Summary

Coloration immunofluorescente in situ de l'autophagie dans les cellules souches musculaires

Published: June 12, 2017
doi:

Summary

L'autophagie active est associée à la régénération musculaire productive, ce qui est essentiel pour l'activation des cellules souches musculaires (MuSC). Ici, nous fournissons un protocole pour la détection in situ de LC3, un marqueur autophagique dans les muSCs MyoD-positives de sections de tissu musculaire à partir de souris témoins et blessées.

Abstract

La preuve croissante indique que l'autophagie est un processus de réglementation crucial pour préserver l'homéostasie des tissus. On sait que l'autophagie est impliquée dans le développement et la régénération du muscle squelettique, et le processus autophagique a été décrit dans plusieurs pathologies musculaires et des troubles musculaires liés à l'âge. Un bloc récemment décrit du processus autophagique qui est en corrélation avec l'épuisement fonctionnel des cellules satellites pendant la réparation musculaire confirme l'idée que l'autophagie active est couplée à la régénération musculaire productive. Ces données révèlent le rôle crucial de l'autophagie dans l'activation des cellules satellites pendant la régénération musculaire dans des conditions normales et pathologiques telles que les dystrophies musculaires. Ici, nous fournissons un protocole pour surveiller le processus autophagique dans le compartiment de cellules souches musculaires adultes (MUSC) pendant les conditions de régénération musculaire. Ce protocole décrit la méthodologie d'installation pour effectuer une imagerie immunofluorescence in situ de LC3, et uneMarqueur d'utophagie et MyoD, un marqueur de lignée myogénique, dans des sections de tissus musculaires du contrôle et des souris blessées. La méthodologie déclarée permet de surveiller le processus autophagique dans un compartiment cellulaire spécifique, le compartiment MuSC, qui joue un rôle central dans l'orchestration de la régénération musculaire.

Introduction

La régénération du muscle squelettique est le résultat de l'interaction entre les cellules souches adultes (Cellules satellites musculaires, MuSC) et d'autres types de cellules impliquées dans le processus de régénération. L'homéostasie musculaire et la fonctionnalité sont maintenues par les signaux combinés découlant de la niche musculaire et des indices systémiques 1 , 2 . Tout au long de la vie, des changements dans la fonctionnalité MuSC, le niche musculaire et les indices systémiques ont été rapportés, entraînant le déclin des capacités fonctionnelles chez les personnes âgées 3 . Les MuSC sont placés dans une niche sous la lame basale et, lors d'une blessure musculaire, sont activés pour réparer les muscles endommagés 4 , 5 . Afin d'assurer une réponse régénératrice productive, il est essentiel que les MUSC coordonnent les différents processus nécessaires à la sortie de la quiescence, de l'auto-renouvellement et de l'expansion proliférative.Par la différenciation myogénique 6 . Chez les personnes âgées et dans les maladies chroniques musculaires, toutes ces fonctions sont compromises, entraînant une altération de la fonctionnalité musculaire 2 , 3 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 .

La macroatophagie (appelée ci-après autophagie) apparaît comme un processus biologique crucial essentiel pour préserver l'homéostasie des tissus 14 . Le processus autophagique englobe les mécanismes de traite, où des portions de cytoplasme, d'organelles et de protéines sont englouties dans des vésicules qui se dégradent éventuellement via la voie du lysosome, favorisant l'élimination des molécules toxiques et le recyclage du macromoleCules. Cela fournit des composés riches en énergie pour soutenir l'adaptation des cellules et des tissus sous contrainte ou d'autres conditions défavorables 15 , 16 . Avec l'activité de survie cellulaire, l'autophagie peut également fonctionner comme inducteur de la mort cellulaire, selon le contexte du tissu cellulaire ( p. Ex. Tissu normal versus cancer) et le type de stimulus de stress 17 , 18 .

Des preuves récentes indiquent que l'autophagie est nécessaire pour maintenir la masse musculaire et l'intégrité de la myofibre 19 , 20 et a été signalée comme étant altérée dans différentes dystrophies musculaires 21 , 22 , 23 , y compris la Dystrophie Musculaire de Duchenne (DMD) 24 , 25 , 26 , 27 </suP> , 28 , 29 , 30. De même, une réduction progressive du processus autophagique a été observée chez les personnes âgées 31 , 32 , 33 , 34 , 35 , après une perte de masse musculaire (appelée sarcopénie) 32 , 33 , 34 , 35 , 36 , 37 , et dans la survie de myofibres 38 .

Une relation étroite entre l'autophagie et le potentiel régénérateur des muscles squelettiques a été anticipée par une étude du laboratoire de Wagers, qui a montré qu'une restriction calorique améliore la disponibilité et l'activité de MuSC 39 . C'est nonLa nouvelle observation a été confirmée par l'observation récente selon laquelle l'axe Foxo3-Notch active le processus autophagique pendant l'auto-renouvellement 40 et la transition MuSC de l'état de repos à l'état de prolifération 41 . Ces données concordent avec la réduction progressive de l'autophagie basale de jeunes et anciens et de MuSCs gériatriques, en association avec le déclin numérique et fonctionnel des MuSC pendant le vieillissement 42 .

Dans un article récent, nous avons démontré une relation étroite entre l'autophagie et la régénération musculaire compensatoire qui distingue les premiers stades de la progression de la DMD. En conséquence, nous avons observé un flux autophagique réduit aux stades ultérieurs de la progression de la maladie, lorsque la régénération musculaire est compromise et que le dépôt de tissu fibrotique se produit. D'une manière intrigante, nous avons montré que, dans les conditions de régénération, l'autophagie est activée dans les MUSC et que la modulation du processus autophagique affecte l'activation de MuSC et fuNationality 30 .

Dans l'ensemble, ces données mettent en évidence l'urgence d'explorer le processus autophagique dans les MUSC pendant la régénération musculaire dans des conditions normales et pathologiques et tout au long de la vie. Ici, nous fournissons un protocole pour surveiller le processus autophagique dans MuSC dans les conditions de régénération musculaire en effectuant l'immunocoloration in situ pour la protéine 1A / 1B-chaîne légère 3 (LC3) associée aux microtubules, un marqueur de l'autophagie 43 et MyoD, un marqueur de Lignée myogénique, dans les sections de tissu musculaire du contrôle et des souris blessées. La méthodologie déclarée permet de surveiller le processus autophagique dans un compartiment cellulaire spécifique, le MuSC, qui joue un rôle clé dans l'orchestration de la régénération musculaire.

Protocol

Les souris ont été élevées et entretenues selon les procédures standard de l'installation animale et tous les protocoles expérimentaux ont été approuvés par l'Assurance du bien-être animal et le Comité éthique interne de recherche animale selon le ministère italien de la Santé et ont respecté le Guide NIH pour le soin et l'utilisation de Animaux de laboratoire. 1. Blessure musculaire et le bloc in vivo de flux autophagique Blessure muscu…

Representative Results

Ce protocole décrit une méthode in situ efficace pour détecter l'autophagie dans les MUSC pendant la régénération musculaire. Traitements CTX In Vivo : Utilisez CTX pour induire des dommages musculaires dans les muscles TA et utilisez des muscles non perturbés comme témoins. Puisque l'autophagie est très dynamique, bloquez le flux aut…

Discussion

Ce protocole décrit comment surveiller l'autophagie dans les cellules souches du muscle squelettique pendant la régénération musculaire compensatoire. Plusieurs anticorps pour la co-coloration de LC3 et MyoD ont été essayés, et ceux qui travaillent dans des sections de tissus de souris et créent des résultats réussis sont listés ici (voir la Table des matériaux ). La perméabilisation avec le méthanol (voir étape 3.2.2) est fortement recommandée pour une coloration réussie. </p…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par NIAMS AR064873, Epigen Project PB. P01.001.019 / Progetto Bandiera Epigenomica IFT à LL

Materials

C57BL/6J The Jackson Laboratory 000664 WT mice
Cardiotoxin 1 Latoxan L8102
Millex-VV Merck Millipore SLVV033RS Syringe Filter Unit, 0.1 µm, PVDF, 33 mm, gamma sterilized
Chloroquine diphosphate salt Sigma-Aldrich C6628 Caution:
Harmful if swallowed
BD Micro-Fine + 0,5 mL BD 324825
Tissue-Tek O.C.T. compound Sakura Finetek 25608-930
Tissue-Tek Cryomold Intermediate Sakura Finetek 4566
2-Methylbutane Sigma-Aldrich 277258
Hematoxylin Solution, Harris Modified Sigma-Aldrich HHS32
Eosin Y solution, alcoholic Sigma-Aldrich HT110132
o-Xylene Sigma-Aldrich X1040 Caution:
Flammable liquid and vapour; May be fatal if swallowed and enters airways; Harmful in contact with skin; May cause respiratory irritation; Causes serious eye irritation
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148 Caution:
Flammable solid; Harmful if swallowed; Causes skin irritation; May cause an allergic skin reaction; Causes serious eye damage; May cause respiratory irritation; Suspected of causing cancer
DPBS, no calcium, no magnesium Thermo Fisher Scientific 14190-094
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7030
Glycerol Sigma-Aldrich G5516
Eukitt – Quick-hardening mounting medium Sigma-Aldrich 3989
AffiniPure Fab Fragment Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch 115-007-003
LC3B Antibody Cell signaling Technology 2775
Monoclonal mouse anti-MyoD
(concentrated) clone 5.8A
DAKO – Agilent Pathology Solutions M3512
Laminin-2 (α-2-chain) monoclonal antibody Enzo Life Sciences 4H8-2
Alexa Fluor 488 Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) Life technologies A11008
Alexa Fluor 594 Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Life technologies A11005
Alexa Fluor Goat Anti-Rat IgM Antibody Life technologies A21248
DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) Thermo Fisher Scientific D1306

Referenzen

  1. Bentzinger, C. F., et al. Differential response of skeletal muscles to mTORC1 signaling during atrophy and hypertrophy. Skelet Muscle. 3 (1), (2013).
  2. Chakkalakal, J. V., et al. The aged niche disrupts muscle stem cell quiescence. Nature. 490 (7420), 355-360 (2012).
  3. Jang, Y. C., et al. Skeletal muscle stem cells: effects of aging and metabolism on muscle regenerative function. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 76, 101-111 (2011).
  4. Cheung, T. H., Rando, T. A. Molecular regulation of stem cell quiescence. Nat Rev Mol Cell Biol. 14 (6), 329-340 (2013).
  5. Collins, C. A., Partridge, T. A. Self-renewal of the adult skeletal muscle satellite cell. Cell Cycle. 4 (10), 1338-1341 (2005).
  6. Bentzinger, C. F., et al. Cellular dynamics in the muscle satellite cell niche. EMBO Rep. 14 (12), 1062-1072 (2013).
  7. Bernet, J. D., et al. p38 MAPK signaling underlies a cell-autonomous loss of stem cell self-renewal in skeletal muscle of aged mice. Nat Med. 20 (3), 265-271 (2014).
  8. Cosgrove, B. D., et al. Rejuvenation of the muscle stem cell population restores strength to injured aged muscles. Nat Med. 20 (3), 255-264 (2014).
  9. Sousa-Victor, P., et al. Geriatric muscle stem cells switch reversible quiescence into senescence. Nature. 506 (7488), 316-321 (2014).
  10. Madaro, L., Latella, L. Forever young: rejuvenating muscle satellite cells. Front Aging Neurosci. 7, 37 (2015).
  11. Price, F. D., et al. Inhibition of JAK-STAT signaling stimulates adult satellite cell function. Nat Med. 20 (10), 1174-1181 (2014).
  12. Tierney, M. T., et al. STAT3 signaling controls satellite cell expansion and skeletal muscle repair. Nat Med. 20 (10), 1182-1186 (2014).
  13. Judson, R. N., Zhang, R. H., Rossi, F. M. Tissue-resident mesenchymal stem/progenitor cells in skeletal muscle: collaborators or saboteurs?. FEBS J. 280 (17), 4100-4108 (2013).
  14. Kroemer, G., Marino, G., Levine, B. Autophagy and the integrated stress response. Mol Cell. 40 (2), 280-293 (2010).
  15. Marino, G., Madeo, F., Kroemer, G. Autophagy for tissue homeostasis and neuroprotection. Curr Opin Cell Biol. 23 (2), 198-206 (2011).
  16. Jiang, P., Mizushima, N. Autophagy and human diseases. Cell Res. 24 (1), 69-79 (2014).
  17. Eskelinen, E. L. Doctor Jekyll and Mister Hyde: autophagy can promote both cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12, 1468-1472 (2005).
  18. Basile, V., et al. bis-Dehydroxy-Curcumin triggers mitochondrial-associated cell death in human colon cancer cells through ER-stress induced autophagy. PLoS One. 8 (1), e53664 (2013).
  19. Neel, B. A., Lin, Y., Pessin, J. E. Skeletal muscle autophagy: a new metabolic regulator. Trends Endocrinol Metab. 24 (12), 635-643 (2013).
  20. Sandri, M. Autophagy in skeletal muscle. FEBS Lett. 584 (7), 1411-1416 (2010).
  21. Grumati, P., et al. Autophagy is defective in collagen VI muscular dystrophies, and its reactivation rescues myofiber degeneration. Nat Med. 16 (11), 1313-1320 (2010).
  22. Chrisam, M., et al. Reactivation of autophagy by spermidine ameliorates the myopathic defects of collagen VI-null mice. Autophagy. 11 (12), 2142-2152 (2015).
  23. Grumati, P., et al. Autophagy induction rescues muscular dystrophy. Autophagy. 7 (4), 426-428 (2011).
  24. De Palma, C., et al. Autophagy as a new therapeutic target in Duchenne muscular dystrophy. Cell Death Dis. 3, e418 (2012).
  25. Hindi, S. M., et al. Distinct roles of TRAF6 at early and late stages of muscle pathology in the mdx model of Duchenne muscular dystrophy. Hum Mol Genet. 23 (6), 1492-1505 (2014).
  26. Pauly, M., et al. AMPK activation stimulates autophagy and ameliorates muscular dystrophy in the mdx mouse diaphragm. Am J Pathol. 181 (2), 583-592 (2012).
  27. Spitali, P., et al. Autophagy is Impaired in the Tibialis Anterior of Dystrophin Null Mice. PLoS Curr. 5, (2013).
  28. Whitehead, N. P. Enhanced autophagy as a potential mechanism for the improved physiological function by simvastatin in muscular dystrophy. Autophagy. 12 (4), 705-706 (2016).
  29. Whitehead, N. P., et al. A new therapeutic effect of simvastatin revealed by functional improvement in muscular dystrophy. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (41), 12864-12869 (2015).
  30. Fiacco, E., et al. Autophagy regulates satellite cell ability to regenerate normal and dystrophic muscles. Cell Death Differ. 23 (11), 1839-1849 (2016).
  31. Lee, I. H., et al. A role for the NAD-dependent deacetylase Sirt1 in the regulation of autophagy. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (9), 3374-3379 (2008).
  32. Rubinsztein, D. C., Mariño, G., Kroemer, G. Autophagy and aging. Cell. 146 (5), 682-695 (2011).
  33. Colman, R. J., et al. Caloric restriction delays disease onset and mortality in rhesus monkeys. Science. 325 (5937), 201-204 (2009).
  34. Levine, B., Kroemer, G. Autophagy in the pathogenesis of disease. Cell. 132 (1), 27-42 (2008).
  35. Yang, L., et al. Long-Term Calorie Restriction Enhances Cellular Quality-Control Processes in Human Skeletal Muscle. Cell Rep. 14 (3), 422-428 (2016).
  36. Wenz, T., et al. Increased muscle PGC-1alpha expression protects from sarcopenia and metabolic disease during aging. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (48), 20405-20410 (2009).
  37. Carnio, S., et al. Autophagy Impairment in Muscle Induces Neuromuscular Junction Degeneration and Precocious Aging. Cell Rep. , (2014).
  38. Sandri, M., et al. Misregulation of autophagy and protein degradation systems in myopathies and muscular dystrophies. J Cell Sci. 126 (Pt 23), 5325-5333 (2013).
  39. Cerletti, M., et al. Short-term calorie restriction enhances skeletal muscle stem cell function. Cell Stem Cell. 10 (5), 515-519 (2012).
  40. Gopinath, S. D., et al. FOXO3 promotes quiescence in adult muscle stem cells during the process of self-renewal. Stem Cell Reports. 2 (4), 414-426 (2014).
  41. Tang, A. H., Rando, T. A. Induction of autophagy supports the bioenergetic demands of quiescent muscle stem cell activation. EMBO J. 33 (23), 2782-2797 (2014).
  42. Garcia-Prat, L., et al. Autophagy maintains stemness by preventing senescence. Nature. 529 (7584), 37-42 (2016).
  43. Klionsky, D. J., et al. Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring autophagy (3rd edition). Autophagy. 12 (1), 1-222 (2016).
check_url/de/55908?article_type=t

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Castagnetti, F., Fiacco, E., Imbriano, C., Latella, L. In Situ Immunofluorescent Staining of Autophagy in Muscle Stem Cells. J. Vis. Exp. (124), e55908, doi:10.3791/55908 (2017).

View Video