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Medicine

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

Published: November 4, 2021 doi: 10.3791/63172
Automatic Translation
*1,2, *3, 3, 3, 1,3, 3,4, 3,4, 1,3,4
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) que emulan el proceso natural de la enfermedad en humanos son cruciales para comprender los mecanismos fisiopatológicos y probar la seguridad y eficacia de las nuevas terapias emergentes. Aquí, describimos un modelo porcino MI creado mediante el despliegue de una bobina de embolización percutánea.

Abstract

El infarto de miocardio (IM) es la principal causa de mortalidad en todo el mundo. A pesar del uso de tratamientos basados en la evidencia, incluida la revascularización coronaria y los medicamentos cardiovasculares, una proporción significativa de pacientes desarrolla remodelación patológica del ventrículo izquierdo e insuficiencia cardíaca progresiva después del IM. Por ello, se han desarrollado nuevas opciones terapéuticas, como las terapias celulares y génicas, entre otras, para reparar y regenerar el miocardio lesionado. En este contexto, los modelos animales de IM son cruciales para explorar la seguridad y eficacia de estas terapias experimentales antes de la traducción clínica. Los modelos animales grandes como los cerdos son preferidos sobre los más pequeños debido a la alta similitud de los corazones porcinos y humanos en términos de anatomía de la arteria coronaria, cinética cardíaca y el proceso de curación post-IM. Aquí, nuestro objetivo fue describir un modelo de IM en cerdo mediante el despliegue permanente de bobinas. Brevemente, comprende una canulación percutánea selectiva de la arteria coronaria a través del acceso femoral retrógrado. Después de la angiografía coronaria, la bobina se despliega en la rama objetivo bajo guía fluoroscópica. Finalmente, la oclusión completa se confirma mediante angiografía coronaria repetida. Este enfoque es factible, altamente reproducible y emula la patogénesis del IM humano no revascularizado, evitando la cirugía tradicional de tórax abierto y la posterior inflamación postoperatoria. Dependiendo del momento del seguimiento, la técnica es adecuada para modelos de IM agudos, subagudos o crónicos.

Introduction

El infarto de miocardio (IM) es la causa más prevalente de mortalidad, morbilidad y discapacidad en todo el mundo1. A pesar de los avances terapéuticos actuales, una proporción significativa de pacientes desarrolla remodelación ventricular adversa e insuficiencia cardíaca progresiva después del IM, lo que resulta en un mal pronóstico debido a la disfunción ventricular y la muertesúbita 2,3,4. Por lo tanto, las nuevas opciones terapéuticas para reparar y / o regenerar el miocardio lesionado están bajo escrutinio, y los modelos animales de IM traslacionales son cruciales para probar su seguridad y eficacia. Aunque se han utilizado varios modelos para la investigación cardiovascular, incluidas las ratas 5,6, los ratones 7,8, los perros9 y las ovejas10, los cerdos son una de las mejores opciones para modelar estudios de isquemia cardíaca debido a su alta similitud con los humanos en términos de tamaño del corazón, anatomía de la arteria coronaria, cinética cardíaca, fisiología, metabolismo y el proceso de curación post-IM 11, 12,13,14,15.

En este contexto, se dispone de muchos enfoques quirúrgicos y percutáneos abiertos diferentes para desarrollar modelos porcinos IM. El abordaje de tórax abierto implica un procedimiento de toracotomía lateral izquierda y es útil en la realización de ligadura quirúrgica de la arteria coronaria 16,17, criolesión miocárdica, cauterización12 y colocación de la arteria coronaria de una oclusión hidráulica18 o un constrictor ameroide19, entre otros. La oclusión coronaria quirúrgica se ha utilizado ampliamente para probar nuevas opciones terapéuticas como la ingeniería de tejidos cardíacos y la terapia celular, ya que permite un amplio acceso y evaluación visual del corazón; sin embargo, a diferencia del IM humano, puede resultar en adherencias quirúrgicas, cicatrices adyacentes e inflamación postoperatoria17. La criolesión miocárdica y la cauterización son técnicas fácilmente reproducibles pero no reproducen la progresión fisiopatológica del IM observada en humanos12. Por otro lado, se han desarrollado varias técnicas percutáneas para producir bloqueo coronario temporal o permanente. Estos comprenden la ablación transcoronaria o intracoronariade etanol 20,21, la oclusión por angioplastia con balón22 o la administración de materiales trombogénicos como perlas de gel de agarosa23, mezclasde fibrinógeno 9 o embolización en bobina17,24. Si bien la angioplastia con balón es más adecuada para los estudios de isquemia/reperfusión, el despliegue de la bobina coronaria es una de las mejores opciones para modelar el IM no revascularizado. Este enfoque percutáneo es factible, consistentemente reproducible y evita la cirugía de tórax abierto. Permite un control preciso de la ubicación del infarto y da como resultado una fisiopatología similar a la de un IM humano no reperfundido. Además, la embolización en espiral es adecuada para modelar el IM agudo, subagudo o crónico; insuficiencia cardíaca congestiva crónica; o enfermedad valvular17.

El presente protocolo tiene como objetivo describir cómo desarrollar un modelo porcino MI mediante el despliegue permanente de bobinas. Brevemente, comprende una canulación percutánea selectiva de la arteria coronaria a través del acceso femoral retrógrado. Después de la angiografía coronaria, se despliega una bobina en la arteria de la rama objetivo bajo guía fluoroscópica. Finalmente, la oclusión completa se confirma mediante angiografía coronaria repetida.

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Protocol

Este estudio ha sido aprobado por el Comité Ético de la Unidad de Experimentación Animal del Instituto de Investigación Sanitaria Germans Trias i Pujol (IGTP) y autoridades gubernamentales (Generalitat de Catalunya; Código: 10558 y 11208), y cumple con todas las directrices relativas al uso de animales en la investigación y la enseñanza según lo definido por la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio25.

1. Preparación preprocedural de animales

  1. Use cerdos cruzados Landrace X Large White (30-35 kg) de ambos sexos.
  2. Mantenga a los animales en un estado de ayuno durante 12 h antes del procedimiento.

2. Sedación, anestesia y analgesia

  1. Sedar al animal con una inyección intramuscular (IM) de ketamina (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) y dexmedetomidina (0,03 mg/kg). Espere aproximadamente 10-15 min.
  2. Una vez que el cerdo esté sedado, ventilarlo con una mezcla de oxígeno (90-100%)-isoflurano (1-2%) y una mascarilla para asegurar una sedación óptima.
  3. Coloque un ungüento veterinario en los ojos del cerdo para evitar la sequedad.
    NOTA: Repetir cada 20 min.
  4. Coloque por vía intravenosa (IV) un catéter de 20 G en una vena lateral del oído. Administrar propofol (1-2 mg/kg) para inducir la anestesia.
  5. Una vez que el cerdo no tenga reflejo de deglución, intubar al animal con un tubo endotraqueal (tamaño 6.5-7.0 para 30-35 kg).
    NOTA: Ajuste el tamaño del tubo endotraqueal de acuerdo con el tamaño del cerdo. La intubación debe llevarse a cabo rápidamente para prevenir un plano anestésico más profundo y apnea prolongada.
  6. Administrar buprenorfina IV (0,01 mg/kg) para la analgesia intraquirúrgica. Use un parche transdérmico de fentanilo (100 μg/h) para la analgesia postoperatoria.
    NOTA: El parche de fentanilo se aplica a la piel inguinal, y está activo durante 72 h para limitar el dolor postoperatorio. Su efecto farmacológico no comienza inmediatamente después del parto, por lo tanto, aplíquelo antes de comenzar el procedimiento.
  7. Realizar la ventilación de la unidad de la bolsa de la máscara de las vías respiratorias (20 inflados/min) durante el transporte del cerdo a la sala de radiología intervencionista vascular (VIR).
  8. Conecte el tubo endotraqueal a la máquina de anestesia equipada con un sensor de las vías respiratorias y grabación de capnografía.
  9. Iniciar ventilación mecánica con presión positiva con FiO2 0,50, utilizando un volumen corriente de 10 mL/kg y una frecuencia de 16-20 respiraciones/min. Mantener la anestesia con isoflurano (1-3%).
    NOTA: Para confirmar el plano anestésico quirúrgico correcto, el animal no debe estar respirando espontáneamente ni tener reflejos de luz corneales o pupilares.

3. Monitorización hemodinámica y preparación del área quirúrgica

  1. Coloque al animal en la mesa de operaciones en posición supina y fije las extremidades a la mesa con cinta adhesiva o vendaje.
  2. Coloque sondas de electrocardiograma (ECG) por vía subcutánea en las extremidades del animal para registrar los cambios en el segmento ST, las ondas T y la frecuencia cardíaca durante el procedimiento experimental.
  3. Coloque un oxímetro de pulso en la lengua o en una esquina del labio del animal y el manguito de presión no invasivo en la extremidad anterior.
  4. Mida la temperatura rectal/esofágica con una sonda.
  5. Limpie el área femoral derecha con jabón quirúrgico seguido de una solución antiséptica de povidona-yodo alternada y alcohol 3 veces en condiciones estériles.
  6. Asegúrese de que el cirujano realice el lavado de manos quirúrgico y use una bata estéril y guantes estériles.
  7. Cubra al animal con una cortina quirúrgica estéril.
  8. Prepare y enjuague con solución salina heparinizada la aguja, una vaina vascular 6F, un alambre con punta J de 0.035 pulgadas, un catéter guía 6F JR4 de 90 cm, un alambre guía de 0.014 pulgadas y 200 cm, un microcatéter de diámetro interior de 150 cm de longitud / 0.017 pulgadas y el kit de colector de inyección de medio de contraste.

4. Acceso vascular

  1. Punción de la arteria femoral derecha mediante un abordaje percutáneo con punción guiada por ultrasonido. Localizar la bifurcación entre la arteria femoral superficial y la arteria femoral profunda.
  2. Coloque el transductor 2-3 cm proximal a la bifurcación, en la arteria femoral común, y alinee el centro del transductor con la arteria femoral común.
  3. Coloque la aguja en el centro del transductor y perfore la arteria a una angulación de aproximadamente 45°. Posteriormente, inserte una vaina vascular 6F utilizando la técnica de Seldinger modificada26.
    NOTA: En caso de espasmo o hematoma significativo, cruce a la arteria femoral contralateral.
  4. Enjuague los catéteres con solución salina heparinizada. (5000 UI de heparina no fraccionada/1000 ml de NaCL al 0,9%).
  5. Administrar heparina a través de la vaina (300 UI/kg).

5. Angiografía coronaria

  1. Inserte el alambre de punta J en el catéter guía JR4 y avance el cable a través de la vaina hacia la aorta ascendente, y luego coloque el catéter sobre la superficie valvular.
  2. Retire el cable y conecte el catéter al sistema del colector de inyección. Purgar todo el sistema.
  3. Bajo fluoroscopia, coloque el catéter en la arteria coronaria principal izquierda e inyecte 10 ml de medio de contraste yodado para visualizar el sistema coronario izquierdo (Figura 1A, C).
    NOTA: Es importante asegurarse de que la forma de onda de la presión arterial no se humedezca antes de la inyección para evitar el riesgo de disección coronaria.
  4. Realizar angiogramas en dos vistas ortogonales: proyección oblicua anterior izquierda de 40° y oblicua anterior derecha de 30°.
  5. Avance un cable guía de 0.014 pulgadas premontado en el microcatéter hacia la arteria coronaria media izquierda anterior descendente (LAD) o circunfleja izquierda distal (LCX) bajo guía fluoroscópica.

6. Implantación de bobinas

  1. Bajo guía fluoroscópica, avance el microcatéter a través del cable hasta la ubicación deseada donde se debe desplegar el implante de bobina. En el caso de la oclusión LAD, coloque la bobina distal a la primera rama diagonal, y para LCX, coloque la bobina distal a la primera rama marginal.
    NOTA: Los abordajes proximales (antes de la primera diagonal o primeras ramas marginales) tienen tasas de supervivencia muy bajas.
  2. Retire el cable y seleccione la bobina.
    NOTA: Es importante seleccionar el tamaño y la longitud óptimos de la bobina. Una bobina pequeña o corta puede no posicionarse bien en la luz del vaso y tiene un riesgo muy alto de migración distal debido a inyecciones de contraste o espontáneas, lo que resulta en un tamaño de infarto más pequeño. Una bobina grande o larga puede prolapsar proximal al vaso y producir un infarto más grande de lo deseado. La elección de la bobina correcta es especialmente importante si se utilizan bobinas no detectables, ya que no se pueden quitar. El tamaño óptimo es 1-2 mm más grande que la luz del recipiente a embolizar, y la longitud entre 20-60 mm suele ser adecuada para cerdos de 30-40 kg.
  3. Entregue la bobina a través de microcatéter e inyecte lentamente 5 ml de medio de contraste yodado bajo fluoroscopia para visualizar la posición correcta de la bobina.
  4. Retire el microcatéter dentro del catéter guía y coloque la guía en una rama lateral para realizar inyecciones de control y garantizar el acceso a la arteria en caso de que sea necesario implantar una segunda bobina.
  5. Espere a que la bobina trombose y ocluya la arteria.
    NOTA: Cuando la arteria está ocluida, se pueden observar cambios en el electrocardiograma. Otra forma de comprobar la oclusión arterial completa es realizar inyecciones lentas de contraste yodado cada 10 min (Figura 1B, D). Si la arteria no se ocluye dentro de los 20-30 minutos, se puede requerir otro implante de bobina.

7. Fin del procedimiento

  1. Una vez ocluida la arteria, administrar una infusión intravenosa continua de lidocaína (50-100 μg/kg/min) durante al menos 1 h para prevenir episodios arrítmicos.
  2. Realice una angiografía para asegurarse de que no haya flujo distal a la oclusión.
  3. Retire el alambre, el microcatéter y el catéter guía.
  4. Retire la funda y realice la compresión manual durante 20 min.

8. Procedimiento postoperatorio y recuperación animal

  1. Monitoree al animal hasta que esté completamente recuperado, utilizando ECG, temperatura rectal, oximetría de pulso y capnografía.
    NOTA: En caso de arritmias ventriculares, administrar un bolo de lidocaína (1,5-3,5 mg/kg).
  2. Administrar una inyección IM de tulatromicina (2,5 mg/kg) como tratamiento antibiótico postoperatorio profiláctico. Para la analgesia postquirúrgica, se administra un parche transdérmico de fentanilo antes del procedimiento quirúrgico (paso 2.6).
  3. Apague el isoflurano y mantenga la ventilación mecánica hasta que el animal comience a respirar espontáneamente.
  4. Cuando el cerdo recupere el reflejo de deglución, retire el tubo endotraqueal. NOTA: Compruebe si el animal tiene una buena SpO2 (más del 95%) antes y después de la extubación.
  5. Transportar al animal a una jaula individual. Coloque al animal sobre una manta de agua caliente y cúbralo con una cortina térmica para evitar la hipotermia postquirúrgica.
    NOTA: No devuelva el cerdo a la compañía de otros animales hasta que se haya recuperado por completo.
  6. Monitoree al animal hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la reclinación esternal.

9. Evaluación y monitoreo del dolor postoperatorio

  1. Durante el seguimiento postquirúrgico, controlar el estado general de los animales, incluyendo la frecuencia respiratoria, la ingesta de alimentos y agua, la actividad e interacción con los otros individuos, la apariencia y coloración de la piel, y la evolución de la herida quirúrgica.
  2. Aplicar un protocolo de supervisión diaria según los siguientes criterios de puntuación: - Peso:
    0: Normal
    1: <10% de pérdida de peso
    2: 10-20% de pérdida de peso
    3:> 20% de pérdida de peso

    - Condición corporal:
    0: Bueno: vértebras no prominentes, huesos pélvicos o espinales
    2: Regular: evidencia de segmentación espinal, huesos pélvicos palpables
    3: Emaciación: esqueleto extremadamente marcado, poca o ninguna carne para cubrir

    - Comportamiento:
    0: Normal: Activo e interactivo en su entorno
    1: Ligera disminución de la actividad y menos interactivo
    2: Anormal: disminución pronunciada de la actividad, aislada
    3: Anormal: Inmóvil o hiperactividad, posible autolesión

    - Aspecto físico:
    0: Normal: piel / cabello brillante y ojos brillantes
    1: Desaparece el embalsamamiento, piel/cabello sin brillo
    2: Piel pobre/secreciones nasales
    3: Piel pobre, postura anormal o encorvada

    - Trastornos de conducta:
    0: Ninguno
    1: Incapacidad para moverse normalmente
    2: Incapaz de alcanzar la comida / bebida, aislado de otros animales
    3: Intención de esconderse/arrinconarse, no responde a estímulos (morir)

    - Signos clínicos:
    0: Ninguno
    1: Hipotermia, fiebre, insuficiencia respiratoria leve
    2: Infección de la herida quirúrgica, insuficiencia respiratoria moderada con secreciones muco-sanguinolentas
    3: Insuficiencia cardíaca, insuficiencia respiratoria grave (cianosis, boca abierta)

    Puntuación:
    - 1-5: Supervisar a los animales una vez al día.
    - 6-12: Proporcionar terapia de apoyo si es necesario.
    - Cualquier animal con una puntuación de 3 en cualquiera de los parámetros anteriores o con una puntuación total >12 será sacrificado.

    NOTA: Los animales deben ser monitoreados diariamente por el personal de cuidado de animales y dos veces por semana por el equipo de investigación y veterinario.
  3. Aunque no se espera dolor ni angustia del procedimiento, si algún animal muestra signos de dolor, administre terapia analgésica (tramadol, oral, 2-4 mg / kg, diariamente). Si algún animal no responde a la medicación analgésica y muestra signos de dolor crónico (probabilidad muy baja), eutanasia al animal con una sobredosis anestésica (tiopental de sodio, IV, 200 mg / kg).
  4. Si la herida quirúrgica muestra signos de infección (baja probabilidad) a pesar de la terapia antibiótica administrada, trate la herida diariamente e inicie un nuevo régimen antibiótico (sulfato de cefquinoma, IM, 2 mg / kg, diariamente).

10. Método de eutanasia

  1. Bajo sedación y anestesia previas, como se describió anteriormente, administrar una sobredosis de tiopental sódico iv (200 mg/kg).
  2. Confirmar paro cardiorrespiratorio y muerte mediante la monitorización de las constantes vitales (electrocardiograma, presión arterial, capnografía).

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Representative Results

Tasas de supervivencia y ubicación del IM
Cincuenta y siete cerdos se sometieron a implantación de bobina coronaria en la rama marginal LCX (n = 25; 12 hembras y 13 machos) o en el LAD entre la primera y la segunda ramas diagonales (n = 32; 16 hembras y 16 machos) de la arteria coronaria y fueron seguidos durante 30 días. La tasa de supervivencia de los animales sometidos a un IM en la rama marginal LCX fue del 80% (n = 20). Tres cerdos murieron como resultado de complicaciones fatales relacionadas con el bloqueo auriculoventricular (AV) y la asistolia antes del despliegue de la bobina, y 2 cerdos murieron después de la fibrilación ventricular (FV) relacionada con el IM transmural después de la colocación de la bobina. La tasa de supervivencia de los animales sometidos a IM en LAD fue del 72% (n = 23): 1 cerdo murió debido a un bloqueo AV y asistolia después del despliegue de la bobina y 8 animales después de VF (5 después del despliegue de la bobina, 2 a las 12-48 h después del IM y uno 26 días después del IM). Las tasas de supervivencia difirieron entre la rama marginal LCX (2-2,5 mm de diámetro) y la LAD media (2,5-3 mm de diámetro) MI, probablemente debido a la mayor extensión del infarto en el modelo LAD.

El análisis de imágenes por resonancia magnética (IRM) se realizó en todos los animales 30 días después del IM. La Figura 2 ilustra imágenes de resonancia magnética tardías mejoradas con gadolinio de la rama marginal LCX (Figura 2A, C) y los modelos de infarto LAD distal (Figura 2B, D). Como se muestra, el despliegue de la bobina en la arteria coronaria marginal LCX afecta la pared lateral del VI, mientras que el tabique interventricular es el área más afectada en la colocación distal de LAD. Estos resultados también se confirmaron después de la sección cardíaca (Figura 2E, F).

Figure 1
Figura 1: Angiografía coronaria, proyección anteroposterior. Imágenes representativas del despliegue pre(A,B) y post-bobina (flechas blancas) (C,D) en la rama marginal LCX y la arteria coronaria DISTAL laD. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Resonancia magnética y secciones de tejido cardíaco. Las imágenes representativas de 3 cámaras (A, B) y eje corto (C, D) de 3 cámaras (A, B) y eje corto (C, D) retrasaron la mejora para el infarto de LAD marginal y distal LCX. Las imágenes revelan miocardio sano (negro) e infartado (blanco). Fotografías de secciones cardíacas después de LCX marginal (E) y DIStal LAD MI (F). Las flechas indican la ubicación y extensión del área infartada. Barra de escala = 1 cm Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Una bobina desplegada en una arteria coronaria proporciona un modelo de IM preclínico no reperfundido reproducible y consistente en cerdos que se puede utilizar para desarrollar y probar nuevas estrategias terapéuticas cardiovasculares.

En nuestras manos, la mortalidad en el seguimiento fue del 19% relacionada con complicaciones del IM, principalmente dentro de las primeras 24 h del procedimiento. Todas estas muertes están relacionadas con la historia natural del IM no reperfundido y fueron los resultados primarios del estudio. Uno de los pasos más críticos en este protocolo se basa en la entrada del microcatéter en las arterias coronarias. En algunos casos, el avance del microcatéter causó una reacción vagal que condujo a hipotensión severa, bloqueo AV y, finalmente, asistolia. Sin embargo, esto se puede evitar administrando un bolo intravenoso de adrenalina (0,001 mg/kg) antes de avanzar el microcatéter. Otra complicación es la aparición de arritmias malignas que pueden conducir a la FV. Estos episodios generalmente ocurren 30 minutos después de la instauración de MI. Recomendamos utilizar una velocidad de perfusión continua de lidocaína (50-100 μg/kg/min) durante al menos 1 hora para reducir el riesgo de arritmias ventriculares. Como alternativa, se puede administrar una infusión continua de amiodarona (50-80 μg/kg/min). Sin embargo, si se producen eventos arrítmicos ventriculares, se recomienda administrar un bolo de lidocaína (1,5–3,5 mg/kg). En caso de bradicardia grave, se recomienda la administración de bolo de atropina (0,01 mg/kg), perfusión de noradrenalina (0,05-3 μg/kg/min) para hipotensión leve o moderada, y adrenalina (0,03 mg/kg) para hipotensión severa, disociación electromecánica, bloqueo AV o asistolia. Sin embargo, cuando se produce una FV, se debe aplicar una desfibrilación ventricular 320J con un desfibrilador cardíaco monofásico y repetirla hasta que el animal recupere su ritmo cardíaco. Cuando se necesiten varias desfibrilaciones ventriculares o se produzca asistolia, realice compresiones torácicas manuales (80-90 compresiones/min), deprimiendo la caja torácica 4 pulgadas, y conecte al animal al ventilador mecánico por debajo del 100% O2.

Si el procedimiento intervencionista se prolonga durante más de una hora, es útil controlar el nivel de anticoagulación con la prueba de tiempo de coagulación activado para asegurarse de que sea superior a 300 segundos. Si es más corto, se debe administrar una dosis adicional de heparina.

En caso de que no se forme un trombo oclusivo después del despliegue de la bobina de la arteria coronaria, recomendamos la colocación de otra bobina. Otra opción podría ser administrar protamina (1 mg/100 UI de HNF) para facilitar la formación de coágulos, aunque existe el riesgo de formación de trombos en el catéter guía y la posterior embolización durante la inyección de control.

Se han descrito muchos otros modelos de oclusión para simular el IM basado en el cese del flujo coronario por ligadura arterial, un constrictor ameroide o inflado del balón. Sin embargo, una bobina desplegada desencadena la cascada de coagulación con formación de trombos que ocluyen la arteria coronaria. Este mecanismo simula lo más fielmente posible la fisiopatología del IM humano, en comparación con otras técnicas no invasivas como la oclusión con balón. A pesar de que el IM no reperfundido da como resultado cicatrices más extensas, miocardio menos viable y una mayor reducción en términos de función cardíaca que los modelos de isquemia-reperfusión27, es más adecuado para el cribado de terapias antiinflamatorias, remodelación cardíaca inversa y terapia génica o con células madre para el tratamiento de la enfermedad cardiovascular28.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar

Acknowledgments

Expresamos nuestro agradecimiento al Centro de Medicina Comparada y Bioimagen de Cataluña (CMCiB) y al personal por su contribución a la ejecución del modelo animal. Este trabajo ha contado con el apoyo del Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), la Sociedad Española de Cardiología y la Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Este trabajo también ha sido financiado por los proyectos Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] y CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], en el marco del Plan Nacional de I+D+I, y cofinanciado por el ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). El Dr. Fadeuilhe recibió el apoyo de una beca de la Sociedad Española de Cardiología (Madrid, España).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
6-F JR4 0-71"guiding catheter Medtronic LA6JR40 6F JR4 90 cm Guiding catheter
Adrenaline 1 mg/mL B.Braun National Code (NC). 602486 Adrenaline
Atropine 1 mg/mL B.Braun NC. 635649 Atropine
Betadine Mylan NC. 694109-1 Povidone iodine solution
Bupaq 0.3 mg/mL Richter Pharma AG NC. 578816.6 Buprenorphine
Dexdomitor 0.5 mg/mL Orion Pharma NC. 576303.3 Dexmedetomidine
Draxxin Zoetis NC. 576313.2 Tulathromycin
EMERALD Guidewire Cordis 502-585 0.035-inch J-tipped wire
External defibrillator DigiCare CS81XVET Manual external defibrillator
Fendivia 100 µg/h Takeda NC. 658524.5 Fentanyl transdermal patch
Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm Argon GWI1802 Introducer needle
Heparine 1% ROVI NC. 641647.1 Heparin
Hi-Torque VersaTurn F Abbott 1013317J 0.014-inch 200 cm Guidewire
IsoFlo Zoetis 50019100 Isoflurane
Ketamidor Richter Pharma AG, NC. 580393.7 Ketamine
Lidocaine 50 mg/mL B.Braun NC. 645572.2 Lidocaine
MD8000vet Meditech Equipment MD8000vet Multi-parameter monitor
Midazolam Laboratorios Normon NC. 624437.1 Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 Merit PSI-6F-11-035 6F Vascular sheath
Propovet Multidosis 10 mg/mL Zoetis NC. 579742.7 Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO Boston Scientific M001181370 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter
Ruschelit Teleflex 112482 Endotracheal tube with balloon (#6.5)
SPUR II Ambu 325 012 000 Airway mask bag unit-ventilation (AMBU)
Vasofix 20 G B.Braun 4269098 20 G Cannula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL General Electrics 1177612 Iodinated contrast medium
VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm Boston Scientific M0013822030 Coil
WATO EX-35 Mindray WATO EX-35Vet Anesthesia machine

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Medicina Número 177 infarto de miocardio porcino despliegue de bobina modelo preclínico.

Erratum

Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino
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Martínez-Falguera, D.,… More

Martínez-Falguera, D., Fadeuilhe, E., Teis, A., Aranyo, J., Adeliño, R., Bisbal, F., Rodriguez-Leor, O., Gálvez-Montón, C. Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. J. Vis. Exp. (177), e63172, doi:10.3791/63172 (2021).

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