ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Djurmodeller med hjärtinfarkt (MI) som efterliknar den naturliga sjukdomsprocessen hos människor är avgörande för att förstå patofysiologiska mekanismer och testa säkerheten och effekten av nya framväxande terapier. Här beskriver vi en MI-svinmodell skapad genom att distribuera en perkutan emboliseringsspole.
Abstract
Hjärtinfarkt (MI) är den främsta dödsorsaken över hela världen. Trots användningen av evidensbaserade behandlingar, inklusive koronar revaskularisering och kardiovaskulära läkemedel, utvecklar en betydande andel av patienterna patologisk vänsterkammarremodellering och progressiv hjärtsvikt efter MI. Därför har nya terapeutiska alternativ, såsom cell- och genterapier, utvecklats för att reparera och regenerera skadat myokardium. I detta sammanhang är djurmodeller av MI avgörande för att utforska säkerheten och effekten av dessa experimentella terapier före klinisk översättning. Stora djurmodeller som svin föredras framför mindre på grund av den höga likheten mellan svin och mänskliga hjärtan när det gäller kranskärlsanatomi, hjärtkinetik och läkningsprocessen efter MI. Här syftade vi till att beskriva en MI-modell hos gris genom permanent spolutplacering. Kortfattat består den av en perkutan selektiv kranskärlskanulation genom retrograd lårbensåtkomst. Efter koronarangiografi utplaceras spolen vid målgrenen under fluoroskopisk vägledning. Slutligen bekräftas fullständig ocklusion genom upprepad koronarangiografi. Detta tillvägagångssätt är genomförbart, mycket reproducerbart och emulerar patogenesen hos human icke-revaskulariserad MI, vilket undviker den traditionella öppna bröstoperationen och den efterföljande postoperativa inflammationen. Beroende på tidpunkten för uppföljningen är tekniken lämplig för akuta, subakuta eller kroniska MI-modeller.
Introduction
Hjärtinfarkt (MI) är den vanligaste orsaken till dödlighet, sjuklighet och funktionshinder över hela världen1. Trots nuvarande terapeutiska framsteg utvecklar en betydande andel av patienterna negativ ventrikulär ombyggnad och progressiv hjärtsvikt efter MI, vilket resulterar i dålig prognos på grund av ventrikulär dysfunktion och plötslig död 2,3,4. Nya terapeutiska alternativ för att reparera och/eller regenerera skadat myokardium granskas därför, och translationella MI-djurmodeller är avgörande för att testa deras säkerhet och effekt. Även om flera modeller har använts för kardiovaskulär forskning, inklusive råttor 5,6, möss 7,8, hundar9 och får10, är grisar ett av de bästa valen för modellering av hjärtischemistudier på grund av deras höga likhet med människor när det gäller hjärtstorlek, kranskärlsanatomi, hjärtkinetik, fysiologi, metabolism och läkningsprocessen efter MI 11, 12,13,14,15.
I detta sammanhang finns många olika öppna kirurgiska och perkutana metoder tillgängliga för att utveckla MI-svinmodeller. Den öppna bröstmetoden innefattar ett vänster lateralt thorakotomiförfarande och är användbart vid utförande av kirurgisk kranskärlsligering 16,17, myokardiell kryoskada, cauterization12 och kranskärlsplacering av en hydraulisk ocklud18 eller en ameroid constrictor19, bland andra. Kirurgisk koronar ocklusion har använts i stor utsträckning för att testa nya terapeutiska alternativ såsom hjärtvävnadsteknik och cellterapi, eftersom det möjliggör bred tillgång och visuell bedömning av hjärtat; I motsats till mänsklig MI kan det emellertid resultera i kirurgiska vidhäftningar, intilliggande ärrbildning och postoperativ inflammation17. Myokardiell kryoskada och cauterization är lätt reproducerbara tekniker men reproducerar inte den patofysiologiska MI-progressionen som observerats hos människor12. Å andra sidan har flera perkutana tekniker utvecklats för att producera tillfällig eller permanent koronarblockering. Dessa innefattar transkoronär eller intrakoronär etanolablation 20,21, ocklusion genom ballongangioplastik22 eller leverans av trombogena material såsom agarosgelpärlor23, fibrinogenblandningar9 eller spolembolisering17,24. Medan ballongangioplastik är bättre lämpad för ischemi / reperfusionsstudier, är koronar spolutplacering ett av de bästa valen för modellering av icke-revaskulariserad MI. Detta perkutana tillvägagångssätt är genomförbart, konsekvent reproducerbart och undviker öppen bröstkirurgi. Det möjliggör exakt kontroll av infarktplatsen och resulterar i patofysiologi som liknar den hos en mänsklig icke-reperfused MI. Dessutom är spolembolisering lämplig för modellering av akut, subakut eller kronisk MI; kronisk hjärtsvikt; eller valvulär sjukdom17.
Det föreliggande protokollet syftar till att beskriva hur man utvecklar en MI-svinmodell genom permanent spolutplacering. Kortfattat består den av en perkutan selektiv kranskärlskanulation genom retrograd lårbensåtkomst. Efter koronarangiografi utplaceras en spole vid målgrenartären under fluoroskopisk vägledning. Slutligen bekräftas fullständig ocklusion genom upprepad koronarangiografi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denna studie godkändes av animal experimentation Unit Ethical Committee of the Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP) och statliga myndigheter (Generalitat de Catalunya; Kod: 10558 och 11208) och följer alla riktlinjer för användning av djur i forskning och undervisning enligt definitionen i guide för vård och användning av försöksdjur25.
1. Preprocedurberedning av djur
- Använd korsade Landrace X Stora vita grisar (30-35 kg) av båda könen.
- Håll djuren i fastande tillstånd i 12 timmar före proceduren.
2. Sedering, anestesi och analgesi
- Lugna djuret med en intramuskulär (IM) injektion av ketamin (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) och dexmedetomidin (0,03 mg/kg). Vänta ca 10-15 min.
- När grisen är sederad, ventilera den med en syreblandning (90-100%)-isofluran (1-2%) och en ansiktsmask för att säkerställa optimal sedering.
- Placera veterinärsalva på grisens ögon för att förhindra torrhet.
OBS: Upprepa var 20: e minut. - Placera intravenöst (IV) en 20 G kateter i en lateral öronven. Administrera propofol (1-2 mg/kg) för att inducera anestesi.
- När grisen inte har någon sväljreflex, intubera djuret med ett endotrakealt rör (storlek 6,5-7,0 för 30-35 kg).
OBS: Justera storleken på endotrakealröret enligt grisens storlek. Intubation bör utföras snabbt för att förhindra ett djupare anestesiplan och långvarig apné. - Administrera intravenöst buprenorfin (0,01 mg/kg) för intrakirurgisk analgesi. Använd en fentanyl depotplåster (100 μg/h) för postoperativ analgesi.
OBS: Fentanylplåstret appliceras på inguinalhuden, och det är aktivt i 72 timmar för att begränsa postoperativ smärta. Dess farmakologiska effekt börjar inte omedelbart efter leverans, så applicera den innan proceduren påbörjas. - Utför ventilation av luftvägsmaskpåse (20 uppblåsningar / min) under transporten av grisen till det vaskulära interventionella radiologirummet (VIR).
- Anslut endotrakealröret till anestesimaskinen utrustad med en luftvägssensor och kapnografiinspelning.
- Starta mekanisk övertrycksventilation med FiO2 0,50 med en tidvattenvolym på 10 ml/kg och en frekvens på 16-20 andetag/min. Behåll anestesin med isofluran (1-3%).
OBS: För att bekräfta rätt kirurgiskt anestesiplan bör djuret inte andas spontant eller ha hornhinne- eller pupillljusreflexer.
3. Hemodynamisk övervakning och beredning av det kirurgiska området
- Placera djuret på operationsbordet i ryggläge och fixera lemmarna på bordet med tejp eller bandage.
- Placera elektrokardiogram (EKG) sonder subkutant i djurets extremiteter för att registrera förändringar i ST-segment, T-vågor och hjärtfrekvens under experimentproceduren.
- Placera en pulsoximeter på tungan eller ett hörn av djurets läpp och den icke-invasiva tryckmanschetten på frambenet.
- Mät rektal / matstrupstemperaturen med en sond.
- Rengör det högra lårbensområdet med kirurgisk tvål följt av alternerande antiseptisk povidon-jodlösning och alkohol 3 gånger under sterila förhållanden.
- Se till att kirurgen utför kirurgisk handtvätt och bär en steril klänning och sterila handskar.
- Täck djuret med en steril kirurgisk draperi.
- Förbered och spola med hepariniserad saltlösning nålen, en 6F vaskulär mantel, en 0,035-tums J-tippad tråd, en 6F JR4 90 cm styrkateter, en 0,014-tums 200 cm styrtråd, en 150 cm längd / 0,017-tums mikrokateter med inre diameter och kontrastmediuminsprutningsgrenrörsatsen.
4. Vaskulär åtkomst
- Punktera den högra lårbensartären via ett perkutant tillvägagångssätt med ultraljudsstyrd punktering. Leta reda på bifurkationen mellan den ytliga lårbensartären och den djupa lårbensartären.
- Placera givaren 2-3 cm proximal till bifurkationen, i den gemensamma lårbensartären, och rikta in givarens mitt med den gemensamma lårbensartären.
- Placera nålen i mitten av givaren och punktera artären vid en vinkling på cirka 45 °. Sätt sedan in en 6F vaskulär mantel med hjälp av den modifierade Seldinger-tekniken26.
OBS: Vid signifikant spasm eller hematom, crossover till den kontralaterala lårbensartären. - Spola katetrarna med hepariniserad saltlösning. (5000 IE ofraktionerat heparin/1000 ml 0,9% NaCL).
- Administrera heparin genom manteln (300 IE/kg).
5. Koronar angiografi
- Sätt in J-spetstråden i JR4-styrkatetern och för tråden genom manteln in i den stigande aortan och placera sedan katetern upp över valvulärytan.
- Ta bort tråden och anslut katetern till injektionsgrenrörssystemet. Rensa hela systemet.
- Under fluoroskopi, koppla katetern in i vänster huvudkransartär och injicera 10 ml joderat kontrastmedium för att visualisera det vänstra koronarsystemet (Figur 1A, C).
OBS: Det är viktigt att se till att artärtrycksvågformen inte dämpas före injektion för att undvika risken för koronar dissektion. - Utför angiogram i två ortogonala vyer: vänster främre sneda 40 ° och höger främre sneda 30 ° utsprång.
- Avancera en 0,014-tums styrtråd förmonterad på mikrokatetern till mitten av vänster främre nedåtgående (LAD) eller distal vänster circumflex (LCX) kranskärl under fluoroskopisk vägledning.
6. Spolimplantation
- Under fluoroskopisk vägledning, för mikrokatetern genom tråden till önskad plats där spolimplantatet ska distribueras. När det gäller LAD-ocklusion, placera spolen distal till den första diagonala grenen, och för LCX, placera spolen distal till den första marginalgrenen.
OBS: Proximala tillvägagångssätt (före de första diagonala eller första marginella grenarna) har mycket låga överlevnadsnivåer. - Ta bort tråden och välj spolen.
OBS: Det är viktigt att välja den optimala spolstorleken och längden. En liten eller kort spole kanske inte placerar sig bra i kärlets lumen och har en mycket hög risk för distal migration på grund av kontrastinjektioner eller spontan, vilket resulterar i mindre infarktstorlek. En stor eller lång spole kan prolaps proximal till kärlet och producera en större infarkt än önskat. Valet av rätt spole är särskilt viktigt om icke-detekterbara spolar används, eftersom de inte kan tas bort. Den optimala storleken är 1-2 mm större än lumen på det kärl som ska emboliseras, och längden mellan 20-60 mm är vanligtvis tillräcklig för 30-40 kg grisar. - Leverera spolen via mikrokateter och injicera långsamt 5 ml joderat kontrastmedium under fluoroskopi för att visualisera spolens korrekta position.
- Ta bort mikrokatetern inuti styrkatetern och placera styrningen i en sidogren för att utföra kontrollinjektioner och för att säkerställa åtkomst till artären om en andra spole behöver implanteras.
- Vänta tills spolen trombos och täppa till artären.
OBS: När artären är tillsluten kan förändringar i elektrokardiogrammet observeras. Ett annat sätt att kontrollera fullständig arteriell ocklusion är att utföra långsamma injektioner av joderad kontrast var 10: e minut (Figur 1B, D). Om artären inte håller sig inom 20-30 minuter kan ett annat spolimplantat krävas.
7. Förfarandets slut
- När artären är tillsluten, administrera en kontinuerlig IV-infusion av lidokain (50-100 μg / kg / min) i minst 1 timme för att förhindra arytmiska episoder.
- Utför ett angiogram för att säkerställa att det inte finns något flöde distalt till ocklusionen.
- Ta bort tråden, mikrokatetern och styrkatetern.
- Ta bort manteln och utför manuell komprimering i 20 minuter.
8. Postoperativt förfarande och återhämtning av djur
- Övervaka djuret tills det är helt återhämtat, med EKG, rektal temperatur, pulsoximetri och kapnografi.
OBS: Vid ventrikulära arytmier, administrera en bolus lidokain (1,5-3,5 mg/kg). - Administrera en IM-injektion av tulatromycin (2,5 mg/kg) som profylaktisk postoperativ antibiotikabehandling. För postkirurgisk analgesi administreras ett transdermalt fentanylplåster före det kirurgiska ingreppet (steg 2.6).
- Stäng av isofluranet och behåll mekanisk ventilation tills djuret börjar andas spontant.
- När grisen återhämtar sväljningsreflexen, ta bort endotrakealröret. OBS: Kontrollera om djuret har en bra SpO2 (mer än 95%) före och efter extubation.
- Transportera djuret till en enskild bur. Placera djuret över en varmvattenfilt och täck den med en termisk draperi för att undvika postkirurgisk hypotermi.
OBS: Lämna inte tillbaka grisen till andra djurs sällskap förrän den har återhämtat sig helt. - Övervaka djuret tills det har återfått tillräckligt med medvetande för att upprätthålla sternal belastning.
9. Postoperativ smärtbedömning och övervakning
- Under den postkirurgiska uppföljningen övervaka djurens allmänna tillstånd, inklusive andningsfrekvens, mat- och vattenintag, aktivitet och interaktion med de andra individerna, hudens utseende och färg och utvecklingen av det kirurgiska såret.
- Tillämpa ett dagligt övervakningsprotokoll enligt följande poängkriterier: - Vikt:
0: Normalt
1: <10% viktminskning
2: 10-20% viktminskning
3:> 20% viktminskning
- Kroppskondydn:
0: Bra: icke-framträdande ryggkotor, bäcken eller ryggradsben
2: Regelbunden: bevis på ryggradssegmentering, palpabla bäckenben
3: Avmagring: extremt märkt skelett, lite eller inget kött att täcka
- Beteende:
0: Normal: Aktiv och interaktiv i din miljö
1: Liten nedgång i aktivitet och mindre interaktiv
2: Onormal: uttalad nedgång i aktivitet, isolerad
3: Onormalt: Immobil eller hyperaktivitet, eventuell självskada
- Fysiskt utseende:
0: Normal: hud / hår glänsande och ögon ljusa
1: Försvinner balsamering, hud/hår utan glans
2: Dålig hud/nässekret
3: Dålig hud, onormal eller böjd hållning
- Beteendestörningar:
0: Ingen
1: Oförmåga att röra sig normalt
2: Oförmögen att nå mat / dryck, isolerad från andra djur
3: Avsikt att gömma sig / hörna, svarar inte på stimuli (döende)
- Kliniska tecken:
0: Ingen
1: Hypotermi, feber, mild andningssvikt
2: Infektion i det kirurgiska såret, måttlig andningssvikt med muko-blodiga sekret
3: Hjärtsvikt, svår andningssvikt (cyanos, öppen mun)
Tjog:
- 1-5: Övervaka djuren en gång om dagen.
- 6-12: Ge stödjande terapi vid behov.
- Alla djur med en poäng på 3 i någon av ovanstående parametrar eller med en totalpoäng >12 kommer att avlivas.
OBS: Djuren bör övervakas dagligen av djurvårdspersonalen och två gånger i veckan av forsknings- och veterinärteamet. - Även om ingen smärta och nöd förväntas av proceduren, om något djur visar tecken på smärta, ge smärtstillande behandling (tramadol, oralt, 2-4 mg / kg, dagligen). Om något djur inte svarar på smärtstillande läkemedel och visar tecken på kronisk smärta (mycket låg sannolikhet), avliva djuret med en överdos av bedövningsmedel (natriumtiopental, IV, 200 mg / kg).
- Om det kirurgiska såret visar tecken på infektion (låg sannolikhet) trots den antibiotikabehandling som administreras, behandla såret dagligen och initiera en ny antibiotikabehandling (cefquinomesulfat, IM, 2 mg / kg, dagligen).
10. Eutanasi-metoden
- Under tidigare sedering och anestesi, som tidigare beskrivits, administrera en intravenös överdos av natriumtiopental (200 mg/kg).
- Bekräfta kardiorespiratorisk arrestering och död genom att övervaka vitala tecken (elektrokardiogram, blodtryck, kapnografi).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
MI-överlevnad och plats
Femtiosju grisar genomgick koronarspolimplantation i LCX-marginalgrenen (n = 25; 12 honor och 13 män) eller i LAD mellan den första och den andra diagonala grenen (n = 32; 16 honor och 16 män) i kransartären och följdes upp i 30 dagar. Överlevnaden hos djur som skickades till en MI vid LCX-marginalgrenen var 80% (n = 20). Tre grisar dog till följd av dödliga komplikationer relaterade till atrioventrikulärt (AV) block och asystol före spolutplacering, och 2 grisar dog efter ventrikelflimmer (VF) relaterat till transmural MI efter spolplacering. Överlevnadsgraden för djur som lämnades in till MI vid LAD var 72 % (n = 23): 1 gris dog på grund av ett AV-block och asystol efter spolutplacering och 8 djur efter VF (5 efter spolutplacering, 2 vid 12-48 timmar efter MI och en 26 dagar efter MI). Överlevnadsgraden skilde sig mellan LCX marginalgren (2-2,5 mm i diameter) och mellersta LAD (2,5-3 mm i diameter) MI, troligen på grund av den större infarktförlängningen i LAD-modellen.
Magnetisk resonanstomografi (MRT) analys utfördes på alla djur 30 dagar efter MI. Figur 2 illustrerar sena gadoliniumförstärknings-MR-bilder av LCX-marginalgrenen (figur 2A,C) och distala LAD(figur 2B,D) infarktmodeller. Som avbildat påverkar spolutplaceringen i LCX-marginalkransartären LV-sidoväggen, medan den interventrikulära septum är det mest drabbade området vid distal LAD-placering. Dessa resultat bekräftades också efter hjärtsektion (figur 2E,F).
Figur 1: Koronarangiografi, anteroposterior projektion. Representativa bilder av pre- (A,B) och post-coil (vita pilar) utplacering (C,D) i LCX marginal gren och distal LAD kransartär. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Magnetisk resonanstomografi och hjärtvävnadssektioner. Representativa T1 3-kammare (A,B) och kortaxel (C,D) fördröjda förbättringsbilder för LCX-marginal och distal LAD-infarkt. Bilder avslöjar friskt (svart) och infarkt (vitt) myokardium. Fotografier av hjärtsektioner efter LCX marginal (E) och distal LAD MI (F). Pilar anger platsen och förlängningen av det infarkterade området. Skalstång = 1 cm Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En spole utplacerad i en kranskärl ger en reproducerbar och konsekvent preklinisk icke-reperfused MI-modell i svin som kan användas för att utveckla och testa nya kardiovaskulära terapeutiska strategier.
I våra händer var dödligheten vid uppföljning 19% relaterad till komplikationer av MI, mestadels inom de första 24 timmar av proceduren. Alla dessa dödsfall är relaterade till den naturliga historien om den icke-reperfuserade MI och var de primära resultaten av studien. Ett av de mest kritiska stegen i detta protokoll bygger på mikrokateterns inträde i kransartärerna. I vissa fall orsakade mikrokateterframsteg en vagal reaktion som ledde till allvarlig hypotoni, AV-block och slutligen asystol. Detta kan dock undvikas genom att administrera en intravenös bolus av adrenalin (0,001 mg/kg) innan mikrokatetern förs framåt. En annan komplikation är förekomsten av maligna arytmier som kan leda till VF. Dessa episoder uppträder vanligtvis 30 minuter efter MI-instauration. Vi rekommenderar att du använder en kontinuerlig infusionshastighet för lidokain (50-100 μg/kg/min) i minst 1 tim för att minska risken för ventrikulära arytmier. Som ett alternativ kan en kontinuerlig infusion av amiodaron (50-80 μg/kg/min) administreras. Om ventrikulära arytmiska händelser inträffar rekommenderar vi dock att du levererar en bolus lidokain (1,5–3,5 mg/kg). Vid svår bradykardi rekommenderar vi administrering av atropinbolus (0,01 mg/kg), noradrenalinperfusion (0,05-3 μg/kg/min) för mild eller måttlig hypotoni och adrenalin (0,03 mg/kg) för svår hypotoni, elektromekanisk dissociation, AV-block eller asystol. Men när en VF inträffar måste en 320J ventrikulär defibrillering appliceras med en monofasisk hjärtdefibrillator och upprepas tills djuret återhämtar sin hjärtrytm. När flera ventrikulära defibrillationer behövs eller asystol inträffar, utför manuella bröstkompressioner (80-90 kompressioner / min), tryck ner bröstkorgen 4 tum och anslut djuret till den mekaniska ventilatorn under 100%O2.
Om interventionsproceduren förlängs med mer än en timme är det användbart att övervaka antikoagulationsnivån med det aktiverade koagulationstidstestet för att säkerställa att det är större än 300 sekunder. Om det är kortare ska en extra dos heparin administreras.
Om en ocklusiv trombus inte bildas efter kranskärlsspolens utplacering rekommenderar vi placering av en annan spole. Ett annat alternativ kan vara att administrera protamin (1 mg/100 IE UFH) för att underlätta koagulationsbildning, även om det finns risk för trombbildning i styrkatetern och efterföljande embolisering under kontrollinjektionen.
Många andra ocklusionsmodeller har beskrivits för att simulera MI baserat på upphörande av koronarflöde genom arteriell ligering, en ameroid constrictor eller ballonginflation. En utplacerad spole sätter emellertid igång koagulationskaskaden med trombbildning som tämpar kransartären. Denna mekanism simulerar så nära som möjligt patofysiologin hos mänsklig MI, jämfört med andra icke-invasiva tekniker som ballongocklusion. Trots det faktum att icke-reperfuserad MI resulterar i mer omfattande ärrbildning, mindre livskraftigt myokardium och en större minskning när det gäller hjärtfunktion än ischemi-reperfusionsmodeller27, är det mer lämpligt för screening av antiinflammatoriska terapier, omvänd hjärtremodellering och gen- eller stamcellsterapi för behandling av hjärt-kärlsjukdom28.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja
Acknowledgments
Vi uttrycker vår tacksamhet till Center of Comparative Medicine and Bioimaging of Catalonia (CMCiB) och personal för deras bidrag till genomförandet av djurmodellen. Detta arbete stöddes av Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología och Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Detta arbete finansierades också av projekten Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] och CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] som en del av Plan Nacional de I + D + I, och medfinansierades av ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr Fadeuilhe stöddes av ett bidrag från Spanish Society of Cardiology (Madrid, Spanien).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R.
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
Tags
Medicin nummer 177 hjärtinfarkt svin spolutplacering preklinisk modell.Erratum
Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022.
Citeable Link.
An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.
Step 3.5 was updated from:
Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions
to:
Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.
Section 9 was updated from:
9. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
to:
9. Postoperative pain assessment and monitoring
- During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
- Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
- Weight:
0: Normal
1: <10% weight loss
2: 10-20% weight loss
3:> 20% weight loss
- Body condition:
0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover
- Behavior:
0: Normal: Active and interactive in your environment
1: Slight decline in activity and less interactive
2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm
- Physical appearance:
0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
1: Disappears embalming, skin/hair without shine
2: Poor skin/nasal secretions
3: Poor skin, abnormal or hunched posture
- Behavioral disorders:
0: None
1: Inability to move normally
2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)
- Clinical signs:
0: None
1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)
Score:
- 1-5: Supervise the animals once a day.
- 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
- Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team. - Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
- If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).
10. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
