Summary

تطبيقات رسم الخرائط الزمانية وتقنيات تحليل الجسيمات للتحديد الكمي لداخل الخلية Ca2 + إشارات في الموقع

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

وراثيا المرمزة Ca2 + المؤشرات (جيسيس) قد تغيرت تغيرا جذريا في الموقع كيف Ca2 + تصوير تتم. إلى أقصى حد ممكن لاستعادة البيانات من هذه التسجيلات، مطلوب تحليل Ca2 + إشارات مناسبة. البروتوكولات في هذه الورقة تيسير التحديد الكمي ل Ca2 + إشارات سجلت في الموقع باستخدام رسم الخرائط الزمانية المكانية والتحليل القائم على الجسيمات.

Abstract

Ca2 + تصوير الخلايا المعزولة أو أنواع محددة من الخلايا داخل أنسجة سليمة وكثيراً ما تكشف عن أنماط معقدة من Ca2 + إشارات. ويتطلب هذا النشاط تحليلات متأنية ومتعمقة، والتقدير الكمي لالتقاط قدر ممكن من المعلومات حول الأحداث الأساسية. المكانية، الزمانية وكثافة معلمات المضمنة إلى Ca2 + إشارات مثل تواتر ومدة، ونشر، والسرعة والسعة قد توفر بعض المعلومات البيولوجية اللازمة للإشارات داخل الخلايا. عالية الاستبانة Ca2 + التصوير عادة النتائج في الحصول على ملفات البيانات الكبيرة التي تستغرق وقتاً طويلاً للعملية من حيث ترجمة المعلومات التصوير إلى بيانات قابلة للقياس الكمي، وهذه العملية يمكن أن تكون عرضه للخطأ البشري والتحيز. تحليل Ca2 + الإشارات من الخلايا في الموقع يعتمد عادة على قياسات كثافة بسيطة من مناطق مختارة تعسفاً للفائدة (ROI) ضمن مجال رؤية (FOV). وهذا النهج يتجاهل الكثير من المعلومات الهامة إرسال الإشارات الواردة في فوف. وهكذا، من أجل تحقيق أقصى قدر من استرداد المعلومات من هذه التسجيلات عالية الدقة التي تم الحصول عليها مع Ca2 +الأصباغ أو أوبتوجينيتيك Ca2 + التحليل المكاني والزماني التصوير، والمناسبة من Ca2 + الإشارات مطلوب. وسيصف البروتوكولات المبينة في هذه الورقة كيف يمكن الحصول على حجم كبير من البيانات من Ca2 + تصوير تسجيلات لتيسير تحليل أكثر اكتمالا والتحديد الكمي ل Ca2 + الإشارات المسجلة من الخلايا باستخدام مزيج من خريطة الزمانية المكانية (STM)-استناداً إلى التحليل والتحليل القائم على الجسيمات. كما وصف البروتوكولات كيف مختلف أنماط Ca2 + الإشارات الملحوظة في خلية مختلفة يمكن تحليل السكان في الموقع المناسب. للتوضيح، الطريقة التي ستدرس Ca2 + إشارات في عدد سكان متخصصة من الخلايا في الأمعاء الدقيقة، الخلايا فراغي من كيال (ICC)، استخدام جيسيس.

Introduction

Ca2 + هو رسول داخل الخلايا في كل مكان التي تسيطر على مجموعة واسعة من العمليات الخلوية، مثل العضلات انكماش1،2،3من الأيض، خلية انتشار3،4، 5، والحث على إطلاق سراح العصبي في الأعصاب الطرفية6،7، وتفعيل النسخ العوامل في النواة. 7 داخل الخلية Ca2 + إشارات غالباً ما تتخذ شكل ارتفاعات عابرة في كاليفورنيا سيتوسوليك2 +، وهذه يمكن أن تكون عفوية أو تنشأ من التحفيز مؤثر تبعاً لنوع الخلية8. المكانية، الزمانية وكثافة معلمات المضمنة إلى Ca2 + إشارات مثل التردد والمدة، ونشر، والسرعة والسعة ويمكن توفير المعلومات البيولوجية المطلوبة ل التنبيه داخل الخلايا5، 7 , 9-هيولى Ca2 + إشارات يمكن أن تنجم عن تدفق Ca2 + من الفضاء خارج الخلية أو عن طريق Ca2 + الإصدار من هيولى (ER) عبر قنوات Ca2 + الإصدار مثل مستقبلات ريانوديني (ريرس) ومستقبلات اينوزيتول-ثلاثي-الفوسفات (IP3Rs)10. ريرس والملكية الفكرية3روبية قد تسهم على حد سواء لتوليد إشارات Ca2 + ويمكن أن يؤدي فتح هذه القنوات، الذي جنبا إلى جنب مع مختلف Ca2 + تدفق آليات منسقة في عدد ضخم من Ca2 + يشير إلى أنماط أن تتشكل بالأرقام وفتح احتمال Ca2 + قنوات تدفق، التعبير الشخصية من Ca2 + الإفراج عن القنوات، القرب بين Ca2 + تدفق والإفراج عن القنوات، والتعبير والتوزيع من كاليفورنيا2 + البروتينات امتصاص والنتوء. Ca2 + إشارات قد تتخذ شكل موحد، طويلة الأمد، ذبذبات عالية الكثافة العالمية التي قد تستمر لعدة ثوان أو دقائق حتى، نشر داخل الخلايا وبين الخلايا Ca2 + الأمواج التي قد تعبر المسافات داخل الخلايا ما يزيد على 100 ميكرومتر10،11،،من1213،14،،من1516، أو المزيد من الأحداث موجزة، ومكانيا مترجمة مثل Ca2 + الشرر و Ca2 + نفث التي تحدث على عشرات الجداول الزمنية ميلي ثانية واحدة، وانتشار أقل من 5 ميكرومتر17،،،من1819،20.

مجهر فلوري قد استخدمت على نطاق واسع لرصد Ca2 + الإشارات في الخلايا المعزولة ومثقف وفي أنسجة سليمة. وتقليدياً، هذه التجارب انطوت على استخدام الفلورية Ca2 + المؤشرات، راتيوميتريك والأصباغ غير راتيوميتريك مثل Fura2 أو Fluo3/4 أو Rhod2، من بين آخرين 21،،من2223. هذه المؤشرات قد صممت لتكون نفاذية أغشية الخلايا وثم أصبحوا محاصرين في الخلايا بالانقسام من جماعة إستر عبر esterases الذاتية. ملزمة من Ca2 + لمؤشرات ترابط عالية تسبب التغييرات في الأسفار عندما كانت مضاءة الخلايا والأنسجة بالمناسبة الأطوال الموجية للضوء. استخدام الخلية نفاذية Ca2 + مؤشرات تتعزز فهمنا من Ca2 + إشارات في الخلايا الحية ويسمح القرار المكانية والتحديد الكمي لهذه الإشارات التي لم يكن من الممكن بالمعايرة Ca2 + إشارات من خلال وسائل أخرى، مثل الكهربية. ومع ذلك، قد Ca2 + المؤشرات التقليدية العديد من القيود، مثل فوتوبليتشينج التي تحدث على مدى فترات ممتدة من تسجيل24. في حين أحدث Ca2 + مؤشر الأصباغ مثل Cal520/590 قد تحسنت كثيرا إشارة إلى نسب الضوضاء والقدرة على اكتشاف المحلية Ca2 + إشارات25، قضايا مع فوتوبليتشينج يمكن لا تزال مصدر قلق لبعض المحققين 2627،،28. فوتوبليتشينج متسرعة كما يقيد التكبير، المعدل للحصول على الصور، والقرار التي يمكن استخدامها للتسجيلات، كما تتطلب زيادة قوة موضوعية ومعدلات أعلى للحصول على الصور زادت كثافة الضوء الإثارة التي يزيد من فوتوبليتشينج.

هذه القيود التقليدية Ca2 + مؤشر الأصباغ تتفاقم عند تسجيل Ca2 + إشارات في الموقع، على سبيل المثال عند تسجيل داخل الخلية Ca2 + إشارات من أنسجة سليمة. بسبب المشاكل المذكورة أعلاه، التصور Ca2 + إشارات في الموقع باستخدام الخلية نفاذية Ca2 + مؤشرات تم محدودة إلى تضخم منخفضة الطاقة وتخفيض المعدلات لالتقاط الصور، ويقيد قدرة المحققين لتسجيل و تحديد Ca2 + إشارات سوبسيلولار المقيدة زمنياً أو مكانياً. وبالتالي، كان من الصعب التقاط وتحليلها، ونقدر تعقيد المكانية والزمانية Ca2 + الإشارات، التي يمكن أن تكون هامة في توليد الاستجابات البيولوجية المطلوبة، كما هو مبين أعلاه. تحليل Ca2 + الإشارات من الخلايا في الموقع يعتمد عادة على قياسات كثافة بسيطة من مناطق مختارة للفائدة (ROI) ضمن مجال رؤية (FOV). يمكن تحيز الاختيار التعسفي لعدد وحجم وموضع رويس، تعتمد على أهواء الباحث، شدة النتائج المتحصل عليها. كذلك التحيز المتأصل بتحليل العائد على الاستثمار، هذا النهج يتجاهل الكثير من أهمية مما يشير إلى المعلومات التي تتضمنها فوف، كدينامية Ca2 + الأحداث داخل تعسفاً المختار يتم تحديد العائد على الاستثمار للتحليل. وعلاوة على ذلك، فشل تحليل رويس لتقديم معلومات عن الخصائص المكانية من Ca2 + إشارات لاحظ. على سبيل المثال، قد لا يكون ممكناً للتمييز بين ارتفاع Ca2 + الناتجة نشر Ca2 + موجه وكاليفورنيا مترجمة عالية2 + الإفراج عن الحدث من تبويبات Ca2 + إشارات داخل العائد على الاستثمار.

ظهور المرمزة وراثيا Ca2 + المؤشرات (جيسيس) قد تغيرت تغيرا جذريا في كيف يمكن أن يكون Ca2 + تصوير المؤداة في الموقع29،30،،من3132،33 . وهناك العديد من المزايا لاستخدام جيسيس أكثر الأصباغ. وربما الأكثر أهمية هو أن التعبير عن جيتشي يمكن أن يؤديها بطريقة محددة في خلية، مما يقلل من تلوث الخلفية غير المرغوب فيها من الخلايا لا فائدة. ميزة أخرى جيسيس فوق Ca2 + المؤشرات التقليدية أن فوتوبليتشينج انخفاض (كما الأسفار والتبعية فوتوبليتشينج فقط يحدث عندما الخلايا تكون نشطة)، بالمقارنة مع عينات محملة بصبغة، لا سيما في عالية التكبير، والمعدلات العالية للصورة التقاط34. وهكذا، التصوير مع جيسيس، مثل سلسلة جكامب من أجهزة استشعار أوبتوجينيتيك، يتيح للمحققين القدرة على تسجيل موجز، المترجمة دون الخلوية Ca2 + إشارات في الموقع والتحقيق Ca2 + الإشارات في الخلايا داخل بهم بيئات الأصلي الذي لم يكن ممكناً سابقا. لتحقيق أقصى قدر من استرداد المعلومات من هذه التسجيلات عالية الاستبانة، التحليل المكاني والزماني المناسب من Ca2 + الإشارات مطلوب. تجدر الإشارة إلى أنه بينما يمكن أن توفر جيسيس بعض مزايا واضحة، قد كشفت الدراسات الأخيرة أن Ca2 + تصوير يمكن أن يتم بنجاح من إعداد كبيرة من السكان من مختلف الطبقات الكيميائية العصبية من الخلايا العصبية في وقت واحد باستخدام التقليدية Ca2 + المؤشرات التي لا يتم ترميز وراثيا في الحيوان35. هذا النهج المستخدمة immunohistochemistry المخصصة بعد الكشف عن عدة فئات مختلفة من الخلايا العصبية يطلقون النار على الترددات العالية في رشقات نارية متزامنة، وتجنب احتمال أنه قد يكون تدخل التعديلات الوراثية للحيوان مع الفسيولوجية سلوك المحقق يسعى إلى فهم35،36.

تيسير البروتوكولات المبينة في هذه الورقة تحليل أكثر اكتمالا والتحديد الكمي ل Ca2 + إشارات مسجل من الخلايا في الموقع باستخدام مزيج من الخريطة الزمانية المكانية (STM)-استناداً إلى التحليل والتحليل القائم على الجسيمات. كما وصف البروتوكولات كيف مختلف أنماط Ca2 + الإشارات الملحوظة في خلية مختلفة يمكن تحليل السكان في الموقع المناسب. للتوضيح، الطريقة التي ستدرس Ca2 + الإشارات في عدد سكان متخصصة من الخلايا في الأمعاء الدقيقة، الخلايا فراغي من كيال (المحكمة الجنائية الدولية). المحكمة الجنائية الدولية هي خلايا متخصصة في الجهاز الهضمي (غي) أن المعرض الحيوية داخل الخلايا Ca2 + إشارات، كما تصور استخدام الفئران معربا عن جكامبس37،،من3839،40، ،من 4142. Ca2 + العابرين في المحكمة الجنائية الدولية المرتبطة بالتنشيط من Ca2 +-تنشيط قنوات (المشفرة بواسطة Ano1) التي تعتبر مهمة في تنظيم استثارة العضلات الملساء المعوية الخلايا (سمكس)43، Cl ،من 4445. وهكذا، دراسة Ca2 + إشارات في المحكمة الجنائية الدولية أمر أساسي لفهم حركية الأمعاء. الأمعاء موريني يقدم مثالاً ممتازا لهذه التظاهرة، كما أن هناك فئتين من المحكمة الجنائية الدولية أن تكون مفصولة تشريحيا ويمكن تصور بشكل مستقل: أنا) المحكمة الجنائية الدولية الموجودة في المنطقة الواقعة بين العضلات الملساء الطولية والدائرية طبقات، المحيطة الضفيرة myenteric (المحكمة الجنائية الدولية-بي). هذه الخلايا تعمل كخلايا تنظيم ضربات القلب، وتوليد النشاط الكهربائي المعروف بموجات بطيئة46،47،،من4849؛ ثانيا) المحكمة الجنائية الدولية أيضا تقع بين ضفيرة غنية بالمحطات الطرفية للخلايا العصبية الحركية (الضفيرة العضلية العميقة، وبالتالي المحكمة الجنائية الدولية-برنامج إدارة الكوارث). هذه الخلايا تعمل كوسطاء ردود على كبيرة الحركية المعوية37،39،،من4050. بي-المحكمة الجنائية الدولية والمحكمة الجنائية الدولية-برنامج إدارة الكوارث تختلف شكلياً Ca2 + إشارات سلوكهم تختلف جذريا على إنجاز المهام المحددة. المحكمة الجنائية الدولية-بلدي النجمية في الشكل وتشكل شبكة خلايا المترابطة عن طريق الفجوة تقاطعات51،52. Ca2 + إشارات في بيان المحكمة الجنائية الدولية-بلدي مختصرة ومترجمة مكانياً Ca2 + الإفراج عن الأحداث التي تقع في مواقع متعددة بشكل متزامن من خلال شبكة بي-المحكمة الجنائية الدولية كتصور داخل فوف (تصويرها مع هدف X 60)38. ويتم تنظيم هذه الإشارات غير متزامن وقتيا في الثانية 1 التكتلات التي، عندما جدولت معا، تصل إلى ارتفاع خلوية s 1 صافي في Ca2 +. هذه الإشارات نشر خلية إلى خلية داخل الشبكة المحكمة الجنائية الدولية وذلك تنظيم Ca2 + إشارات، وتولد من المواقع الفرعية الخلوية، في أنسجة واسعة Ca2 + موجه. تجميع الزمانية والجمع من Ca2 + إشارات في سمي المحكمة الجنائية الدولية-بلدي Ca2 + مجموعات عابرة (ريادية)38. تحدث ريادية إيقاعي (مماثلة تماما مثل المدد الزمنية وفترات مماثلة بين ريادية) 30 مرة في الدقيقة في الماوس. على العكس من ذلك، المحكمة الجنائية الدولية-برنامج إدارة الكوارث محور الدوران على شكل خلايا، بعض العمليات الثانوية، التي توزع بين سمكس والعمليات العصبية دوالي ولا بشكل مستقل شبكة،من5152. بيد أن المحكمة الجنائية الدولية-برنامج إدارة الكوارث تشكل تقاطعات الفجوة مع سمكس، وتعمل داخل هذا سينسيتيوم أكبر، المعروف باسم سينسيتيوم المسبار53. Ca2 + إشارات تحدث في مواقع متعددة على امتداد أطوال الخلايا، ولكن لم يتم العالق هذه العابرين أو وقتيا متفاوت المسافات، كما لوحظ في المحكمة الجنائية الدولية-بلدي37. Ca2 + إشارات في المحكمة الجنائية الدولية-برنامج إدارة الكوارث تحدث بطريقة عشوائية، مع كثافات متغيرة والمدد الزمنية والمكانية الخصائص. البروتوكولات أدناه، باستخدام مثال Ca2 + إشارات في بلدي-المحكمة الجنائية الدولية والمحكمة الجنائية الدولية-برنامج إدارة الكوارث، وصف تقنيات تحليل إشارات معقدة في أنواع معينة من الخلايا في الموقع. نحن تستخدم النظام ف لوكس Cre إيندوسيبلي للتعبير عن GCaMP6f حصرا في المحكمة الجنائية الدولية، بعد حمل تفعيل Recombinase لجنة المساواة العرقية (Cre) مدفوعا مروج المحكمة الجنائية الدولية محددة (مجموعة أدوات).

Protocol

وكانت جميع الحيوانات المستخدمة والبروتوكولات المضطلع بها في هذه الدراسة وفقا “المعاهد الوطنية للصحة دليل” لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية. وافق جميع الإجراءات المؤسسية استخدام الحيوان ورعاية اللجنة في جامعة نيفادا، رينو. 1-جيل فئران KitGCaMP6f عبر Ai95 (RCL-GCaMP6f)-د (الفئرا…

Representative Results

استخدام الفئران كيت-لجنة المساواة العرقية-GCaMP6F (الشكل 1)، دينامية Ca2 + إشارات السلوكيات للمحكمة الجنائية الدولية في الجهاز الهضمي يمكن تصويرها في الموقع. مع الفحص المجهري [كنفوكل]، يمكن الحصول على صور عالية الاستبانة لفئات معينة من السكان للمحكمة الج…

Discussion

Ca2 + تصوير لأنواع محددة من الخلايا داخل أنسجة سليمة أو في شبكات الخلايا غالباً ما تكشف عن أنماط معقدة من Ca2 + العابرين. ويتطلب هذا النشاط تحليلات متأنية ومتعمقة، والتقدير الكمي لالتقاط قدر ممكن من المعلومات عن الأحداث الكامنة والحركية لهذه الأحداث. تحقيق الاستقرار والانتساب وتح…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم توفير التمويل نيدك، عن طريق P01 DK41315.

Materials

Image J software NIH 1.5a Image J software
Volumetry GWH Volumetry 8Gd Custom made analysis software
Isoflurane Baxter, Deerfield, IL, USA NDC 10019-360-60
Tamoxifen Sigma T5648
GCaMP6F mice Jackson Laboratory Ai95 (RCL-GCaMP6f)-D
Kit-Cre mice Gifted From Dr. Dieter Saur c-Kit+/Cre-ERT2
Ethanol Pharmco-Aaper SDA 2B-6

Referencias

  1. Wellman, G. C., Nelson, M. T. Signaling between SR and plasmalemma in smooth muscle: Sparks and the activation of Ca2+-sensitive ion channels. Cell Calcium. 34 (3), 211-229 (2003).
  2. Mironneau, J., Arnaudeau, S., Macrez-Lepretre, N., Boittin, F. X. Ca2+sparks and Ca2+waves activate different Ca2+-dependent ion channels in single myocytes from rat portal vein. Cell Calcium. 20 (2), 153-160 (1996).
  3. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling mechanisms. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1793 (6), 933-940 (2009).
  4. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. Calcium signalling. Current biology. 9 (5), R157-R159 (1999).
  5. Bootman, M. D., et al. Calcium signalling—an overview. Seminars in Cell & Developmental Biology. 12 (1), 3-10 (2001).
  6. Brain, K. L., Bennett, M. R. Calcium in sympathetic varicosities of mouse vas deferens during facilitation, augmentation and autoinhibition. The Journal of Physiology. 502 (3), 521-536 (1997).
  7. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. D. The versatility and universality of calcium signalling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 1 (1), 11-21 (2000).
  8. Dupont, G., Goldbeter, A. Problems and paradigms: Oscillations and waves of cytosolic calcium: Insights from theoretical models. BioEssays. 14 (7), 485-493 (1992).
  9. Bootman, M. D., Berridge, M. J. The elemental principles of calcium signaling. Cell. 83 (5), 675-678 (1995).
  10. Berridge, M. J., Dupont, G. Spatial and temporal signalling by calcium. Current Opinion in Cell Biology. 6 (2), 267-274 (1994).
  11. Drumm, B. T., et al. The role of Ca 2+ influx in spontaneous Ca 2+ wave propagation in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. The Journal of Physiology. 593 (15), 3333-3350 (2015).
  12. Bayguinov, P. O., Hennig, G. W., Smith, T. K. Ca 2+ imaging of activity in ICC-MY during local mucosal reflexes and the colonic migrating motor complex in the murine large intestine. The Journal of Physiology. 588 (22), 4453-4474 (2010).
  13. Drumm, B. T., Sergeant, G. P., Hollywood, M. A., Thornbury, K. D., McHale, N. G., Harvey, B. J. The role of cAMP dependent protein kinase in modulating spontaneous intracellular Ca2+ waves in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Cell Calcium. 56 (3), 181-187 (2014).
  14. Nathanson, M. H., Padfield, P. J., O’Sullivan, A. J., Burgstahler, A. D., Jamieson, J. D. Mechanism of Ca2+ wave propagation in pancreatic acinar cells. Journal of Biological Chemistry. 267 (25), 18118-18121 (1992).
  15. Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. Calcium wave propagation in pancreatic acinar cells: functional interaction of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors, ryanodine receptors, and mitochondria. The Journal of General Physiology. 116 (4), 547-560 (2000).
  16. Sneyd, J., Tsaneva-Atanasova, K., Bruce, J. I. E., Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. A model of calcium waves in pancreatic and parotid acinar cells. Biophysical Journal. 85 (3), 1392-1405 (2003).
  17. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology. Cell. 278 (2), C235-C256 (2000).
  18. Nelson, M. T., et al. Relaxation of arterial smooth muscle by calcium sparks. Science. 270 (5236), 633-637 (1995).
  19. Cheng, H., Lederer, W. J., Cannell, M. B. Calcium sparks: Elementary events underlying excitation-contraction coupling in heart muscle. Science. 262 (5134), 740-744 (1993).
  20. Parker, I., Choi, J., Yao, Y. Elementary events of InsP3-induced Ca2+ liberation in Xenopus oocytes: Hot spots, puffs and blips. Cell Calcium. 20 (2), 105-121 (1996).
  21. Diliberto, P. a., Wang, X. F., Herman, B. Confocal imaging of Ca2+ in cells. Methods in Cell Biology. 40, 243-262 (1994).
  22. Martínez-Zaguilán, R., Parnami, G., Lynch, R. M. Selection of fluorescent ion indicators for simultaneous measurements of pH and Ca2+. Cell Calcium. 19 (4), 337-349 (1996).
  23. Hayashi, H., Miyata, H. Fluorescence imaging of intracellular Ca2. The Journal of Pharmacology & Toxicology Methods. 31 (1), 1-10 (1994).
  24. Thomas, D., Tovey, S. C., Collins, T. J., Bootman, M. D., Berridge, M. J., Lipp, P. A comparison of fluorescent Ca2+indicator properties and their use in measuring elementary and global Ca2+signals. Cell Calcium. 28 (4), 213-223 (2000).
  25. Lock, J. T., Parker, I., Smith, I. F. A comparison of fluorescent Ca2+indicators for imaging local Ca2+signals in cultured cells. Cell Calcium. 58 (6), 638-648 (2015).
  26. Flagmeier, P., et al. Ultrasensitive Measurement of Ca 2+ Influx into Lipid Vesicles Induced by Protein Aggregates. Angewandte Chemie International Edition. 56 (27), 7750-7754 (2017).
  27. Tsutsumi, S., et al. Structure-Function Relationships between Aldolase C/Zebrin II Expression and Complex Spike Synchrony in the Cerebellum. Journal of Neuroscience. 35 (2), 843-852 (2015).
  28. Rietdorf, K., Chehab, T., Allman, S., Bootman, M. D. Novel improved Ca indicator dyes on the market – a comparative study of novel Ca indicators with Fluo-4. Calcium Signalling: The Next Generation. , 590 (2014).
  29. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  30. Seidemann, E., et al. Calcium imaging with genetically encoded indicators in behaving primates. eLife. 5 (2016JULY), (2016).
  31. Su, S., et al. Genetically encoded calcium indicator illuminates calcium dynamics in primary cilia. Nature Methods. 10 (11), 1105-1109 (2013).
  32. Kaestner, L., et al. Genetically encoded Ca2+ indicators in cardiac myocytes. Circulation Research. 114 (10), 1623-1639 (2014).
  33. Tang, S., Reddish, F., Zhuo, Y., Yang, J. J. Fast kinetics of calcium signaling and sensor design. Current Opinion in Chemical Biology. 27, 90-97 (2015).
  34. Barnett, L. M., Hughes, T. E., Drobizhev, M. Deciphering the molecular mechanism responsible for GCaMP6m’s Ca2+-dependent change in fluorescence. PLoS ONE. 12 (2), 1-24 (2017).
  35. Spencer, N. J., et al. Identification of a rhythmic firing pattern in the enteric nervous system that generates rhythmic electrical activity in smooth muscle. The Journal of Neuroscience. , 3489 (2018).
  36. Hibberd, T. J., et al. Synaptic Activation of Putative Sensory Neurons By Hexamethonium-Sensitive Nerve Pathways in Mouse Colon. American Journal of Physiology – Gastrointestinal and Liver Physiology. (861), (2017).
  37. Baker, S. A., Drumm, B. T., Saur, D., Hennig, G. W., Ward, S. M., Sanders, K. M. Spontaneous Ca(2+) transients in interstitial cells of Cajal located within the deep muscular plexus of the murine small intestine. The Journal of Physiology. 594 (12), 3317-3338 (2016).
  38. Drumm, B. T., et al. Clustering of Ca2+ transients in interstitial cells of Cajal defines slow wave duration. The Journal of General Physiology. 149 (7), 703-725 (2017).
  39. Baker, S. A., Drumm, B. T., Cobine, C. A., Keef, K. D., Sanders, K. M. Inhibitory Neural Regulation of the Ca2+ Transients in Intramuscular Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. Frontiers in Physiology. 9 (April), 1-24 (2018).
  40. Baker, S. A., et al. Excitatory Neuronal Responses of Ca 2+ Transients in Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. eNeuro. 5 (2), (2018).
  41. Drumm, B. T., Sung, T. S., Zheng, H., Baker, S. A., Koh, S. D., Sanders, K. M. The effects of mitochondrial inhibitors on Ca2+signalling and electrical conductances required for pacemaking in interstitial cells of Cajal in the mouse small intestine. Cell Calcium. 72, 1-17 (2018).
  42. Zheng, H., Drumm, B. T., Earley, S., Sung, T. S., Koh, S. D., Sanders, K. M. SOCE mediated by STIM and Orai is essential for pacemaker activity in the interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. Science Signaling. 11 (June), (2018).
  43. Zhu, M. H., et al. A Ca(2+)-activated Cl(-) conductance in interstitial cells of Cajal linked to slow wave currents and pacemaker activity. The Journal of Physiology. 587 (20), 4905-4918 (2009).
  44. Zhu, M. H., Sung, T. S., O’Driscoll, K., Koh, S. D., Sanders, K. M. Intracellular Ca(2+) release from endoplasmic reticulum regulates slow wave currents and pacemaker activity of interstitial cells of Cajal. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (8), C608-C620 (2015).
  45. Zhu, M. H., et al. Muscarinic activation of Ca2+-activated Cl- current in interstitial cells of Cajal. The Journal of Physiology. 589 (Pt 18), 4565-4582 (2011).
  46. Ward, S. M., Burns, A. J., Torihashi, S., Sanders, K. M. Mutation of the proto-oncogene c-kit blocks development of interstitial cells and electrical rhythmicity in murine intestine. The Journal of Physiology. 480 (Pt 1), 91-97 (1994).
  47. Huizinga, J. D., Thuneberg, L., Klüppel, M., Malysz, J., Mikkelsen, H. B., Bernstein, A. W/kit gene required for interstitial cells of cajal and for intestinal pacemaker activity. Nature. 373 (6512), 347-349 (1995).
  48. Ordog, T., Ward, S. M., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal generate electricial slow waves in the murine stomach. The Journal of Physiology. 518 (1), 257-269 (1999).
  49. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial cells: regulators of smooth muscle function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  50. Ward, S. M., McLaren, G. J., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal in the deep muscular plexus mediate enteric motor neurotransmission in the mouse small intestine. The Journal of Physiology. 573 (1), 147-159 (2006).
  51. Komuro, T. Structure and organization of interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. The Journal of Physiology. 576 (3), 653-658 (2006).
  52. Komuro, T. Comparative morphology of interstitial cells of Cajal: ultrastructural characterization. Microscopy Research and Technique. 47 (4), 267-285 (1999).
  53. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial Cells: Regulators of Smooth Muscle Function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  54. Ye, L., Haroon, M. A., Salinas, A., Paukert, M. Comparison of GCaMP3 and GCaMP6f for studying astrocyte Ca2+dynamics in the awake mouse brain. PLoS ONE. 12 (7), e0181113 (2017).
  55. Truett, G. E., Heeger, P., Mynatt, R., Truett, A. A., Walker, J. A., Warman, M. L. Preparation of PCR quality mouse genomic DNA with hot sodium hydroxide and Tris (HotSHOT). BioTechniques. 29 (52), 54 (2000).
  56. . The Jackson Laboratory Available from: https://www2.jax.org/protocolsdb/f?p=116:5:0::NO:5:P5_MASTER_PROTOCOL_ID (2017)
  57. Drumm, B. T., et al. Ca 2+ signalling in mouse urethral smooth muscle in situ role of Ca 2+ stores and Ca 2+ influx mechanisms. The Journal of Physiology. 596 (8), 1433-1466 (2018).
  58. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., Vizzard, M. A. Rhythmic Calcium Events in the Lamina Propria Network of the Urinary Bladder of Rat Pups. Frontiers in Systems Neuroscience. 11 (December), 1-16 (2017).
  59. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., May, V., Vizzard, M. A. PACAP38-Mediated Bladder Afferent Nerve Activity Hyperexcitability and Ca 2 + Activity in Urothelial Cells from Mice. Journal of Molecular Neuroscience. 1, (2018).
  60. Griffin, C. S., et al. Muscarinic Receptor Induced Contractions of the Detrusor are Mediated by Activation of TRPC4 Channels. Journal of Urology. 196 (6), 1796-1808 (2016).
  61. Sergeant, G. P., Craven, M., Hollywood, M. A., Mchale, N. G., Thornbury, K. D. Spontaneous Ca2+waves in rabbit corpus cavernosum: Modulation by nitric oxide and cGMP. Journal of Sexual Medicine. 6 (4), 958-966 (2009).
  62. Bradley, E., et al. Novel Excitatory Effects of Adenosine Triphosphate on Contractile and Pacemaker Activity in Rabbit Urethral Smooth Muscle. Journal of Urology. 183 (2), 801-811 (2010).
  63. Drumm, B. T., et al. The effect of high [K + ] o on spontaneous Ca 2+ waves in freshly isolated interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Physiological Reports. 2 (1), e00203 (2014).
check_url/es/58989?article_type=t

Play Video

Citar este artículo
Drumm, B. T., Hennig, G. W., Baker, S. A., Sanders, K. M. Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ. J. Vis. Exp. (143), e58989, doi:10.3791/58989 (2019).

View Video