Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

마우스 수술 모델에서 확장된 78% 간절제술

Published: May 24, 2024 doi: 10.3791/66528

Summary

부분 2/3(66%) 간절제술의 마우스 모델은 문헌에 잘 설명되어 있지만, 간 이식 후 소형 증후군을 모방한 더 확장된 간절제술은 거의 사용되지 않았습니다. 우리는 건강한 마우스에서 약 50%의 수술 후 치사율을 초래하는 마우스 모델에서 확장된 78% 간 절제술 절차에 대해 설명합니다.

Abstract

생쥐의 부분 2/3 간 절제술은 간의 재생 능력을 연구하고 여러 질병 모델에서 간 절제 결과를 탐색하기 위한 연구에 사용됩니다. 생쥐의 고전적인 부분 2/3 간절제술에서는 5개의 간엽 중 2개, 즉 간 질량의 약 66%를 차지하는 좌엽과 정중엽을 일괄 적으로 절제하며 수술 후 생존율이 100%로 예상됩니다. 보다 공격적인 부분 간절제술은 기술적으로 더 까다롭기 때문에 생쥐에는 거의 사용되지 않았습니다. 우리 연구팀은 좌측, 정중엽, 우측 상엽을 포함한 5개의 간엽 중 3개를 개별적으로 절제하여 전체 간 종괴의 약 78%를 제거하는 확장 간절제술의 마우스 모델을 개발했습니다. 그렇지 않으면 건강한 쥐에서 이러한 확장된 절제는 항상 적절하고 시기적절한 재생을 유지할 수 없는 잔여 간을 남깁니다. 재생에 실패하면 결국 전격성 간부전으로 인해 1주일 이내에 수술 후 치사율이 50%에 이릅니다. 생쥐에서 78%의 간절제술을 연장하는 이 시술은 소형 증후군 연구와 간 이식 또는 암에 대한 장기 간 절제 환경에서 간 재생 및 결과를 개선하기 위한 치료 전략 평가를 위한 독특한 수술 모델을 나타냅니다.

Introduction

1931년에 처음 기술된 생쥐 및 쥐의 외과적 간 절제 모델은 간 재생의 분자적 기초를 연구하는 데 사용되는 가장 일반적인 실험 모델입니다. 또한 장기간의 절제 또는 차선의 간 이식 후 결과를 개선하기 위한 전략을 테스트하고 개발하기 위한 중개 과학 연구에서 유용할 수 있습니다 1,2,3,4. 생쥐에서 부분 간절제술(PH)은 총 간량(TLM)의 약 2/3(66%)를 제거하는 것을 수반하며, 건강한 동물에서 시행할 경우 탁월한 결과를 보인다5. 이 시술은 기간이 짧고 쥐의 간 해부학적 구조에 변화가 거의 없어 쉽게 재현할 수 있으며 수술 후 생존율은 일반적으로 100%에 가깝습니다1.

좌엽(LL)과 정중엽(ML)의 절제를 포함하는 부분 2/3 간절제술은 잔엽 염증이나 간 유입 및 유출 제한에 의해 상대적으로 방해받지 않고 잔엽이 재생될 수 있도록 합니다. 오히려, PH에 따른 간맥 흐름의 증가와 그에 따른 간 정현파 내피 세포의 전단 스트레스는 내피 산화질소 합성효소(eNOS) 발현의 지속적인 상향 조절과 그에 따른 산화질소(NO) 방출을 초래하며, 이는 증식 및 간 재생을 위한 간세포의 프라이밍에 기여합니다3. 비알코올성 지방간 질환 또는 특정 유전적 배경과 같은 질병 모델에서 PH 2/3 후 일반적으로 연구되는 결과에는 급성 간부전 위험, 간 재생 능력의 질적 및 정량적 측정, 스트레스 또는 외상성 손상에 대한 기타 생물학적 반응이 포함됩니다 1,3.

그러나 기능적 또는 해부학적 소형 증후군을 모방한 마우스 모델은 암에 대한 장기간의 절제술 또는 변연부(지방증 또는 장기간의 허혈성 시간) 또는 부분(분할 또는 생체 기증자의 간) 간 이식 후에 발생하기 때문에 잘 확립된 상태로 남아 있습니다. 이러한 요구를 해결하기 위해, 최소한의(그리고 기능적인) 간 종괴의 유지를 넘어서는 보다 광범위한 간 절제 모델은 작은 크기의 간 증후군과 이 증후군과 관련된 높은 사망률을 모델링하기 위해 필요하다 6,7.

쥐의 간 해부학적 구조는 최소한의 변화를 보입니다. 생쥐의 간은 5개의 엽으로 구성되어 있으며, 각 엽은 전체 간 질량에서 다음과 같은 비율을 차지합니다: 좌엽(LL; 34.4 ± 1.9%), 정중엽(ML; 26.2 ± 1.9%), 우상엽(RUL; 16.6 ± 1.4%), 우하단(우하엽이라고도 함)(RLL; 14.7 ± 1.4%), 미상엽(CL, 8.1 ± 1.0%)1, 5. 각 엽은 간동맥의 분지, 문맥의 분지 및 담관5을 포함하는 문맥 삼각체에 의해 공급된다. 역사적으로 LL과 ML을 절제하여 2/3 PH를 수행하기 위한 몇 가지 기술이 설명되었습니다. 여기에는 다음이 포함됩니다 : 1) 각 절제 된 엽의 기저부에서 단일 합자 en bloc으로 구성되는 고전적 기술; 2) 절제된 로브의 기저부에 적용된 티타늄 클립을 사용하는 지혈 클립 기술; 3) 클램프에 근접한 피어싱 봉합사를 사용하는 혈관 지향 실질 보존 기술; 4) 엽 절제술1 전에 문맥 및 간동맥 가지를 결찰하는 혈관 중심의 미세 수술 기법. 각 기술에는 상대적인 강점과 약점이 있지만 더 높은 치사율 1,8,9를 제공하는 기술은 없습니다.

이 연구에서는 마우스에서 78% PH를 확장하는 새로운 방법을 제시합니다. 이 모델에서는 LL, ML 및 RUL을 포함한 5개의 간엽 중 3개를 합자 기법을 사용하여 개별적으로 제거합니다(그림 1). 이 시술은 전체 간 종괴의 약 78%(77.2 ± 5.2%)를 절제합니다. 고전적인 PH 기법에서와 같이 "en bloc"이 아닌 LL과 ML을 별도로 제거하는 우리의 선택은 단일 합자가 대정맥1에 너무 가깝게 적용될 때 나머지 엽의 괴사 위험 증가와 같은 이 두 엽의 엉뚱한 절제술과 관련된 합병증을 최소화합니다. 10,11,12,13,14입니다. 이것은 RUL을 제거하기 위해 이 절차의 마지막 단계로 이동하기 전에 중요합니다. 8-12주 된 야생형 C57BL/6 마우스에 대한 이 광범위한 간절제술은 간 재생 실패로 인해 수술 후 1주일 이내에 50%의 치사율을 유발하여 전격성 간부전을 유발합니다15,16. 78%의 확장된 간절제술 후 치사율이 증가한 이 마우스 모델은 소형 증후군의 병태생리학을 적절하게 요약하고 결과를 개선하기 위한 새로운 전략의 개발 및 테스트를 가능하게 합니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

이 절차 프로토콜에 설명된 방법은 Beth Israel Deaconess Medical Center(BIDMC)의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다. 모든 실험은 IACUC 및 BIDMC 동물 연구 시설 지침에 따라 완료되었습니다.

1. 마우스 수술 전 준비

  1. 클리퍼로 흉골 중앙에서 치골 상부까지 쥐의 복부를 면도합니다.
  2. 100% 산소에 1-4% 이소플루란으로 전신 마취를 유도합니다. 마취가 끝나면 아래에 가열 패드를 놓고 수술 부위에 마우스를 누운 상태로 놓습니다. 절개하기 전에 발가락을 단단히 꼬집어 페달 반사가 없는지 확인하십시오(있는 경우 동물이 반응함). 전신 마취 상태를 얻기 위해 필요에 따라 마취 수준을 조정합니다.
    참고: 적절한 전신 마취를 유지하기 위해 필요에 따라 이소플루란을 적정하십시오.
  3. 수술 후 진통을 위해 1.2mg/kg의 부프레노르핀 서방성(ER)을 피하로 투여합니다. 앞다리와 뒷다리를 펴고 쥐를 누운 상태로 놓고 팔다리를 테이프로 고정합니다. 그런 다음 수술을 위해 멸균 필드를 준비합니다.
    알림: 호흡이 방해받지 않도록 앞다리가 고정되었을 때 이완되어 있는지 확인하십시오.
  4. 따뜻한 멸균 식염수와 베타딘 면봉으로 복부를 준비하고 각 면봉을 3번 번갈아 가며 사용합니다. 멸균 방식으로 복부를 드레이프합니다.

2. 간절제술

  1. 메스를 사용하여 xiphoid process에서 suprapubic region까지 피부를 통해 수직 정중선 개복술을 만듭니다. 그런 다음 날카로운 가위로 선모를 절개하여 복막강으로 들어가 이 절개 부위를 피부 절개 부위 길이까지 확장합니다.
    참고: 장이 손상되지 않도록 먼저 간이 복벽까지 깊숙이 있는 복하 부위에서 linea alba를 절개하는 것이 더 안전합니다.
  2. 적절한 견인기를 사용하여 복벽을 측면으로 후퇴시킵니다. 그런 다음 지혈제로 시푸스 돌기를 고정하고 흉골을 위쪽으로 수축시켜 간을 노출시킵니다.
  3. 간을 아래쪽으로 수축시켜 팔시형 인대를 노출시킨 다음 날카로운 가위를 사용하여 간의 길이를 따라 인대를 절제합니다. 간을 흉부 쪽으로 우월하게 수축시켜 간위 인대와 간내 엽 인대를 노출시키고 날카로운 마이크로 가위를 사용하여 이러한 구조를 절제합니다.
    알림: 수축은 Glisson의 캡슐로 캡슐화된 간이 매우 약하고 멍이 들거나 찢어지기 쉽기 때문에 촉촉한 면 팁 어플리케이터를 사용하여 매우 부드럽게 수행해야 합니다.
  4. 좌엽을 원래의 해부학적 위치에 유지하면서 정중엽을 우월하게 수축시킵니다. LL의 상부 내측 부분을 5-0 실크 봉합사로 감쌉니다. LL을 흉부 쪽으로 우월하게 반사시켜 엽의 아래쪽 표면을 노출시키고 봉합사 끝을 엽 기저부에서 모으고 기저부에서 봉합사를 묶습니다. LL을 결찰하기 위해 봉합사를 묶기 전에 봉합사가 하대정맥(IVC) 또는 문맥의 혈류를 방해하지 않는지 확인하십시오.
    참고: LL이 흉부 쪽으로 우월하게 반사되는 동안 이 봉합사를 묶어 결찰 중에 문맥 트라이어드가 잘 노출되도록 하는 것이 가장 좋습니다. 이것은 인접한 구조를 손상시키지 않고 기저부에 가까운 엽의 절제를 용이하게 합니다.
  5. 날카로운 가위를 사용하여 봉합사 넥타이 바로 원위부에 있는 LL을 절제하고 작은 조직 커프(~2mm)가 절제된 엽의 가장자리에서 봉합사를 분리하는지 확인합니다. 지혈을 확인합니다.
  6. 정중엽을 흉부 쪽으로 우월하게 반사하고 ML 기저부 주위에 5-0 실크 봉합사를 놓고 ML을 원래 해부학적 위치로 되돌립니다. ML의 상부 측면의 기저 위로 봉합사 끝을 근사화하고 로브의 기저부에 묶으십시오. 결찰된 ML을 절제하고 봉합사 넥타이 주위에 작은 남은 조직 커프를 남깁니다. 지혈을 확인합니다.
  7. 간을 오른쪽에서 왼쪽으로 움직여 우측 상엽과 하엽을 노출시키고 이 엽을 내측과 하엽으로 조심스럽게 반사합니다. RUL의 상부 내측 측면에 5-0 봉합사를 감싸서 봉합사가 RUL 기저부를 둘러싸도록 한 다음 RUL을 흉부 쪽으로 반사합니다. RUL 아래에 봉합사를 감싸고 끝을 베이스에 가깝게 묶은 다음 절제하여 봉합사 넥타이 주위에 작은 남은 조직 커프를 남깁니다.
    참고: RUL의 기저부에 너무 근접하게 묶으면 RLL에 대한 혈액 공급이 손상되어 RLL의 허혈이 발생하고 수술 후 24시간 이내에 마우스가 죽을 수 있습니다. 반대로, RUL 기저부에서 너무 멀리 묶으면 간 종괴의 절제량이 감소하여 수술 후 생존율이 예상보다 높아집니다.
  8. 남은 간을 해부학적 위치로 되돌리고 지혈을 확인합니다. 필요한 경우 절제된 간 가장자리에서 경미한 출혈이 있는 부위에 거즈로 압력을 가합니다.
  9. 정중선 복벽(근막 및 근육층)을 5-0 폴리글락틴 봉합사를 사용하여 중단 없이 닫습니다. 스테이플 또는 5-0 모노필라멘트 봉합사로 피부 절개 부위를 봉합합니다.
  10. 마취를 중단하고 쥐가 의식을 회복하고 정상적으로 걸을 수 있을 때까지 모니터링하십시오.

3. 수술 후 관리

  1. 수술 후 쥐를 관찰하여 적절한 회복(즉, 쥐가 깨어 있고, 깨어 있고, 케이지 내에서 보행 상태)과 통증 조절을 확인합니다. 시술 후 2시간에서 6시간까지 마우스를 검사하고 그 후에는 매일 검사하십시오.
    알림: 수술 후 쥐가 케이지 내에서 더 느리게 움직일 것으로 예상됩니다. 생쥐는 다른 생쥐로부터 격리된 케이지에서 회복해야 하며 완전히 회복된 경우에만 다른 생쥐와 함께 있어야 합니다.
  2. 마우스가 무감각한 체액이나 수술로 인한 과도한 출혈로 인해 저혈량증이 된 경우 따뜻한 생리식염수 주사(0.1-1.0mL, 피하 또는 복강내)를 투여합니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

78%의 장시간 간절제술이 성공적이라면 8-12주 된 건강한 성인 마우스에서 1주일 이내에 50%의 사망률을 유발할 것으로 예상된다16. 적절하게 시행하면 출혈을 최소화할 수 있습니다. 지속되는 잔류 출혈은 수동 압력으로 제어할 수 있습니다. 수술 후 24시간 이내에 수술 전후 사망하는 것은 종종 기술적 오류로 인해 발생합니다. 기술적 결함에는 난치성 수술 중 출혈을 유발하는 큰 혈관의 부주의한 손상이 포함됩니다. 절제된 간 가장자리의 잔류 출혈로 인한 수술 후 상당한 출혈; 인접한 문맥 트라이어드(portal triad), 문맥(portal vein) 또는 IVC의 부주의한 결찰(ligation)과 같은 주변 구조에 대한 손상; RLL의 허혈은 RUL의 결찰에 이차적으로 로브 기저부에 너무 근접합니다. 전신 마취로 인한 합병증. 간 기능 부전의 징후로는 진행성 무기력, 모발 뭉침, 식욕 부진, 저혈당 등이 있으며, 이는 종종 수술 후 24시간 이내에 명백해집니다.

78%의 장시간 간절제술 후 예상되는 두 가지 결과는 생존 또는 사망입니다. 첫 번째 시나리오에서 쥐는 수술 후 적절하게 회복하고 72시간 이내에 정상적인 활동을 재개하며 7일 이상 생존합니다. 수술 후 9-10일 후에 시행된 개복술은 수술 전 간 종괴 4,16,17,18의 완전한 회복을 보여줍니다. 두 번째 결과는 수술 후 2-7일 이내에 사망하는 것입니다. 마우스는 수술 후 첫 12시간 내에 초기 회복 징후를 보일 수 있지만, 수술 후에는 전격성 간부전의 발병으로 인해 상대적으로 빠르게 악화된다16. 쥐는 죽을 때까지 스트레스, 체중 감소 및 점진적인 무기력의 징후를 보입니다. 예상치 못한 결과의 예로는 기술적 합병증으로 인한 사망 또는 78%의 장기 간절제술 후 50%를 훨씬 웃돌거나 밑도는 마우스 생존율 등이 있습니다.

우리 연구실은 이 78% 간 절제술을 개척하였으며, 이전 논문에서 8주 된 건강한 BALB/c 마우스에서 78% 간 절제술을 연장하면 50%의 치사율이 발생하며, 이는 생쥐 간이 재조합 아데노바이러스16을 사용하여 정맥 주사로 전달되는 A20(Tumor Necrosis Factor Inducible Protein 3[TNFAIP3])을 발현하도록 사전 조작된 경우 폐지될 수 있음을 보여주었습니다. Longo et al.의 이 연구에서, 건강한 BALB/c 마우스는 인간 A20(rAd.A20)을 발현하는 재조합 아데노바이러스 벡터 또는 대조군 β-갈락토시다아제(rAd.βGal)를 투여한 지 5일 후에 78% 퍼센트의 간절제술을 받았습니다. 추가적인 비치료 대조군도 포함되었다. 78%의 간절제술 후, Longo 등은 치료받지 않은 12마리의 쥐 중 6마리(50%)가 수술에서 살아남는 것을 관찰했습니다(그림 2)16.

숙련도를 결정하는 두 가지 요인은 1) 위에 나열된 기술적 합병증을 제한하는 것인데, 그 중 가장 중요한 것은 RLL 허혈로 인해 조기 사망을 유발하는 것이고, 2) RUL의 충분한 동원을 보장하는 것인데, 이것 없이는 RUL의 전체 크기를 인식하지 못하여 적절하게 절제하지 못합니다. 이렇게 하면 절제된 간 질량의 양이 줄어들어 전체 생존율이 예상 50% 이상으로 훨씬 향상됩니다. 연구자/저자의 초기 교육 기간에서, 11-21주 된 건강한 성인 남성 및 여성 CD1 및 C57BL/6 마우스 15마리 중 10마리(67%)가 78% 간절제술 후 1주일 동안 생존했습니다(3명의 기술적 사망 제외)(표 1)19,20,21. 78%의 간절제술 후 예상되는 50%의 생존율을 달성하기 위해서는 RUL 동원을 개선하고 추정된 퍼센트 간절제술로 측정된 적절한 절제를 촉진하기 위한 쥐의 간 해부학적 이해에 대한 이해의 맥락에서 추가 교육이 필수적이었습니다. 기술적 숙련도가 완전히 달성되었다고 느낀 후, 16마리의 마우스 중 8마리(50%; 1명의 기술적 사망 제외)가 78%의 간절제술 후 1주일 동안 생존했습니다.

Figure 1
그림 1: 쥐의 간절제술 위치 및 간 해부학적 구조. (왼쪽) 개복술과 78% 간절제술을 위한 생쥐의 위치를 시각적으로 표현한 모습. 쥐는 정중선 개복술 절개술로 앙와위 모양으로 묘사되어 있습니다. (오른쪽) 쥐의 간 해부학적 구조는 절제 부위를 묘사하는 컬러 선으로 아래에서 묘사되었습니다. 좌엽, 정중엽, 우상엽은 기저부에서 봉합 결찰 후 순차적으로 절제합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 2
그림 2: A20을 과발현하도록 조작된 마우스의 연장된(78%) 간절제술 후 생존 이점. 대조군 미치료(비감염 NI), rAd.βGal 및 rAd.A20 처리 마우스에서 78% 확장 간절제술 후 생존 데이터. 마우스 간에서 A20의 과발현은 NI(50%) 및 rAd.βGal 대조군(13%)(n=12마리/그룹)에 비해 상당한 생존 이점을 보였습니다. 이 그림은 Longo et al.16에서 발췌한 것입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

살아 기술적 결함 합계 추정 % 간절제술 생존율
Pre-Proficiency (사전 숙련) 10 5 3 18 68 ± 3.9% 10/15 (66%)
포스트 숙련 8 8 1 17 79± 2.4% 8/16 (50%)

표 1: 확장된 78% 간절제술 교육 결과. 11-21주 된 건강한 성인 CD1 및 C57BL/6 마우스에서 78% 간절제술을 연장한 후 1주일 이내에 생존 결과. 기술적 숙련도는 기술적 성공의 관찰 가능한 개선과 우측 상엽의 적절한 절제를 통해 자가 결정되었으며, 이는 추정된 간절제술(평균 ± SEM)로 계산되었습니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

생쥐에서 50%의 치사율을 유발하는 78%의 장시간 간절제술을 성공적으로 수행하기 위해서는 각 간엽을 정밀하게 절제하는 것이 중요합니다. 이러한 수준의 역량과 정밀도는 절차를 반복적으로 수행하는 경우에만 달성 할 수 있습니다. 교육 곡선은 작업자마다 다르지만 일반적으로 3-6개월의 연습이 필요합니다. TLM의 78% 미만을 제거하는 간 절제술은 생존율을 높이는 반면, TLM의 78% 이상을 제거하는 간 절제술은 더 높은 치사율을 초래합니다. 각 엽 절제술은 같은 정도는 아니지만 까다롭습니다.

좌엽은 신뢰할 수 있는 절제가 가장 쉽습니다. LL 기저부는 좁기 때문에 우월하게 반사될 때 작업자는 간 기저부를 쉽게 식별하고 매번 거의 동일한 엽 절제량으로 동일한 위치에 봉합사를 연결할 수 있습니다. 정중엽은 LL 및 RUL과 비교할 때 가장 넓은 베이스를 가지고 있습니다. 따라서 작업자는 봉합사를 배치해야 하는 위치를 신중하게 추정하고 엽을 절제하기 전에 ML 기저부에서 봉합사 끝을 신중하게 근사화해야 합니다. ML이 너무 가깝게 묶이면 봉합사가 정맥 간 배출을 손상시키거나 IVC에서 심장으로의 혈액 순환을 방해할 수 있습니다. ML이 너무 원위부로 묶여 있으면 불충분한 간 질량을 절제하게 되며, ML 염기가 더 넓기 때문에 절제 마진에서 출혈의 위험이 증가합니다. 오른쪽 상엽은 아마도 가장 확실하게 절제하기가 어려울 것입니다. 복막강에서 RUL의 해부학적 위치는 봉합사를 기저부 주위로 완전히 감싸는 것을 어렵게 만들어 이 엽의 불완전한 절제를 초래할 수 있습니다. 반대로, 봉합사가 RUL 기저부에서 너무 가깝게 묶여 있으면 우측 하엽으로의 혈액 공급이 위태로워져 이 RLL의 허혈을 유발하고 수술 후 사망 가능성을 높일 수 있습니다.

시술 관련 위험을 최소화하기 위한 다른 중요한 요소로는 독성을 줄이기 위한 전신 마취(예: 이소플루란)의 최소화와 수술 후 출혈을 제한하기 위해 각 엽 절제 후 적절한 지혈을 보장하는 것이 있습니다. 78%의 장시간 간절제술은 8-12주령 성체 마우스에서 시행하는 것이 바람직한데, 나이가 많은 마우스는 체질량이 크고 간 재생 능력이 감소하여 생존율에 더 많은 변동성을 보일 수 있는 반면, 젊은 마우스는 간의 크기가 더 작고 마취 관련 합병증의 비율이 높기 때문에 더 큰 기술적 합병증을 겪을 수 있기 때문입니다. 78%의 간절제술 후 관찰된 50%의 치사율은 개별 동물 간의 총 간 질량에 대한 각 간엽의 상대적 비율의 미묘한 해부학적 변화와 관련된 고유한 단일 마우스 특성에 해당한다고 추측합니다. 생쥐의 78% 간 절제술은 해부학적 임계값을 나타내며 동물의 50%만이 적시에 성공적으로 재생하고 생존할 수 있는 반면 나머지 50%는 그렇게 하지 못하고 죽습니다. 우리는 또한 간 조작의 미묘한 차이가 간 손상의 정도에 따라 다를 수 있으며, 따라서 이러한 미세한 균형이 재생 실패와 사망으로 왜곡될 수 있음을 인정한다22.

그럼에도 불구하고 가장 제한적인 요소는 여전히 수술 절차 자체에 대한 숙달이며, 이는 연습을 통해서만 얻을 수 있습니다. 각 간엽의 기저부에 있는 봉합사의 정확한 매핑을 통해 재현 가능한 결과를 보장하기 위해서는 연습이 필수적입니다. 한 가지 주의할 점은 드물지만 생쥐 사이의 간 해부학적 구조의 개인적 차이는 기술에 약간의 수정이 필요할 수 있다는 것입니다. 성공을 개선하기 위해 사례별로 고려해야 하는 다른 중재에는 무감각한 체액 손실이 높거나 심각한 출혈의 경우 생리식염수 볼루스의 투여, 지속적인 출혈의 경우 간 가장자리에서 장기간의 수동 압박 또는 전기 소작이 포함됩니다.

요약하면, 마우스 모델에서 확장된 78% 간절제술은 중개 과학 연구에 유용한 기술입니다. 이 절차와 관련된 기술적으로 성공적인 결과를 얻으려면 광범위한 교육이 중요합니다. 마우스는 다루기 쉽고 상대적으로 저렴할 뿐만 아니라 잘 연구된 여러 근친 교배 균주에서도 사용할 수 있으며 유전자 변형 계통(형질전환, 녹아웃(KO), 세포 유형 특이적 및 조건부 KO)가 계속 증가하여 미세한 기계론적 연구를 가능하게 합니다 3,9,23. 유전자 변형 마우스 외에도, 간 절제 후 생존 및 결과에 영향을 미치는 것으로 알려진 비알코올성 지방간 질환, 간경변 및 당뇨병을 포함한 다양한 병리학이 마우스에서 쉽게 유발될 수 있다 24,25,26,27,28,29,30,31.

앞서 언급했듯이 고전적인 2/3 PH는 여전히 매우 가치가 있지만 간 종괴가 해부학적으로 또는 기능적으로 부적절할 때(예: 지방간에서) 암 또는 간 이식 후 소형 증후군에 대한 장기 간 절제와 관련된 높은 치사율을 요약하지는 않습니다.7,32,33,34 . 이 78%의 장기 절제술을 적절하게 시행하면 수술 후 사망률이 50%에 이르며, 이는 외상이나 암에 대한 광범위한 간 절제술과 변연 간 이식 후 소형 증후군의 맥락, 그리고 중증 비알코올성 지방간염(NASH) 또는 간경변증 환자에서 단순한 간 수술 후와 같은 임상 현실을 더 잘 반영한다16, 32. 이 마우스 모델은 이러한 모든 조건에서 결과를 개선하기 위해 새로운 치료 전략을 테스트하기 위한 매우 가치 있고 필요한 개념 증명 단계를 나타냅니다. 마우스에서 양성 결과가 나오면 혁신적인 치료법의 임상적 번역에 앞서 사전 번역 대동물 연구를 수행하는 데 필요한 동물의 수를 크게 줄일 수 있습니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

공개해야 할 이해 상충은 없습니다.

Acknowledgments

이 연구는 NIH R01 보조금 DK063275와 CF에 대한 HL086741 지원되었습니다. PB 및 TA는 NHLBI T32 교육 보조금 HL007734로부터 NRSA 펠로우십을 받았습니다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2 x 2 Gauze Covidien 2146 Surgery: dissection
5-O Nylon Monofilament Suture Oasis 50-118-0631 Surgery: Skin closure
5-O Silk Suture Fine Science Tools 18020-50 Surgery: liver lobe ligation
5-O Vicryl Suture Ethicon NC9335902 Surgery: Abdominal wall closure
Addson Forceps Braintree Scientific FC028 Surgery: dissection
Alcohol Swabs (2) BD 326895 Disinfectant
Buprenorphine Extended Release Formulation  Zoopharm N/A Analgesia
Cordless Trimmer Braintree Scientific CLP-9868-14 Shaving
Curved Forceps Braintree Scientific FC0038 Surgery: dissection
Hemostat Braintree Scientific FC79-1 Surgery: dissection
Isoflurane Inhalant Anesthetic  Patterson Veterinary RXISO-250 General Anesthesia
Magnet Fixator (2-slot) (2) Braintree Scientific ACD-001 Surgery: to hold small retractors
Magnet Fixator (4-slot)  Braintree Scientific ACD-002 Surgery: to hold small retractors
Microscissors Braintree Scientific SC-MI 151 Surgery: dissection
Operating tray Braintree Scientific ACD-0014 Surgery: for establishment of surgical field 
Povidone Iodine 10% Swabstick (2) Medline MDS093901ZZ Disinfectant
Scalpel (15-blade) Aspen Surgical Products 371615 Surgery: dissection
Sharp Scissors (Curved) Braintree Scientific SC-T-406 Surgery: dissection
Sharp Scissors (Straight) Braintree Scientific SC-T-405 Surgery: dissection
Small Cotton-Tipped Applicators Fisher Scientific 23-400-118 Surgery: dissection
Tissue Forceps (Straight x2) Braintree Scientific FC1001 Surgery: dissection
Warming Pad (18" x 26") Stryker TP 700 Warming
Warming Pad Pump Stryker TP 700 Warming
Wire Handle Retractor (2)  Braintree Scientific ACD-005 Surgery: to facilitate exposure of peritoneal cavity
Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia System Braintree Scientific EZ-108SA General Anesthesia: Contains Isoflurane vaborizer & console, Induction chamber, Regulator/Hose, Facemask (M)

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28 (1), 3-11 (2008).
  2. Higgins, G., Anderson, R. Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal. Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).
  3. Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A. Liver regeneration. J Am Coll Surg. 197 (4), 634-659 (2003).
  4. Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J. Liver regeneration. Hepatology. 43 (2), S45-S53 (2006).
  5. Inderbitzin, D., et al. Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver. J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).
  6. Clavien, P. A., et al. What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality. Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).
  7. Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).
  8. Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
  9. Kamali, C., et al. Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review. Eur J Med Res. 26 (1), 6 (2021).
  10. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
  11. Borowiak, M., et al. Met provides essential signals for liver regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).
  12. Boyce, S., Harrison, D. A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse. Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).
  13. Greene, A. K., Puder, M. Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management. J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).
  14. Mitchell, C., Willenbring, H. Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 9 (6), 1532 (2014).
  15. Studer, P., et al. Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration. Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).
  16. Longo, C. R., et al. A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism. Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).
  17. Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C. Liver regeneration. Science. 276 (5309), 60-66 (1997).
  18. Diehl, A. M., Rai, R. M. Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration. FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).
  19. Diehl, L., Morse, M. A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age. , Available from: https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf (2023).
  20. CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories. , Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611 (2023).
  21. C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory. , Available from: https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx (2023).
  22. Inderbitzin, D., et al. Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model. Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).
  23. Zhou, X., et al. L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism. J Transl Med. 21 (1), 487 (2023).
  24. Linecker, M., et al. Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy. Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).
  25. Haber, B. A., et al. High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes. J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).
  26. Rickenbacher, A., et al. Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy. Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).
  27. Aravinthan, A. D., et al. The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation. Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).
  28. Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation. World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).
  29. Mahmud, N., et al. Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis. Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).
  30. Kooby, D. A., et al. Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection. J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).
  31. Ma, K., et al. A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy. Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).
  32. Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
  33. Ramsey, H. E., et al. A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression. Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).
  34. Arvelo, M. B., et al. A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis. Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).

Tags

키워드 : 확장 간절제술 부분 간절제술 간 재생 간 절제술 마우스 수술 모델 소형 증후군 간 이식
마우스 수술 모델에서 확장된 78% 간절제술
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Brennan, P., Patel, N., Aridi, T.,More

Brennan, P., Patel, N., Aridi, T., Zhan, M., Angolano, C., Ferran, C. Extended 78% Hepatectomy in a Mouse Surgical Model. J. Vis. Exp. (207), e66528, doi:10.3791/66528 (2024).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter