ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Животные модели инфаркта миокарда (ИМ), которые имитируют естественный процесс заболевания у людей, имеют решающее значение для понимания патофизиологических механизмов и проверки безопасности и эффективности новых возникающих методов лечения. Здесь мы опишем модель свиньи MI, созданную путем развертывания чрескожной эмболизационной катушки.
Abstract
Инфаркт миокарда (ИМ) является основной причиной смертности во всем мире. Несмотря на использование научно обоснованных методов лечения, включая коронарную реваскуляризацию и сердечно-сосудистые препараты, у значительной части пациентов развивается патологическое ремоделирование левого желудочка и прогрессирующая сердечная недостаточность после ИМ. Поэтому были разработаны новые терапевтические возможности, такие как клеточная и генная терапия, среди прочих, для восстановления и регенерации поврежденного миокарда. В этом контексте животные модели ИМ имеют решающее значение для изучения безопасности и эффективности этих экспериментальных методов лечения до клинического перевода. Крупные животные модели, такие как свиньи, предпочтительнее более мелких из-за высокого сходства свиного и человеческого сердца с точки зрения анатомии коронарной артерии, сердечной кинетики и процесса заживления после ИМ. Здесь мы стремились описать модель MI в свинье путем постоянного развертывания катушки. Вкратце, он включает в себя чрескожную селективную канюляцию коронарной артерии через ретроградный бедренный доступ. После коронарной ангиографии катушка разворачивается на целевой ветви под флюороскопическим наведением. Наконец, полная окклюзия подтверждается повторной коронарной ангиографией. Этот подход осуществим, хорошо воспроизводим и имитирует патогенез нереваскуляризированного ИМ человека, избегая традиционной операции на открытой грудной клетке и последующего послеоперационного воспаления. В зависимости от времени наблюдения, метод подходит для острых, подострых или хронических моделей ИМ.
Introduction
Инфаркт миокарда (ИМ) является наиболее распространенной причиной смертности, заболеваемости и инвалидности во всем мире1. Несмотря на современные терапевтические достижения, у значительной части пациентов развивается неблагоприятное ремоделирование желудочков и прогрессирующая сердечная недостаточность после ИМ, что приводит к плохому прогнозу из-за желудочковой дисфункции и внезапной смерти 2,3,4. Таким образом, новые терапевтические возможности для восстановления и / или регенерации поврежденного миокарда находятся под пристальным вниманием, а трансляционные модели ИМ на животных имеют решающее значение для проверки их безопасности и эффективности. Хотя для сердечно-сосудистых исследований было использовано несколько моделей, включая крыс 5,6, мышей 7,8, собак9 и овец10, свиньи являются одним из лучших вариантов для моделирования исследований ишемии сердца из-за их высокого сходства с людьми с точки зрения размера сердца, анатомии коронарной артерии, кинетики сердца, физиологии, метаболизма и процесса заживления после ИМ 11. 12,13,14,15.
В этом контексте существует множество различных открытых хирургических и чрескожных подходов для разработки моделей свиньев с ИМ. Подход с открытой грудной клеткой включает в себя процедуру левой боковой торакотомии и полезен при выполнении хирургического перевязки коронарной артерии 16,17, криотравмы миокарда, прижигания12 и размещения коронарной артерии гидравлического окклюда18 или амероидного констриктора19, среди прочих. Хирургическая коронарная окклюзия широко используется для тестирования новых терапевтических возможностей, таких как инженерия сердечной ткани и клеточная терапия, поскольку она обеспечивает широкий доступ и визуальную оценку сердца; однако, в отличие от ИМ человека, он может привести к хирургическим спайкам, смежным рубцам и послеоперационному воспалению17. Криотравмление и прижигание миокарда являются легко воспроизводимыми методами, но не воспроизводят патофизиологическое прогрессирование ИМ, наблюдаемое у людей12. С другой стороны, было разработано несколько чрескожных методов для получения временной или постоянной коронарной блокировки. Они включают транскоронарную или интракоронарную абляцию этанола 20,21, окклюзию с помощью баллонной ангиопластики22 или доставку тромбогенных материалов, таких как шарики агарозногогеля 23, смеси фибриногенов9 или эмболизация катушки 17,24. В то время как баллонная ангиопластика лучше подходит для исследований ишемии / реперфузии, развертывание коронарной катушки является одним из лучших вариантов для моделирования нереваскуляризированного ИМ. Этот чрескожный подход осуществим, последовательно воспроизводим и позволяет избежать операции на открытой грудной клетке. Это позволяет точно контролировать местоположение инфаркта и приводит к патофизиологии, аналогичной патофизиологии человека без реперфузированного ИМ. Кроме того, эмболизация катушки подходит для моделирования острого, подострого или хронического ИМ; хроническая застойная сердечная недостаточность; или заболевание клапанов17.
Настоящий протокол направлен на описание того, как разработать модель свиньи ИМ путем постоянного развертывания катушки. Вкратце, он включает в себя чрескожную селективную канюляцию коронарной артерии через ретроградный бедренный доступ. После коронарной ангиографии катушка разворачивается на артерии целевой ветви под флюороскопическим руководством. Наконец, полная окклюзия подтверждается повторной коронарной ангиографией.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Это исследование было одобрено Этическим комитетом Отдела экспериментов на животных Научно-исследовательского института здоровья немцев Trias i Pujol (IGTP) и государственными органами (Женералитат Каталонии; Код: 10558 и 11208), и соответствует всем руководящим принципам, касающимся использования животных в исследованиях и обучении, как определено в Руководстве по уходу и использованию лабораторных животных25.
1. Предпроцедурная подготовка животных
- Используйте скрещиваемых ландрасов X Большие белые свиньи (30-35 кг) любого пола.
- Держите животных в состоянии голодания в течение 12 ч до процедуры.
2. Седация, анестезия и обезболивание
- Успокаивайте животное внутримышечной (в/м) инъекцией кетамина (3 мг/кг), мидазолама (0,3 мг/кг) и дексмедетомидина (0,03 мг/кг). Подождите примерно 10-15 минут.
- После того, как свинья успокоится, проветрите ее кислородной (90-100%)-изофлурановой (1-2%) смесью и маской для лица, чтобы обеспечить оптимальную седацию.
- Поместите ветеринарную мазь на глаза свиньи, чтобы предотвратить сухость.
ПРИМЕЧАНИЕ: Повторяйте каждые 20 минут. - Поместите внутривенно (IV) катетер 20 Г в боковую вену уха. Вводят пропофол (1-2 мг/кг) для индуцирования анестезии.
- Как только у свиньи не будет глотательного рефлекса, интубируйте животное с помощью эндотрахеальной трубки (размер 6,5-7,0 на 30-35 кг).
ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте размер эндотрахеальной трубки в соответствии с размером свиньи. Интубацию следует проводить быстро, чтобы предотвратить более глубокую анестезирующую плоскость и длительное апноэ. - Вводят внутривенно бупренорфин (0,01 мг/кг) для внутрихирургической анальгезии. Используйте фентаниловый трансдермальный пластырь (100 мкг/ч) для послеоперационного обезболивания.
ПРИМЕЧАНИЕ: Фентаниловый пластырь наносится на паховую кожу, и он активен в течение 72 ч, чтобы ограничить послеоперационную боль. Его фармакологическое действие не начинается сразу после родов, поэтому применяйте его перед началом процедуры. - Выполняют рукавик для дыхательных путей-мешок-вентиляцию (20 надувов/мин) во время транспортировки свиньи в кабинет сосудистой интервенционной радиологии (ВИР).
- Подключите эндотрахеальную трубку к анестезиологическому аппарату, оснащенному датчиком дыхательных путей и записью капнографии.
- Запустите механическую вентиляцию с положительным давлением с FiO2 0,50, используя приливный объем 10 мл/кг и частоту 16-20 вдохов/мин. Поддерживать анестезию изофлураном (1-3%).
ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы подтвердить правильную хирургическую анестезирующую плоскость, животное не должно спонтанно дышать и не должно иметь легких рефлексов роговицы или зрачков.
3. Гемодинамический мониторинг и подготовка хирургической области
- Поместите животное на операционный стол в лежачем положении и зафиксируйте конечности к столу скотчем или бинтом.
- Поместите зонды электрокардиограммы (ЭКГ) подкожно в конечности животного для регистрации изменений в ST-сегменте, Т-волнах и частоте сердечных сокращений во время экспериментальной процедуры.
- Поместите пульсоксиметр на язык или угол губы животного и неинвазивную манжету давления на переднюю конечность.
- Измерьте ректальную /пищеводную температуру с помощью зонда.
- Очистите правую бедренную область хирургическим мылом с последующим чередованием антисептического раствора повидона-йода и спирта 3 раза в стерильных условиях.
- Убедитесь, что хирург выполняет хирургическое мытье рук и носит стерильный халат и стерильные перчатки.
- Накройте животное стерильной хирургической драпировкой.
- Подготовьте и промывайте гепаринизированным физиологическим раствором иглу, сосудистую оболочку 6F, 0,035-дюймовую проволоку с J-наконечником, 90-сантиметровый направляющий катетер 6F JR4, направляющий провод 0,014 дюйма 200 см, микрокатетер внутреннего диаметра 150 см / 0,017 дюйма и комплект для инъекционного коллектора контрастной среды.
4. Сосудистый доступ
- Пункция правой бедренной артерии чрескожным подходом с ультразвуковой пункцией. Найдите бифуркацию между поверхностной бедренной артерией и глубокой бедренной артерией.
- Расположите преобразователь на 2-3 см проксимально к бифуркации, в общей бедренной артерии, и выровняйте центр преобразователя с общей бедренной артерией.
- Поместите иглу в центр датчика и проколите артерию при ангуляции примерно 45°. Впоследствии вставляют сосудистую оболочку 6F с использованием модифицированной методики26 Селдингера.
ПРИМЕЧАНИЕ: В случае значительного спазма или гематомы, пересечение с контралатеральной бедренной артерией. - Промыть катетеры гепаринизированным солевым раствором. (5000 МЕ нефракционированного гепарина/1000 мл 0,9% NaCL).
- Вводят гепарин через оболочку (300 МЕ/кг).
5. Коронарография
- Вставьте провод J-tip в направляющий катетер JR4 и продвиньте провод через оболочку в восходящую аорту, а затем поместите катетер вверх над поверхностью клапана.
- Отсоедините провод и подключите катетер к системе инъекционного коллектора. Очистите всю систему.
- При рентгеноскопии введите катетер в левую главную коронарную артерию и введите 10 мл йодированного контрастного вещества для визуализации левой коронарной системы (рисунок 1A, C).
ПРИМЕЧАНИЕ: Важно убедиться, что форма волны артериального давления не демпфируется перед инъекцией, чтобы избежать риска коронарной диссекции. - Выполняют ангиограммы в двух ортогональных видах: левая передняя косая 40° и правая передняя косая проекции 30°.
- Продвигайте 0,014-дюймовую направляющую проволоку, предварительно собранную на микрокатетере, к средней левой передней нисходящей (LAD) или дистальной левой циркумфлексной (LCX) коронарной артерии под флюороскопическим руководством.
6. Имплантация катушки
- Под флюороскопическим руководством продвиньте микрокатетер через провод к нужному месту, где должен быть развернут спиральный имплантат. В случае окклюзии LAD поместите катушку дистальнее к первой диагональной ветви, а для LCX поместите катушку дистальнее к первой краевой ветви.
ПРИМЕЧАНИЕ: Проксимальные подходы (до первой диагональной или первой предельной ветви) имеют очень низкие показатели выживаемости. - Извлеките провод и выберите катушку.
ПРИМЕЧАНИЕ: Важно выбрать оптимальный размер и длину катушки. Маленькая или короткая катушка может плохо позиционироваться в просвете сосуда и имеет очень высокий риск дистальной миграции из-за контрастных инъекций или спонтанных, что приводит к меньшему размеру инфаркта. Большая или длинная катушка может пропасть проксимально к сосуду и произвести более крупный инфаркт, чем хотелось бы. Выбор правильной катушки особенно важен, если используются необнаруживаемые катушки, так как они не могут быть удалены. Оптимальный размер на 1-2 мм больше, чем просвет сосуда, подлежащего эмболизации, а длина между 20-60 мм обычно достаточна для 30-40-килограммовых свиней. - Подайте катушку через микрокатетер и медленно введите 5 мл йодированного контрастного вещества под рентгеноскопией, чтобы визуализировать правильное положение катушки.
- Удалите микрокатетер внутри направляющего катетера и поместите направляющую в боковую ветвь для выполнения контрольных инъекций и обеспечения доступа к артерии в случае необходимости имплантации второй катушки.
- Подождите, пока катушка тромбирует и закупорет артерию.
ПРИМЕЧАНИЕ: При закупорке артерии могут наблюдаться изменения в электрокардиограмме. Другим способом проверки полной артериальной окклюзии является выполнение медленных инъекций йодированного контраста каждые 10 мин (рисунок 1B, D). Если артерия не закупоривается в течение 20-30 мин, может потребоваться еще один спиральный имплантат.
7. Окончание процедуры
- Как только артерия закупорена, вводят непрерывную внутривенную инфузию лидокаина (50-100 мкг/кг/мин) в течение не менее 1 ч для предотвращения аритмических эпизодов.
- Выполните ангиограмму, чтобы убедиться, что нет потока дистальнее окклюзии.
- Извлеките проволоку, микрокатетер и направляющий катетер.
- Снимите оболочку и выполните ручное сжатие в течение 20 минут.
8. Послеоперационная процедура и восстановление животных
- Наблюдайте за животным до полного выздоровления, используя ЭКГ, ректальную температуру, пульсоксиметрию и капнографию.
ПРИМЕЧАНИЕ: При желудочковых аритмиях вводят болюс лидокаина (1,5-3,5 мг/кг). - Вводят в/м инъекции тулатромицина (2,5 мг/кг) в качестве профилактической послеоперационной антибиотикотерапии. Для послеоперационной анальгезии перед хирургической процедурой вводится трансдермальный фентаниловый пластырь (шаг 2.6).
- Выключите изофлуран и поддерживайте механическую вентиляцию до тех пор, пока животное не начнет дышать спонтанно.
- Когда свинья восстановит глотательный рефлекс, удалите эндотрахеальную трубку. ПРИМЕЧАНИЕ: Проверьте, есть ли у животного хороший SpO2 (более 95%) до и после экстубации.
- Транспортируйте животное в индивидуальную клетку. Поместите животное над одеялом с горячей водой и накройте его термодрапировкой, чтобы избежать послеоперационного переохлаждения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не возвращайте свинью в компанию других животных, пока она полностью не выздоровеет. - Наблюдайте за животным до тех пор, пока оно не придет в достаточное сознание для поддержания стернального покоя.
9. Оценка и мониторинг послеоперационной боли
- Во время послеоперационного наблюдения следите за общим состоянием животных, включая частоту дыхания, потребление пищи и воды, активность и взаимодействие с другими людьми, внешний вид и окраску кожи, а также эволюцию хирургической раны.
- Применяйте протокол ежедневного наблюдения в соответствии со следующими критериями оценки: - Вес:
0: Нормальный
1: <10% потеря веса
2: 10-20% потеря веса
3:> потеря веса на 20%
- Состояние организма:
0: Хорошо: незаметные позвонки, тазовые или спинномозговые кости
2: Регулярный: признаки сегментации позвоночника, пальпируемые тазовые кости
3: Истощение: чрезвычайно выраженный скелет, мало или вообще нет мяса, чтобы покрыть
- Поведение:
0: Нормальный: активный и интерактивный в вашей среде
1: Небольшое снижение активности и менее интерактивный
2: Аномальный: выраженное снижение активности, изолированное
3: Ненормальный: неподвижный или гиперактивный, возможный самоповреждение
- Внешний вид:
0: Нормальный: кожа / волосы блестящие и глаза яркие
1: Исчезает бальзамирование, кожа/волосы без блеска
2: Плохая кожа / носовая секреция
3: Плохая кожа, ненормальная или сгорбленная осанка
- Поведенческие расстройства:
0: Нет
1: Неспособность нормально двигаться
2: Невозможно добраться до еды / питья, изолированный от других животных
3: Намерение спрятаться/загнать в угол, не реагирует на раздражители (умирает)
- Клинические признаки:
0: Нет
1: Гипотермия, лихорадка, легкая дыхательная недостаточность
2: Инфицирование хирургической раны, умеренная дыхательная недостаточность со слизисто-кровянистыми выделениями
3: Сердечная недостаточность, тяжелая дыхательная недостаточность (цианоз, открытый рот)
Счёт:
- 1-5: Наблюдение за животными один раз в день.
- 6-12: Обеспечьте поддерживающую терапию, если это необходимо.
- Любое животное с оценкой 3 по любому из вышеперечисленных параметров или с общим баллом >12 будет усыплено.
ПРИМЕЧАНИЕ: Животные должны ежедневно контролироваться персоналом по уходу за животными и два раза в неделю исследовательской и ветеринарной командой. - Хотя от процедуры не ожидается боли и дистресса, если какое-либо животное проявляет признаки боли, дайте анальгетическую терапию (трамадол, перорально, 2-4 мг / кг, ежедневно). Если какое-либо животное не реагирует на обезболивающие препараты и проявляет признаки хронической боли (очень низкая вероятность), усыпьте животное при передозировке анестетика (тиопентал натрия, в/в, 200 мг/кг).
- Если хирургическая рана показывает признаки инфекции (низкая вероятность), несмотря на назначенную антибактериальную терапию, ежедневно обрабатывайте рану и инициируйте новую схему антибиотикотерапии (сульфат цефхинома, в/м, 2 мг/кг, ежедневно).
10. Метод эвтаназии
- Под предыдущей седацией и анестезией, как описано ранее, вводят внутривенную передозировку тиопентала натрия (200 мг/кг).
- Подтвердить кардиореспираторную остановку и смерть путем мониторинга жизненно важных показателей (электрокардиограмма, артериальное давление, капнография).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Выживаемость и местоположение ИМ
Пятьдесят семь свиней подверглись имплантации коронарной катушки в крайнюю ветвь LCX (n = 25; 12 самок и 13 самцов) или в LAD между первой и второй диагональными ветвями (n = 32; 16 самок и 16 самцов) коронарной артерии и наблюдались в течение 30 дней. Выживаемость животных, подвергшихся ИМ в маргинальной ветви LCX, составляла 80% (n = 20). Три свиньи умерли в результате смертельных осложнений, связанных с атриовентрикулярным (AV) блоком и асистолией до развертывания катушки, а 2 свиньи умерли после фибрилляции желудочков (VF), связанной с трансмуральным ИМ после размещения катушки. Выживаемость животных, представленных ИМ в LAD, составила 72% (n = 23): 1 свинья умерла из-за AV-блокады и асистолии после развертывания катушки и 8 животных после VF (5 после развертывания катушки, 2 через 12-48 ч после ИМ и один через 26 дней после ИМ). Показатели выживаемости различались между маргинальной ветвью LCX (2-2,5 мм в диаметре) и средней LAD (2,5-3 мм в диаметре) MI, вероятно, из-за большего расширения инфаркта в модели LAD.
Магнитно-резонансная томография (МРТ) проводилась у всех животных через 30 дней после ИМ. На рисунке 2 показаны поздние МРТ-изображения МРТ с улучшенным гадолинием маргинальной ветви LCX (рисунок 2A, C) и дистальных моделей инфаркта LAD (рисунок 2B, D). Как показано на рисунке, развертывание катушки в маргинальной коронарной артерии LCX влияет на боковую стенку LV, в то время как межжелудочковая перегородка является наиболее пострадавшей областью в дистальном размещении LAD. Эти результаты были также подтверждены после разрезания сердца (рисунок 2E,F).
Рисунок 1: Коронарография, переднезадняя проекция. Репрезентативные изображения пред- (A,B) и пост-катушки (белые стрелки) развертывания (C,D) в краевой ветви LCX и дистальной коронарной артерии LAD. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Магнитно-резонансная томография и срезы сердечной ткани. Репрезентативные T1 3-камерные (A,B) и короткоосевые (C,D) изображения с замедленным улучшением для LCX маргинального и дистального инфаркта LAD. Изображения показывают здоровый (черный) и инфарктный (белый) миокард. Фотографии отделов сердца после LCX маргинального (E) и дистального LAD MI (F). Стрелки указывают на местоположение и расширение инфарктной зоны. Шкала = 1 см Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Катушка, развернутая в коронарной артерии, обеспечивает воспроизводимую и последовательную доклиническую нереперфузированную модель ИМ у свиней, которая может быть использована для разработки и тестирования новых сердечно-сосудистых терапевтических стратегий.
В наших руках смертность при наблюдении составила 19%, связанных с осложнениями ИМ, в основном в течение первых 24 ч процедуры. Все эти смерти связаны с естественной историей нереперфузированного ИМ и были основными результатами исследования. Один из наиболее важных шагов в этом протоколе основан на вхождении микрокатетера в коронарные артерии. В некоторых случаях продвижение микрокатетера вызывало вагусную реакцию, приводящую к тяжелой гипотензии, AV-блокаде и, наконец, асистолии. Тем не менее, этого можно избежать, вводя внутривенный болюс адреналина (0,001 мг / кг) перед продвижением микрокатетера. Еще одним осложнением является возникновение злокачественных аритмий, которые могут привести к ВФ. Эти эпизоды обычно возникают через 30 мин после имистации. Мы рекомендуем использовать лидокаин с непрерывной скоростью инфузии (50-100 мкг/кг/мин) в течение не менее 1 ч для снижения риска желудочковых аритмий. В качестве альтернативы можно вводить непрерывную инфузию амиодарона (50-80 мкг/кг/мин). Однако при возникновении желудочковых аритмических явлений рекомендуется доставлять болюс лидокаина (1,5–3,5 мг/кг). При выраженной брадикардии рекомендуется прием атропина болюсного (0,01 мг/кг), перфузии норадреналина (0,05-3 мкг/кг/мин) при легкой или умеренной гипотензии и адреналина (0,03 мг/кг) при выраженной гипотензии, электромеханической диссоциации, AV-блокаде или асистолии. Однако, когда возникает VF, желудочковая дефибрилляция 320J должна быть применена монофазным сердечным дефибриллятором и повторяться до тех пор, пока животное не восстановит свой сердечный ритм. Когда требуется несколько желудочковых дефибриляций или возникает асистолия, выполните ручные компрессии грудной клетки (80-90 компрессий / мин), угнетая грудную клетку на 4 дюйма, и подключите животное к аппарату искусственной вентиляции легких под 100% O2.
Если интервенционная процедура продлена более чем на один час, полезно контролировать уровень антикоагуляции с помощью активированного теста на время свертывания крови, чтобы убедиться, что он превышает 300 секунд. Если он короче, следует ввести дополнительную дозу гепарина.
В случае, если окклюзионный тромб не образуется после развертывания катушки коронарной артерии, мы рекомендуем размещение другой катушки. Другим вариантом может быть введение протамина (1 мг / 100 МЕ UFH) для облегчения образования сгустка, хотя существует риск образования тромба в направляющем катетере и последующей эмболизации во время контрольной инъекции.
Многие другие модели окклюзии были описаны для имитации ИМ на основе прекращения коронарного потока путем перевязки артерий, амероидного констриктора или баллонной инфляции. Однако развернутая катушка запускает каскад коагуляции с образованием тромба, который закупоривает коронарную артерию. Этот механизм максимально точно имитирует патофизиологию ИМ человека по сравнению с другими неинвазивными методами, такими как окклюзия баллона. Несмотря на то, что нереперфузированный ИМ приводит к более обширному рубцеванию, менее жизнеспособному миокарду и большему снижению сердечной функции, чем модели27 ишемии-реперфузии, он больше подходит для скрининговой противовоспалительной терапии, обратного ремоделирования сердца и терапии генами или стволовыми клетками для лечения сердечно-сосудистых заболеваний28.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать
Acknowledgments
Мы выражаем благодарность Центру сравнительной медицины и биовизуализации Каталонии (CMCiB) и сотрудникам за их вклад в реализацию животной модели. Эта работа была поддержана Институтом спасения Карлоса III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Испанским обществом кардиологии и Женералитатом Каталонии [2017-SGR-483]. Эта работа также финансировалась проектами Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] и CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] в рамках Национального плана I+D+I и совместно финансировалась ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Доктор Фадеуйе получил грант испанского общества кардиологов (Мадрид, Испания).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R.
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
Tags
Медицина выпуск 177 инфаркт миокарда свиньи развертывание катушки доклиническая модель.Erratum
Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022.
Citeable Link.
An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.
Step 3.5 was updated from:
Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions
to:
Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.
Section 9 was updated from:
9. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
to:
9. Postoperative pain assessment and monitoring
- During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
- Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
- Weight:
0: Normal
1: <10% weight loss
2: 10-20% weight loss
3:> 20% weight loss
- Body condition:
0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover
- Behavior:
0: Normal: Active and interactive in your environment
1: Slight decline in activity and less interactive
2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm
- Physical appearance:
0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
1: Disappears embalming, skin/hair without shine
2: Poor skin/nasal secretions
3: Poor skin, abnormal or hunched posture
- Behavioral disorders:
0: None
1: Inability to move normally
2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)
- Clinical signs:
0: None
1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)
Score:
- 1-5: Supervise the animals once a day.
- 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
- Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team. - Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
- If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).
10. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
