui rend l’imagerie plus difficile qu’avec des organes relativement immobiles tels que les reins. Cette étude visait à établir la corrélation entre les tissus observés par échographie et histopathologie, à définir des points de repère pour localiser l’utérus de souris et à déterminer la faisabilité de l’évaluation longitudinale du cancer de l’endomètre. Cette étude présente des données montrant une correspondance qualitative entre l’apparition de l’utérus imagé par US et l’histopathologie, ainsi que l’imagerie en série de souris sur plusieurs semaines. Ces résultats indiquent que les soins intensifs portatifs peuvent être utilisés pour surveiller le développement du cancer de l’endomètre chez la souris, créant ainsi une opportunité de collecter des données longitudinales individuelles sur des souris pour étudier le cancer de l’utérus sans avoir besoin d’équipement dédié.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce protocole examine l’utilité de l’échographie pour évaluer les changements morphologiques utérins dans la progression de l’adénocarcinome dans l’utérus chez la souris. Dans cette étude, en suivant longitudinalement l’induction du cancer de l’endomètre chez la souris, les détails anatomiques détectés par échographie se sont révélés être des indicateurs de pathologie macroscopique et histologique. Cela ouvre la porte à l’utilisation d’études longitudinales avec un plus petit nombre de so…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous sommes reconnaissants du financement du programme SPORE du cancer de l’ovaire P50CA228991 du NCI, du programme de formation postdoctorale 5T32OD011089 et du Fonds de dotation Richard W. TeLinde de l’Université Johns Hopkins. Le projet a également été financé en partie par les subventions accordées aux établissements privés d’enseignement supérieur par la Société de promotion et d’aide mutuelle pour les écoles privées du Japon.
Materials
| Reagents and Equipment Used for Animal Care | |||
| Rodent Diet (2018, 625 Doxycycline) | Envigio | TD.01306 | Mouse Feed |
| Reagents and Equipment Used for Ultrasound Imaging | |||
| 10 mL injectable 0.9% NaCl | Hospira, Inc | RL-7302 | Isotonic Fluid |
| Absorbent Pad with Plastic Backing | Daigger | EF8313 | Absorbant Pads |
| Anesthesia Induction Chambers | Harvard Apparatus | 75-2029 | Induction Chamber |
| Anesthetic absorber kit with absorber canister, holder, tubing, & adapters | CWE, Inc | 13-20000 | Nose Cone and Tubing |
| Aquasonic Clear Ultrasound Gel (0.25 Liter) | Parker Laboratoies | 08-03 | Ultrasound Gel |
| BD Plastipak 3 mL Syringe | BD Biosciences | 309657 | Syringe |
| F/Air Scavenger Charcoal Canister | OMNICON | 80120 | Scavenging System for Anesthesia |
| Isoflurane, USP | Vet One | 502017 | Anesthesia Agent |
| M1050 Non-Rebreathing Mobile Anesthesia Machine | Scivena Scientific | M1050 | Anestheic Vaporizer |
| MX550S, 25-55 MHz Transducer, 15mm, Linear | VisualSonics | MX550S | Ultrasound Transducer (Probe) |
| Nair Hair Aloe & Lanolin Hair Removal Lotion – 9.0 oz | Nair | Depilliating Cream | |
| Philips Norelco Multigroomer All-in-One Trimmer Series 7000 | Philips North America | MG7750 | Clippers |
| PrecisionGlide 25 G 1" Needle | BD Biosciences | 305125 | Needle |
| Puralube Ophthalmic Ointment | Dechra | 17033-211-38 | Lubricating Eye Drops |
| Vevo 3100 Imaging System | VisualSonics | Vevo 3100 | Ultrasound Machine |
| Vevo LAB 5.6.1 | VisualSonics | Vevo LAB 5.6.1 | Ultrasound Analysis Software |
| Vinyl Heating Pad with cover, 12 x 15" | Sunbeam | 731-500-000R | Heating Pad |
| Wd Elements 2TB Basic Storage | Western Digital Elements | WDBU6Y0020BBK-WESN | Data Storage |
| Reagents and Equipment Used for Immunohistochemistry | |||
| 10% w/v Formalin | Fischer Scientific | SF98-4 | Tissue Fixation Buffer |
| Animal-Free Blocker and Diluent, R.T.U. | Vector Laboratories Inc. | SP5035 | Antibody Blocker |
| Charged Super Frost Plus Glass Slides | VWR | 4831-703 | Tissue Mounting Slides |
| Citrate Buffer | MilliporeSigma | C9999-1000ML | Epitope Retrival Buffer (pTEN) |
| Cytoseal – 60 | Thermo Scientific | 8310-4 | Resin for Slide Sealing |
| Gold Seal Cover Glass | Thermo Scientific | 3322 | Coverslide |
| Harris Modified Hematoxylin | MilliporeSigma | HHS32-1L | Counterstain Buffer |
| Hybridization Incubator (Dual Chamber) | Fischer Scientific | 13-247-30Q | Oven to Melt Parraffin |
| ImmPACT DAB Substrate, Peroxidase (HRP) | Vector Laboratories Inc. | SK-4105 | Signal Development Substrate |
| ImmPRESS HRP Goat Anti-Rabbit IgG Polymer Detection Kit, Peroxidase | Vector Laboratories Inc. | MP-7451 | Secondary IHC Antibody |
| Oster 5712 Digital Food Steamer | Oster | 5712 | Vegetable Steamer for Epitope Retrival |
| rabbit mAB anti-ARID1a | abcam | ab182560 | Primary IHC Antibody (1:1,000) |
| rabbit mAB anti-PTEN | Cell Signaling | 9559 | Primary IHC Antibody (1:100) |
| Scotts Tap Water Substitute | MilliporeSigma | S5134-100ML | "Blueing" Buffer |
| Tissue Path IV Cassette | Fischer Scientific | 22272416 | Tissue Fixation Cassette |
| Trilogy Buffer | Cell Marque | 920P-10 | Epitope Retrival Buffer (ARID1a) |
References
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