Summary
Viene fornito un protocollo generale per la dissociazione meccanica enzimatica e semiautomatica combinata dei tessuti per generare sospensioni a singola cellula per analisi a valle, come la citometria a flusso. Sono incluse le istruzioni per la fabbricazione, l'assemblaggio e il funzionamento del dispositivo meccanico a basso costo sviluppato per questo protocollo.
Abstract
Essere in grado di isolare e preparare singole cellule per l'analisi di campioni di tessuto è diventato rapidamente cruciale per le nuove scoperte e ricerche biomediche. I protocolli manuali per gli isolamenti a singola cellula sono molto dispendiosi in termini di tempo e soggetti a variabilità dell'utente. I protocolli meccanici automatizzati sono in grado di ridurre i tempi di elaborazione e la variabilità dei campioni, ma non sono facilmente accessibili o convenienti in contesti di ricerca con risorse ridotte. Il dispositivo qui descritto è stato progettato per la dissociazione semiautomatica dei tessuti utilizzando materiali disponibili in commercio come alternativa a basso costo per i laboratori accademici. Sono state fornite le istruzioni per fabbricare, assemblare e utilizzare il design del dispositivo. Il protocollo di dissociazione produce in modo affidabile sospensioni a singola cellula con rese cellulari e vitalità del campione paragonabili alle preparazioni manuali su più tessuti di topo. Il protocollo offre la possibilità di elaborare fino a 12 campioni di tessuto contemporaneamente per dispositivo, rendendo più gestibili gli studi che richiedono campioni di grandi dimensioni. Il software di accompagnamento consente inoltre di personalizzare il protocollo del dispositivo per adattarsi ai diversi tessuti e vincoli sperimentali.
Introduction
L'analisi di singole cellule è diventata rapidamente cruciale per le nuove scoperte biomediche, sia per applicazioni come la citometria a flusso, l'identificazione di diversi tipi di cellule, il sequenziamento di singole cellule o per l'identificazione di variazioni genomiche o trascrittomiche tra le cellule1. L'esecuzione di tali isolamenti cellulari dai tessuti di interesse richiede la triturazione dei tessuti sezionati e la loro spinta attraverso un filtro cellulare fine per filtrare il tessuto connettivo dalle cellule desiderate (Figura 1A). L'isolamento di tipi di cellule aderenti, come le cellule dendritiche o i macrofagi, o di cellule provenienti da tessuti particolarmente fibrosi, richiede ulteriori passaggi di separazione meccanica o enzimatica 2,3,4. Questo processo viene generalmente eseguito manualmente, il che lo rende molto dispendioso in termini di tempo e soggetto a variabilità dell'utente quando si valutano le rese cellulari e la vitalità del campione. Pertanto, è fondamentale introdurre opzioni personalizzabili per la dissociazione automatizzata dei tessuti. Sebbene siano stati fatti alcuni tentativi per progettare tali sistemi, le opzioni esistenti non sono sempre facilmente accessibili, in particolare nei laboratori accademici e in ambienti con risorse ridotte, in gran parte a causa della natura proibitiva dei costi di questi dispositivi5. Inoltre, questi dispositivi non sono sempre personalizzabili in base alle esigenze individuali di un gruppo di ricerca6.
Qui, un dispositivo di dissociazione tissutale è stato progettato per automatizzare la digestione di interi tessuti o pezzi di tessuto in sospensioni unicellulari con l'aiuto di enzimi digestivi e interruzioni meccaniche. Questo dispositivo può essere facilmente assemblato in laboratorio, collocato in camere di riscaldamento o raffreddamento per la regolazione della temperatura, personalizzato per il numero richiesto di tessuti da dissociare e programmato con i protocolli di dissociazione desiderati. L'ampio uso di questo dispositivo potrebbe migliorare significativamente la riproducibilità dei protocolli di estrazione cellulare e fornire un'alternativa che consente di risparmiare tempo alla dissociazione manuale.
Il design consente la digestione simultanea di un massimo di 12 tessuti attraverso un processo automatizzato. Il dispositivo è composto da 12 singoli motori cablati in parallelo e alimentati da una presa a muro standard tramite un adattatore AC/DC con un quadrante di tensione regolabile per controllare la rotazione/velocità dei motori. I motori ruotano un bullone esagonale che si inserisce perfettamente nella parte superiore dei tubi a C. I tubi a C sono tenuti in posizione da una tensione verso il basso su una piastra acrilica che si aggancia su entrambi i lati alla piastra superiore dove sono fissati i motori (Figura 1B). Poiché i motori sono cablati in parallelo, la loro velocità a una data tensione non dovrebbe variare molto, ma il carico (il numero di tubi a C montati sul dispositivo) influenzerà la velocità anche quando la tensione viene mantenuta costante. Per misurare le rotazioni al minuto (giri/min), è stato incorporato un tachimetro che utilizza un sensore ad effetto Hall e un magnete fisso su uno degli alberi motore (Figura 1 supplementare). I file CAD per la costruzione di array di motori sono forniti nel file di codifica supplementare 1. È incluso anche un interruttore programmabile per invertire il senso di rotazione invertendo le cariche positive/negative erogate ai motori. Tutte queste funzionalità sono integrate utilizzando un software codificato (software Arduino IDE, vedi Table of Materials) su un Arduino Nano (Supplementary Coding File 2). Utilizzando i pulsanti collegati e un pannello LCD (Figura supplementare 2), è possibile creare ed eseguire protocolli salvati e personalizzati, invertire automaticamente il senso di rotazione a orari specificati di un protocollo, regolare la velocità utilizzando la tensione (Figura supplementare 3) e visualizzare la velocità corrente del motore e il tempo rimanente per completare un protocollo programmato (Figura supplementare 4).
Per il presente studio, sono state preparate sospensioni a singola cellula utilizzando sia la dissociazione tissutale meccanico-enzimatica con questo dispositivo che la dissociazione tissutale manuale-enzimatica per determinare le differenze, se presenti, nelle cellule recuperate per applicazioni a valle. Le preparazioni cellulari sono state valutate in base alla resa cellulare totale per tessuto e alla percentuale di vitalità cellulare. La citometria a flusso è stata utilizzata per confrontare le differenze di potenziale nell'espressione dei marcatori di superficie. I dati sono stati analizzati utilizzando software di analisi grafica e statistica. I t-test Welch non accoppiati sono stati utilizzati per confrontare coppie di campioni o gruppi, con dimensioni del campione n > 4 topi che rappresentavano 2 esperimenti replicati. Istruzioni dettagliate per la fabbricazione e il montaggio di questo dispositivo sono disponibili nel file supplementare 1. I materiali necessari per questo protocollo sono elencati nella Tabella dei materiali.
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Protocol
Questo protocollo è stato approvato dall'UMD Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Per questi studi sono stati utilizzati tessuti di topi femmina C57BL/6J di età compresa tra 7 e 9 settimane. Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali).
1. Dissociazione manuale
NOTA: Questo passaggio è adattato da Maisel K. et al.7.
- Rimuovere il tessuto sezionato e metterlo in terreno di coltura cellulare freddo con il 5% di siero fetale bovino (FBS).
- Tritare il tessuto usando forbici da dissezione affilate fino a quando i frammenti non sono più piccoli di 1 mm in qualsiasi dimensione.
- Trasferire il tessuto tritato in una provetta conica da 15 mL e aggiungere 5 mL di terreno.
- Aggiungere enzimi di digestione in base ai tipi di tessuto e cellule da isolare. Per gli esperimenti presentati, utilizzare la collagenasi 4 (1 mg/ml), la collagenasi D (1 mg/ml) e la DNasi (40 μg/ml).
- Incubare su agitatore o bilanciere per 1 ora a 37 °C agitando delicatamente per tutta la durata dell'incubazione. Pipettare il campione su e giù 100 volte.
- Aggiungere EDTA per ottenere un volume di campione con una concentrazione di 5 mM. Pipettare il campione su e giù 100 volte, quindi pipettare vigorosamente il campione su e giù 100 volte.
- Passare il campione attraverso un colino cellulare da 70 μm e raccoglierlo in una provetta da 50 mL o 15 mL.
- Centrifugare le cellule raccolte a 300 x g per 5 minuti a 4 °C. Rimuovere il surnatante utilizzando una pipetta e risospendere le cellule in 1 mL di tampone di lisi dei globuli rossi. Incubare per 1 minuto a temperatura ambiente.
- Neutralizzare il tampone di lisi aggiungendo 9 mL di soluzione salina tamponata con fosfato 1X fredda (PBS).
- Centrifugare nuovamente le cellule raccolte a 300 x g per 5 minuti a 4 °C. Rimuovere il surnatante utilizzando una pipetta e risospendere le cellule nel tampone o nel terreno desiderato.
2. Dissociazione meccanica semiautomatica
- Mettere il tessuto sezionato in terreni di coltura cellulare freddi con siero fetale bovino al 5% (FBS).
NOTA: Questo protocollo è destinato all'isolamento cellulare da tessuti solidi. - Tritare il tessuto utilizzando forbici da dissezione affilate fino a quando i frammenti di tessuto non sono di circa 5 mm in qualsiasi dimensione. Trasferire il tessuto tritato in un tubo a C e aggiungere 1 ml di terreno.
- Caricare il tubo a C sul dispositivo. Montare la piastra portatubo (Figura supplementare 1A) sui fondi dei tubi a forma di D.
- Fissare i tubi alla piastra del motore bloccando i bracci di tensione nella piastra acrilica (Figura supplementare 3).
- Impostare un programma personalizzato: Avanti, 30 s; Rovescio, 10 s; Loop, 4 volte.
- Scegli la modalità personalizzata dal menu principale premendo il pulsante blu .
- Nel primo menu della modalità personalizzata, specificare la durata della rotazione in avanti a 30 s premendo il pulsante rosso fino a quando il valore sullo schermo non indica 30 s. Premere il pulsante blu per selezionare questo valore e passare alla schermata del menu successiva.
- Nel secondo menu della modalità personalizzata, specificare la durata della rotazione inversa a 10 s premendo il pulsante rosso fino a quando il valore sullo schermo non indica 10 s. Premere il pulsante blu per selezionare questo valore e passare alla schermata del menu successiva.
- Nel terzo menu della modalità personalizzata, specificare il numero di volte in cui ripetere le selezioni impostate nei passaggi 2.5.2-2.5.3 premendo il pulsante rosso fino a quando il valore sullo schermo non indica 4X. Premere il pulsante blu per selezionare questo valore e avviare il programma.
NOTA: I programmi personalizzati non vengono memorizzati nella memoria del dispositivo, ma possono essere programmati come uno dei programmi preimpostati per un funzionamento più rapido (le istruzioni di programmazione del dispositivo sono fornite nel file supplementare 1).
- Eseguire il programma personalizzato a 200 giri/min regolando la manopola di controllo della tensione (Figura supplementare 3) fino a quando il valore di giri/min calcolato nell'angolo in basso a destra dello schermo LCD non indica 200 (Figura 4 supplementare).
- Aggiungere gli enzimi di digestione in terreni da 4 mL in base ai tipi di tessuto e cellule da isolare.
NOTA: Per gli esperimenti presentati, utilizzare la collagenasi 4 (1 mg/ml), la collagenasi D (1 mg/ml) e la DNasi (40 μg/ml). - Caricare il tubo a C sul dispositivo e ripetere i passaggi 2.3-2.6 per eseguire il seguente programma a 200 giri/min: Avanti, 30 s; Rovescio, 10 s; Loop, 4 volte.
- Trasferire il dispositivo con le provette ancora caricate in un incubatore a 37 °C per 45 min.
- Caricare il tubo a C sul dispositivo e ripetere i passaggi 2.3-2.6 per eseguire il seguente programma a 50 giri/min: Avanti, 270 s; Rovescio, 30 s; Loop, 9 volte.
- Aggiungere EDTA per ottenere una concentrazione di 5 mM nel campione.
- Caricare il tubo a C sul dispositivo e ripetere i passaggi 2.3-2.6 per eseguire il seguente programma a 100 giri/min: Avanti, 30 s; Rovescio, 10 s; Loop, 2 volte.
- Spingere il campione attraverso un colino cellulare da 70 μm e raccoglierlo in una provetta da 50 mL o 15 mL.
- Centrifugare le cellule raccolte a 300 x g per 5 minuti a 4 °C. Scartare il surnatante utilizzando una pipetta e risospendere le cellule in 1 mL di tampone di lisi dei globuli rossi. Incubare per 1 minuto a temperatura ambiente.
- Neutralizzare il tampone di lisi con 9 mL di soluzione salina tamponata con fosfato freddo (PBS).
- Centrifugare nuovamente le cellule raccolte a 300 x g per 5 minuti a 4 °C. Scartare il surnatante utilizzando una pipetta e risospendere le cellule nel tampone o nel terreno desiderato.
3. Analisi dei dati
- Analizzare i dati utilizzando un software di analisi grafica e statistica (vedi Tabella dei Materiali).
- Utilizzare i test t Welch non appaiati per confrontare coppie di campioni o gruppi, con dimensioni del campione n > 4 topi che rappresentano 2 esperimenti replicati.
NOTA: Le differenze sono state considerate statisticamente significative quando (p < 0,05). *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001.
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Representative Results
Questo protocollo meccanico semi-automatizzato è in grado di replicare i risultati di esperimenti in cui le cellule sono state elaborate manualmente. Le sospensioni cellulari preparate utilizzando questo dispositivo e mediante dissociazione manuale mostrano rese cellulari comparabili e vitalità del campione nei tessuti polmonari, renali e cardiaci del topo (Figura 2A,B). Le popolazioni di cellule immunitarie, come le cellule T e le cellule dendritiche, non sono state significativamente influenzate da una differenza nel protocollo di isolamento (Figura 2C). Allo stesso modo, l'analisi dell'espressione dei marcatori di superficie su queste popolazioni di cellule immunitarie mostra frequenze simili di cellule T isolate (Figura 3A) e intensità di fluorescenza media comparabile per il marcatore di presentazione dell'antigene MHC-II nelle cellule dendritiche (Figura 3B) tra l'isolamento manuale e quello del dispositivo.
Figura 1: Diagrammi di processo. (A) Fasi del processo di preparazione della sospensione unicellulare utilizzando un semplice dispositivo dissociatore rispetto alla dissociazione manuale. (B) Progettazione e caratteristiche del dispositivo dissociatore. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Resa cellulare e vitalità tra protocolli di dissociazione manuale e meccanica. (A) Vitalità e (B) resa di cellule provenienti da tessuti diversi immediatamente dopo la preparazione della sospensione cellulare contata da un emocitometro prima della colorazione del flusso. (C) Conta cellulare di popolazioni di cellule immunitarie identificate mediante citometria a flusso. I t-test Welch non accoppiati sono stati utilizzati per confrontare coppie di campioni o gruppi. Le differenze sono state considerate statisticamente significative quando p < 0,05. *p< 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Le barre di errore rappresentano il SEM. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Confronto dell'analisi immunofenotipica di sospensioni a singola cellula. Citometria a flusso: confronto dell'espressione dei marcatori di superficie in sospensioni a singola cellula preparate utilizzando un dispositivo di dissociazione meccanica rispetto alla dissociazione manuale. (A) Popolazioni di cellule T polmonari CD4+ e CD8+. (B) Intensità media di fluorescenza (MFI) dell'MHC-II di superficie su cellule dendritiche polmonari. I t-test Welch non accoppiati sono stati utilizzati per confrontare coppie di campioni o gruppi. Le differenze sono state considerate statisticamente significative quando p < 0,05. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Le barre di errore rappresentano il SEM. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura supplementare 1: Gruppo motore. (A) Immagini di file CAD di lastre acriliche. (B) Montaggio del motore/accoppiatore/bullone esagonale/distanziatore motore sulla piastra del motore. (C) Sensore di giri. (D) Array di motori. (E) Schema elettrico del motore. Fare clic qui per scaricare il file.
Figura 2 supplementare: Montaggio del pannello di controllo. (A) Immagine del file CAD del pannello di controllo. (B) Schema elettrico del pannello di controllo/alimentazione. Fare clic qui per scaricare il file.
Figura supplementare 3: Funzionamento del dispositivo. (A) Tubi a C caricati sul dispositivo e fissati con la piastra portatubo e i bracci di tensione. (B) Regolatore di tensione variabile con quadrante. Clicca qui per scaricare questo file.
Figura supplementare 4: Funzionamento del software - modalità del pannello di controllo. (A) Lo schermo LCD viene visualizzato e premendo i pulsanti per varie modalità di funzionamento del dispositivo. Fare clic qui per scaricare il file.
File supplementare 1: Istruzioni per la fabbricazione, l'assemblaggio e il funzionamento del dispositivo. Fare clic qui per scaricare il file.
File di codifica supplementare 1: file CAD per la costruzione di array di motori. Questo file contiene file CAD per la creazione di array di motori di 2, 4, 6, 8, 10 e 12. Per ulteriori informazioni, fare riferimento al file supplementare 1 . Fare clic qui per scaricare il file.
File di codifica supplementare 2: Codice software per Arduino Nano. Fare clic qui per scaricare il file.
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Discussion
Questo dispositivo è stato progettato per un facile assemblaggio in ambito di ricerca per fornire sospensioni unicellulari da tessuti interi per la successiva analisi di singole cellule. Le caratteristiche, sebbene di base, sono sufficienti per soddisfare le esigenze dei ricercatori in ambito accademico e non solo. Un vantaggio chiave dell'utilizzo di questo dispositivo è il suo potenziale per migliorare la preparazione di sospensioni a singola cellula riducendo la variabilità. Inoltre, la capacità di elaborare 12+ campioni contemporaneamente potrebbe migliorare la coerenza da campione a campione, che può essere influenzata dall'aumento del tempo necessario per i protocolli di dissociazione manuale. Negli istituti di ricerca e negli ambienti industriali, dispositivi come questo e altri dispositivi disponibili in commercio consentono un'elaborazione dei tessuti più rapida e personalizzabile; Tuttavia, i dispositivi commerciali costano oltre 10 volte il dispositivo qui descritto, limitandone l'accessibilità, in particolare in contesti di ricerca a basse risorse 8,9. Nei laboratori accademici, questo dispositivo potrebbe consentire ai tirocinanti (studenti universitari e laureati) di completare ricerche più sofisticate riducendo il tempo necessario per elaborare i tessuti per le analisi in vivo.
Il protocollo di dissociazione meccanica qui descritto è stato adattato da un protocollo regolarmente utilizzato per isolare le cellule immunitarie dai tessuti polmonari7. Le lunghe fasi manuali, come la macinazione fine e il pipettaggio numeroso o vigoroso, sono state sostituite con l'elaborazione meccanica automatizzata, risparmiando tempo e fatica necessari per produrre risultati simili al protocollo manuale. Ciò potrebbe rivelarsi vantaggioso dal punto di vista ergonomico per l'utente finale perché il pipettaggio ripetitivo, come prescritto nel protocollo manuale, potrebbe contribuire allo sviluppo di condizioni neuromuscolari, come la sindrome del tunnel carpale10.
Questo processo semi-automatizzato può essere utilizzato per generare sospensioni cellulari per varie applicazioni, tra cui la citometria a flusso e la coltura cellulare. È importante notare che tutti i campioni devono essere conservati al freddo o in ghiaccio quando non vengono incubati a 37 °C, poiché ciò potrebbe influire sulla vitalità cellulare. Gli enzimi, le velocità di rotazione e i tempi di incubazione prescritti nel protocollo meccanico possono essere personalizzati in base alle esigenze per l'adattamento ad altri protocolli o alle cellule bersaglio desiderate. Tuttavia, le velocità di rotazione minime e massime del dispositivo sono limitate dalle specifiche dei motori utilizzati. Per velocità inferiori a 50 giri/min o superiori a 200 giri/min, è necessario scegliere rispettivamente motori con una velocità massima inferiore o superiore.
Raccomandazione per i laboratori non di ingegneria
Questo dispositivo è stato costruito in collaborazione con Terrapin Works, il centro di fabbricazione e prototipazione ospitato nel dipartimento di ingegneria dell'Università del Maryland. Se disponibile, gli ingegneri meccanici, elettrici e software di qualsiasi istituzione accademica dovrebbero trovare questo progetto relativamente facile da assemblare. In alternativa, l'officina meccanica di un'università (se disponibile) o qualsiasi laboratorio locale di ingegneria meccanica, elettrica e/o del software può essere in grado di aiutare con la fabbricazione o consigliare ulteriori risorse disponibili.
Miglioramenti tecnici futuri
Il codice software non è stato sviluppato per eliminare il quadrante manuale della tensione e regolare automaticamente la velocità del motore attraverso la sola programmazione. Ciò è possibile, ma richiederebbe aggiunte hardware, tra cui un regolatore di tensione variabile, e un software più sofisticato per incorporare questa funzione nelle modalità di programma preimpostate e personalizzate.
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Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.
Acknowledgments
I finanziamenti sono stati ricevuti dal Dipartimento di Bioingegneria di Fischell (KM), T32 GM080201 (MA), Vogel Endowed Summer Fellowship (MA), LAM Foundation (KM) e American Lung Association (KM). Gli autori desiderano ringraziare Michele Kaluzienski per l'aiuto con l'editing.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ¼ inch acrylic sheet 12" x 24" | Acrylic Mega Store | N/A | |
| ½ inch acrylic sheet 12" x 12" | SimbaLux | SL-AS13-12x12 | |
| 12 G stainless steel wire (for tension arms) | Everbilt | 1000847413 | |
| 16 G electrical wire (stranded) | Best Connections | N/A | |
| 2 x 3 mm magnet | SU-CRO0587 | N/A | |
| 2-channel relay board (to reverse polarity of current to motors) | AEDIKO | AE06233 | |
| 37 mm Diameter DC Motors (12 V, 200 rpm) x 12 | Greartisan | N/A | Rated Torque: 2.2 Kg.cm Reduction Ratio: 1:22 Rated Current: 0.1 A D Shaped Output Shaft Size: 6 x 14mm (0.24" x 0.55") (D x L) Gearbox Size: 37 x 25 mm (1.46" x 0.98") (D x L) Motor Size: 36.2 x 33.3 mm (1.43" x 1.31") (D x L) Mounting Hole Size: M3 (not included) |
| AC/C Power Adapter with variable voltage controller (5 Amps, 3-12 volts) | Mo-gu | J19091-2-MG-US | |
| AC-DC 5 V 1 A Precision buck converter step down transformer | Walfront | 1A | (power adapter for powering Arduino Nano) |
| Arduino Nano (Lafvin) | LAFVIN | 8541582500 | |
| Buttons | Awpeye | Push-button | |
| C57BL6/J mice | Jackson Laboratory | ||
| Collagenase 4 | Worthington | CLS4 LS004188 | |
| Collagenase D | Roche | 11088866001 | |
| DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) | Corning | 10-013-CV | |
| DNAse | Roche | 11284932001 | |
| Double sided foam tape | SANKA | N/A | |
| Double Sided prototyping circuit board | deyue | N/A | |
| EDTA | Sigma- Aldrich | E7889 | |
| Electrical solder and soldering iron | LDK | 1002P | |
| Electrical Tape | 3M | 03429NA | |
| FBS (Fetal Bovine Serum) | Gibco | 16140089 | |
| gentleMACS C Tubes | Miltenyi | 130-093-237 | |
| Graphpad Prism | GraphPad, La Jolla, CA | Graphing and statistical analysis software | |
| Hall effect sensor Dimensions : 0.79 x 0.79x 0.39 inches | SunFounder | 43237-2 | |
| Hex Coupler 6 mm Bore Motor Brass x 2 x 12 | Uxcell | N/A | |
| Hex head bolts (M4-.70 X 12 Hex Head Cap Screw) x 12 | FAS | N/A | |
| Jumper wires (for Arduino Nano) | ELEGOO | EL-CP-004 | |
| LCD screen | JANSANE | N/A | |
| M3 Hex Socket Head Cap Screws x 12 | Shenzhen Baishichuangyou Technology co.Ltd |
310luosditaozhuang | |
| M3 Stainless SteelMachine screws Flat Head Hex Socket Cap Screws (30 mm) x 36 | Still Awake | a52400001 | |
| Quick disconnect terminal connectors | IEUYO | 22010064 | |
| Red Blood Cell Lysis Buffer (10x) | Cell Signaling | 46232 | |
| Terminal adapter shield Expansion board for Arduino Nano 12" x 24" | Shenzhen Weiyapuhua Technology |
60-026-3 |
References
- Wiegleb, G., Reinhardt, S., Dahl, A., Posnien, N. Tissue dissociation for single-cell and single-nuclei RNA sequencing for low amounts of input material. Frontiers in Zoology. 19 (1), 27 (2022).
- Weiskirchen, S., Tag, C. G., Sauer-Lehnen, S., Tacke, F., Weiskirchen, R. Isolation and culture of primary murine hepatic stellate cells. Fibrosis: Methods and Protocols. Rittié, L. , New York, NY: Springer. 7113-7118 (2017).
- Wang, J., et al. The isolation and characterization of endothelial cells from juvenile nasopharyngeal angiofibroma. Acta Biochimica et Biophysica Sinica. 48 (9), 856-858 (2016).
- Burja, B., et al. An optimized tissue dissociation protocol for single-cell rna sequencing analysis of fresh and cultured human skin biopsies. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 102022 (2022).
- McBeth, C., Gutermuth, A., Ochs, J., Sharon, A., Sauer-Budge, A. F. Automated tissue dissociation for rapid extraction of viable cells. Procedia CIRP. 65, 88-92 (2017).
- Welch, E. C., Yu, H., Barabino, G., Tapinos, N., Tripathi, A. Electric-field facilitated rapid and efficient dissociation of tissues into viable single cells. Scientific Reports. 12 (1), 10728 (2022).
- Maisel, K., et al. Pro-lymphangiogenic VEGFR-3 signaling modulates memory T cell responses in allergic airway inflammation. Mucosal Immunology. 14 (1), 144-151 (2021).
- Karmakar, T., et al. A pilot study to determine the utility of automated tissue dissociator for flowcytometry based evaluation of hematolymphoid tumor tissue biopsies. Indian Journal of Hematology and Blood Transfusion. 38 (2), 403-410 (2022).
- Montanari, M., et al. Automated-mechanical procedure compared to gentle enzymatic tissue dissociation in cell function studies. Biomolecules. 12 (5), 701 (2022).
- Genova, A., Dix, O., Saefan, A., Thakur, M., Hassan, A. Carpal tunnel syndrome: a review of literature. Cureus. 12 (3), e7333 (2020).
