Summary
部分 2/3 （66%） 肝切除术的小鼠模型在文献中有很好的描述，但很少使用更扩展的肝切除术，模仿肝移植后的小尺寸综合征。我们描述了在小鼠模型中延长的 78% 肝切除术程序，该手术在健康小鼠中导致约 50% 的术后致死率。
Abstract
小鼠部分 2/3 肝切除术用于研究肝脏的再生能力，并探索肝切除术在许多疾病模型中的结果。在小鼠经典的 2/3 部分肝切除术中，五个肝叶中的两个，即左叶和正中叶，约占肝脏质量的 66%，被 整体 切除，预期术后存活率为 100%。更具侵略性的部分肝切除术在技术上更具挑战性，因此很少用于小鼠。我们小组开发了一种扩展肝切除术技术的小鼠模型，其中五个肝叶中的三个，包括左、正中和右上叶，分别切除约占肝脏总质量的 78%。在其他方面健康的小鼠中，这种延长的切除术会留下残余的肝脏，不能总是维持充分和及时的再生。由于暴发性肝衰竭，未能再生最终导致 1 周内术后 50% 的致死率。这种在小鼠中延长 78% 肝切除术的手术代表了一种独特的手术模型，用于研究小尺寸综合征和评估治疗策略，以改善肝移植或癌症延长肝切除术中的肝脏再生和结果。
Introduction
小鼠和大鼠手术肝切除模型于 1931 年首次描述，是用于研究肝脏再生分子基础的最常见实验模型。它们还可用于转化科学研究，以测试和制定策略，以改善延长肝切除术或次优肝移植物移植后的结果 1,2,3,4。小鼠部分肝切除术 （PH） 需要切除约 2/3 （66%） 的肝质量总量 （TLM），当在健康动物中进行时，该手术具有特殊的结果5。该过程持续时间短，由于小鼠肝脏解剖结构变化不大，因此易于复制，术后存活率通常接近 100%1。
部分 2/3 肝切除术包括左叶 （LL） 和正中叶 （ML） 切除术，可使残叶相对不受肺叶炎症或肝脏流入和流出限制的阻碍再生。相反，PH 后门静脉血流增加和随后对肝窦内皮细胞的剪切应力导致内皮一氧化氮合酶 （eNOS） 表达持续上调和随后的一氧化氮 （NO） 释放，这有助于肝细胞启动增殖和肝脏再生3。在疾病模型（如非酒精性脂肪性肝病）或特定遗传背景中，通常在 2/3 PH 后研究的结果包括急性肝衰竭的风险、肝脏再生能力的定性和定量测量，以及对压力或创伤性损伤的其他生物学反应 1,3。
然而，模仿功能性或解剖学上较小尺寸综合征的小鼠模型，因为它发生在癌症扩展肝切除术或边缘性（脂肪变性或长时间缺血时间）或部分（分裂或来自活体供体肝脏）肝移植物之后，仍有待充分建立。为了满足这一需求，需要更广泛的肝切除模型，这些模型超越了维持最小（和功能性）肝脏质量，以模拟小于大小的肝脏综合征以及与该综合征相关的高死亡率6,7。
小鼠肝脏解剖结构表现出最小的变异。小鼠肝脏由五个肺叶组成，每个肺叶占肝脏总质量的百分比：左叶（LL;34.4±1.9%）、中叶（ML;26.2±1.9%）、右上叶（也称为右上叶）叶（RUL;16.6±1.4%）、右下叶（也称为右下叶）（RLL;14.7±1.4%）和尾状叶（CL;8.1±1.0%）1，5.每个肺叶由一个门静脉三联征供血，包括肝动脉的一个分支、门静脉的一个分支和胆管5。从历史上看，有几种技术被描述为通过切除 LL 和 ML 来执行 2/3 PH。这些包括 1） 经典技术，该技术由每个切除叶的基部的单个结扎线组成;2）止血夹技术，使用钛夹应用于切除叶的基部;3）一种以血管为导向的薄壁组织保留技术，在钳夹近端使用穿刺缝合线;4） 一种以血管为导向的显微外科技术，即在肺叶切除术1 之前结扎门静脉和肝动脉分支。虽然每种技术都有相对的优点和缺点，但没有一种技术能产生更高的致死率1,8,9。
在这项研究中，我们提出了一种在小鼠中延长 78% PH 值的新方法。在该模型中，五个肝叶中的三个，包括LL，ML和RUL，使用结扎技术分别切除（图1）。该手术切除约占肝脏总质量的 78%（77.2 ± 5.2%）。我们选择单独切除 LL 和 ML，而不是像经典 PH 技术那样“整体”切除，这样可以最大限度地减少与这两个叶整体切除相关的并发症，例如肝上腔静脉狭窄和当单结扎线太靠近腔静脉时，剩余叶坏死的风险增加1， 10,11,12,13,14.在进入此过程的最后一步以删除 RUL 之前，这一点至关重要。这种在 8-12 周龄野生型 C57BL/6 小鼠中的广泛肝切除术在手术后 1 周内引起 50% 的致死率，原因是肝脏再生失败导致暴发性肝衰竭15,16。这种在延长 78% 肝切除术后致死率升高的小鼠模型适当地概括了小尺寸综合征的病理生理学，并能够开发和测试新的策略以改善结果。
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Protocol
本程序协议中描述的方法已获得贝丝以色列女执事医疗中心 （BIDMC） 的机构动物护理和使用委员会 （IACUC） 的批准。所有实验均按照IACUC和BIDMC动物研究设施指南完成。
1.小鼠术前准备
- 用剪刀从胸骨中部到耻骨上区域剃掉小鼠腹部。
- 在100%氧气中用1-4%异氟烷诱导全身麻醉。麻醉后，将小鼠仰卧在手术区域上，下面放一个加热垫。在做切口之前，用力捏住脚趾，以确保没有踏板反射（如果有，动物会做出反应）。根据需要调整麻醉水平以达到全身麻醉状态。
注意：根据需要滴定异氟醚以维持足够的全身麻醉。 - 皮下注射 1.2 mg/kg 丁丙诺啡缓释 （ER） 用于术后镇痛。将小鼠仰卧，前肢和后腿伸直，并用胶带固定四肢;然后，准备一个用于手术的无菌区域。
注意： 确保前肢在固定时放松，以免呼吸受到阻碍。 - 用温热的无菌生理盐水和甜菜碱拭子准备腹部，每个拭子之间交替 3 次。以无菌方式覆盖腹部。
2. 肝切除术
- 使用手术刀从剑突到耻骨上区域通过皮肤做一个垂直的中线剖腹手术切口。接下来，用锋利的剪刀切开白线，进入腹膜腔，并将该切口延伸到皮肤切口的长度。
注意：更安全的做法是先在肝脏深入腹壁的剑突下区域切开白线，以避免对下面的肠道造成伤害。 - 使用适当的牵开器横向缩回腹壁;然后，用止血器夹住剑突，并上部缩回胸骨以暴露肝脏。
- 将肝脏下部缩回，露出镰状韧带，然后用锋利的剪刀沿肝脏长度横切韧带。将肝脏向胸部上方缩回，露出肝胃韧带和肝叶韧带，并使用锋利的微剪刀横切这些结构。
注意：应使用湿润的棉尖涂抹器非常轻柔地进行回缩，因为由 Glisson 胶囊包裹的肝脏非常脆弱，容易瘀伤和撕裂。 - 上部缩回正中叶，同时保持左叶在其原始解剖位置。将 5-0 丝线缝合线缠绕在 LL 的上内侧部分，将 LL 向胸部反射，露出肺叶的下表面，将肺叶底部的缝合线末端汇合在一起，并在底部系上缝合线。在绑线以结扎 LL 之前，请确保缝合线不会阻碍下腔静脉 （IVC） 或门静脉的血流。
注意：最好在LL向胸部反射时系扎此缝合线，以便在结扎过程中门静脉三联征很好地暴露出来。这有助于切除靠近基部的叶，而不会损害相邻结构。 - 使用锋利的剪刀切除缝合带远端的 LL，并确保一小块组织袖带 （~2 mm） 将缝合线与切除叶的边缘分开。确认止血。
- 将正中叶向胸部反射，在 ML 基部周围放置 5-0 丝线缝合线，然后将 ML 恢复到其原始解剖位置。将缝合线末端大致位于 ML 上部的底部，并确保将它们系在肺叶的底部。切除结扎的 ML，在缝合带周围留下一小块残余组织。确认止血。
- 从右向左动员肝脏，露出右上叶和下叶，并小心地将这些叶反射到内侧和下侧。将 5-0 缝合线包裹在 RUL 的上内侧，以确保缝合线环绕 RUL 基部，然后将 RUL 反射到胸部。将缝合线包裹在 RUL 下方，并将末端靠近其底部，然后将其切除，在缝合带周围留下一小块残余组织。
注意：在 RUL 底部过于靠近会损害 RLL 的血液供应，从而导致 RLL 缺血和小鼠在术后 24 小时内死亡。相反，与 RUL 基底相距太远会减少肝脏肿块切除量，从而使术后生存率超出预期。 - 将剩余的肝脏恢复到其静止解剖位置，并确保止血。如果需要，用纱布对切除的肝脏边缘的轻微出血区域施加压力。
- 使用 5-0 多乳素缝合线以不间断的方式闭合中线腹壁（筋膜和肌肉层）。用订书钉或 5-0 单丝缝合线闭合皮肤切口。
- 停止麻醉并监测小鼠，直到它恢复意识并可以正常行走。
3.术后护理
- 术后观察小鼠以确保适当的恢复（即小鼠在笼子内清醒、警觉且可以走动）和疼痛控制。每2小时检查一次小鼠，直到手术后6小时，然后每天检查一次。
注意：预计小鼠在术后在笼子内的移动速度会较慢。小鼠应在隔离的笼子中从其他小鼠中恢复，并且只有在完全恢复时才返回到其他小鼠的陪伴下。 - 如果小鼠因不显性液体或手术失血过多而出现低血容量，则给予温热的生理盐水注射（0.1-1.0 mL，皮下或腹膜内）。
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Representative Results
在8-12周的健康成年小鼠中，成功的78%扩展肝切除术有望在1周内诱导50%的死亡率16。如果操作得当，预计失血量最小。持续的残余出血可以通过手动压力来控制。手术后 24 小时内围手术期死亡通常是由技术错误引起的。技术故障包括大血管意外损伤导致顽固性术中出血;严重的术后出血，通常是由于切除的肝缘残留出血所致;对周围结构的损伤，例如无意中结扎了相邻的门静脉三联征、门静脉或静脉下静脉;继发于 RUL 结扎太靠近肺叶基底的 RLL 缺血;以及全身麻醉的并发症。肝衰竭的体征包括进行性嗜睡、头发结块、厌食和低血糖，这些症状通常在手术后 24 小时内变得明显。
延长 78% 肝切除术后的两个预期结果是生存或死亡。在第一种情况下，小鼠在手术后适当恢复，在72小时内恢复正常活动，并且存活超过7天。术后 9-10 天进行剖腹手术显示术前肝脏肿块完全恢复 4,16,17,18。第二个结果是术后 2-7 天内死亡。小鼠可能在手术后的前 12 小时内表现出恢复的初步迹象，但由于暴发性肝衰竭的发展，之后会相对较快地恶化16。小鼠表现出压力、体重减轻和进行性嗜睡的迹象，直到死亡。意外结果的例子包括死于技术并发症或延长 78% 肝切除术后小鼠存活率远高于或低于 50%。
我们的实验室率先进行了这种延长的 78% 肝切除术，并在早期的手稿中验证了其实用性，该手稿显示，在 8 周大的健康 BALB/c 小鼠中延长 78% 的肝切除术可产生 50% 的致死率，如果小鼠肝脏被预先设计以表达 A20（肿瘤坏死因子诱导蛋白 3 [TNFAIP3]），使用重组腺病毒16 静脉内输送。在 Longo 等人的这项研究中，一只健康的 BALB/c 小鼠在给予表达人 A20 （rAd.A20） 或对照 β-半乳糖苷酶 （rAd.βGal） 的重组腺病毒载体后 5 天接受了 78% 的肝切除术。另外一个未接受治疗的对照组也被纳入。在78%肝切除术后，Longo等人观察到12只未接受治疗的小鼠中有6只（50%）在手术中存活下来（图2）16。
熟练程度的两个决定因素包括 1） 限制技术并发症，如上所述，其中最主要的是 RLL 缺血，导致过早死亡，以及 2） 确保 RUL 的充分动员，否则人们无法理解 RUL 的全部大小，因此无法正确切除它。这减少了切除的肝脏肿块量，因此，将总生存率提高到远高于预期的 50%。在研究者/作者培训的初始阶段，15 只 （67%） 健康的成年男性和女性 CD1 和 C57BL/6 小鼠中有 10 只 （11-21 周） 在 78% 肝切除术后存活 1 周（不包括 3 例技术死亡）（表 1）19,20,21。在对小鼠肝脏解剖结构有深入理解的背景下进行进一步培训，以改善 RUL 动员并促进充分的切除术，通过估计的肝切除百分比来衡量，对于实现 78% 肝切除术后预期的 50% 存活率至关重要。在感觉到完全达到技术熟练度后，16只小鼠中有8只（50%;不包括1例技术死亡）在78%肝切除术后存活1周。
图 1：小鼠肝切除术定位和肝脏解剖结构。 （左）剖腹手术和扩展 78% 肝切除术中小鼠定位的视觉表示。小鼠被描绘成仰卧位，中间线剖腹手术切口。（右）小鼠肝脏解剖结构从下方描绘，彩色线条划定切除部位。左肺叶、正中肺叶和右上叶在其基部缝合结扎后以顺序方式切除。 请点击这里查看此图的较大版本.
图 2：对过表达 A20 的小鼠进行延长 （78%） 肝切除术后的生存优势。 在未治疗（未感染的 NI）、rAd.βGal 和 rAd.A20 治疗的对照小鼠中 78% 延长肝切除术后的生存数据。与NI（50%）和rAd.βGal对照（13%）（n = 12只小鼠/组）相比，A20在小鼠肝脏中的过表达具有显着的生存优势。该图来自Longo等人16。 请点击这里查看此图的较大版本.
| 幸存 | 死者 | 技术故障 | 总 | 估计 % 肝切除术 | 生存率 | |
| 预熟练度 | 10 | 5 | 3 | 18 | 68 ± 3.9% | 10/15 (66%) |
| 熟练后 | 8 | 8 | 1 | 17 | 79 ± 2.4% | 8/16 (50%) |
表 1：扩展 78% 的肝切除术训练结果。 在 11-21 周龄的健康成年 CD1 和 C57BL/6 小鼠中延长 78% 肝切除术后 1 周内的生存结果。技术熟练程度是通过技术成功和右上叶充分切除的可观察到的改进来自我确定的，通过估计的肝切除术百分比（± SEM 平均值）计算。
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Discussion
为了成功进行延长的 78% 肝切除术，导致小鼠 50% 的致死率，精确切除每个肝叶至关重要。只有重复执行该程序，才能达到这种能力和精确度水平。培训曲线因操作员而异，但通常需要 3-6 个月的实践。切除少于 78% TLM 的肝切除术将产生更高的存活率，而切除超过 78% TLM 的肝切除术将导致更高的致死率。每个肺叶切除术都具有挑战性，尽管程度不同。
左肺叶是最容易可靠切除的。LL基底很窄，当向上反射时，操作者可以很容易地识别肝基底，并在每次几乎相同的肺叶切除体积下将缝合线绑在同一位置。与 LL 和 RUL 相比，中叶具有最宽的基底。因此，它要求操作者仔细估计需要放置缝合线的位置，并在切除肺叶之前仔细估计 ML 底部的缝合线末端。当 ML 绑得太近时，缝合线可能会影响静脉肝引流或阻碍血液从 IVC 回流到心脏。当 ML 绑扎得太远时，切除的肝脏质量不足，并且由于 ML 基底较宽，切除边缘出血的风险增加。右上叶可能是最难可靠切除的。RUL 在腹膜腔后方的解剖位置使得缝合线难以完全包裹在其基部上，这可能导致该肺叶的不完全切除。相反，如果缝合线过于靠近 RUL 基底，则右下叶的血液供应可能会受到损害，导致该 RLL 缺血并增加术后死亡的可能性。
最小化手术相关风险的其他关键因素包括尽量减少全身麻醉（例如异氟醚）以减少毒性，并确保每次肺叶切除术后充分止血以限制术后出血。重要的是要考虑到延长的 78% 肝切除术最好在 8-12 周龄的成年小鼠中进行，因为老年小鼠由于体重更大和肝脏再生能力降低，存活率可能表现出更大的可变性，而年轻的小鼠可能会遭受更大的技术并发症由于肝脏较小和麻醉相关并发症的发生率较高。我们推测，78%肝切除术后观察到的50%致死率对应于固有的单只小鼠特征，这与个体动物之间每个肝叶质量相对于肝脏总质量的相对百分比的细微解剖变化有关。小鼠78%的肝切除术代表了一个解剖学阈值，在这个阈值下，只有50%的动物能够及时成功地再生和生存，而另外50%的动物则无法做到这一点并死亡。我们还承认，肝脏操作的细微差异可能与不同程度的肝损伤有关，因此将这种微妙的平衡偏向于无法再生和死亡22。
尽管如此，最大的限制因素仍然是对外科手术本身的掌握，这只能通过实践来实现。通过精确映射每个肝叶底部的缝合线，实践对于确保可重复的结果至关重要。需要注意的是，小鼠肝脏解剖结构的个体差异（这种情况很少见）可能需要在技术上进行一些修改。为提高成功率，应根据具体情况考虑的其他干预措施包括：在非显性液体大量丢失或严重出血的情况下，给予生理盐水推注，在持续出血的情况下，在肝缘长时间手动按压或电烙术。
总之，在小鼠模型中扩展的78%肝切除术是转化科学研究的一项有价值的技术。广泛的培训对于实现与此程序相关的技术成功结果至关重要。小鼠不仅是易于处理且相对便宜的首选小动物物种，而且除了越来越多的转基因系（转基因、敲除 （KO）、细胞类型特异性和条件 KO）外，还可以在许多经过充分研究的近交系中获取，从而实现精细的机制研究 3,9,23.除转基因小鼠外，已知会影响肝切除术后生存和结果的各种病理，包括非酒精性脂肪性肝病、肝硬化和糖尿病，也很容易在小鼠中诱导24,25,26,27,28,29,30,31。
如前所述，经典的 2/3 PH 仍然非常有价值，但并不能概括当肝脏肿块在解剖学或功能上不足时（例如在脂肪肝中）与肝移植后延长肝切除术或肝移植后小尺寸综合征相关的高致死率7,32,33,34 .如果执行得当，这种延长的 78% 肝切除术会导致 50% 的术后死亡，这更好地反映了临床现实，例如在因创伤或癌症进行广泛肝切除术后，以及在边缘肝移植物移植后的小尺寸综合征的背景下，以及在患有严重非酒精性脂肪性肝炎 （NASH） 或肝硬化16 的患者中仅进行肝脏手术后，32.这种小鼠模型代表了一个非常有价值和必要的概念验证步骤，用于测试新的治疗策略，以改善所有这些条件下的结果。在小鼠身上取得的任何阳性结果都必然会大大减少在创新疗法临床转化之前进行翻译前大型动物研究所需的动物数量。
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Disclosures
没有需要披露的利益冲突。
Acknowledgments
这项工作得到了 NIH R01 赠款的支持，DK063275和 CF HL086741。 PB 和 TA 是 NHLBI T32 培训赠款 HL007734 的 NRSA 奖学金的获得者。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 x 2 Gauze | Covidien | 2146 | Surgery: dissection |
| 5-O Nylon Monofilament Suture | Oasis | 50-118-0631 | Surgery: Skin closure |
| 5-O Silk Suture | Fine Science Tools | 18020-50 | Surgery: liver lobe ligation |
| 5-O Vicryl Suture | Ethicon | NC9335902 | Surgery: Abdominal wall closure |
| Addson Forceps | Braintree Scientific | FC028 | Surgery: dissection |
| Alcohol Swabs (2) | BD | 326895 | Disinfectant |
| Buprenorphine Extended Release Formulation | Zoopharm | N/A | Analgesia |
| Cordless Trimmer | Braintree Scientific | CLP-9868-14 | Shaving |
| Curved Forceps | Braintree Scientific | FC0038 | Surgery: dissection |
| Hemostat | Braintree Scientific | FC79-1 | Surgery: dissection |
| Isoflurane Inhalant Anesthetic | Patterson Veterinary | RXISO-250 | General Anesthesia |
| Magnet Fixator (2-slot) (2) | Braintree Scientific | ACD-001 | Surgery: to hold small retractors |
| Magnet Fixator (4-slot) | Braintree Scientific | ACD-002 | Surgery: to hold small retractors |
| Microscissors | Braintree Scientific | SC-MI 151 | Surgery: dissection |
| Operating tray | Braintree Scientific | ACD-0014 | Surgery: for establishment of surgical field |
| Povidone Iodine 10% Swabstick (2) | Medline | MDS093901ZZ | Disinfectant |
| Scalpel (15-blade) | Aspen Surgical Products | 371615 | Surgery: dissection |
| Sharp Scissors (Curved) | Braintree Scientific | SC-T-406 | Surgery: dissection |
| Sharp Scissors (Straight) | Braintree Scientific | SC-T-405 | Surgery: dissection |
| Small Cotton-Tipped Applicators | Fisher Scientific | 23-400-118 | Surgery: dissection |
| Tissue Forceps (Straight x2) | Braintree Scientific | FC1001 | Surgery: dissection |
| Warming Pad (18" x 26") | Stryker | TP 700 | Warming |
| Warming Pad Pump | Stryker | TP 700 | Warming |
| Wire Handle Retractor (2) | Braintree Scientific | ACD-005 | Surgery: to facilitate exposure of peritoneal cavity |
| Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia System | Braintree Scientific | EZ-108SA | General Anesthesia: Contains Isoflurane vaborizer & console, Induction chamber, Regulator/Hose, Facemask (M) |
References
- Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P.
- Higgins, G., Anderson, R. Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal. Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).
- Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A.
- Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J.
- Inderbitzin, D., et al. Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver. J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).
- Clavien, P. A., et al. What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality. Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).
- Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).
- Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
- Kamali, C., et al. Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review. Eur J Med Res. 26 (1), 6 (2021).
- Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
- Borowiak, M., et al. Met provides essential signals for liver regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).
- Boyce, S., Harrison, D. A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse. Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).
- Greene, A. K., Puder, M. Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management. J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).
- Mitchell, C., Willenbring, H. Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 9 (6), 1532 (2014).
- Studer, P., et al. Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration. Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).
- Longo, C. R., et al. A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism. Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).
- Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C.
- Diehl, A. M., Rai, R. M. Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration. FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).
- Diehl, L., Morse, M. A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age. , Available from: https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf (2023).
- CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories. , Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611 (2023).
- C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory. , Available from: https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx (2023).
- Inderbitzin, D., et al. Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model. Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).
- Zhou, X., et al. L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism. J Transl Med. 21 (1), 487 (2023).
- Linecker, M., et al. Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy. Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).
- Haber, B. A., et al. High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes. J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).
- Rickenbacher, A., et al. Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy. Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).
- Aravinthan, A. D., et al. The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation. Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).
- Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation. World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).
- Mahmud, N., et al. Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis. Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).
- Kooby, D. A., et al. Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection. J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).
- Ma, K., et al. A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy. Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).
- Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
- Ramsey, H. E., et al. A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression. Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).
- Arvelo, M. B., et al. A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis. Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).
