Summary

Kendisinin geçici eşleme ve parçacık analiz teknikleri intrasellüler Ca sinyal2 + in Situ ölçmek için uygulamaları

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

Genetik olarak kodlanmış Ca2 + göstergeleri (turk) nasıl yerinde Ca2 + görüntüleme gerçekleştirilir kökten değişti. Veri kurtarma gibi kayıtları en üst düzeye çıkarmak için Ca2 + sinyal uygun analiz gereklidir. Bu kağıt Protokoller’de Ca sinyalleri2 + yerinde kronolojik zamanmekansal haritalama ve analiz parçacık tabanlı kullanarak kaydedilen miktar kolaylaştırmak.

Abstract

Kez CA2 + görüntüleme izole hücre veya hücreleri sağlam dokularda belirli türleri Ca2 + sinyal karmaşık desenler ortaya koymaktadır. Bu etkinlik dikkatli ve ayrıntılı analizler ve temelindeki olayları hakkında mümkün olduğunca fazla bilgi yakalamak için miktar gerektirir. Spatial, zamansal ve yoğunluk parametreleri içsel Ca2 + sinyalleri sıklığı, süresi, yayma, hız ve genlik gibi hücre içi sinyal için gerekli bazı biyolojik bilgi sağlayabilir. Genellikle zaman ölçülebilir veri görüntüleme bilgileri çeviri açısından süreci ve bu sürecin alıcı veri dosyaları edinimi sonuçlarında Imaging yüksek çözünürlüklü Ca2 + insan hatası ve önyargı duyarlı olabilir. Ca2 + sinyalleri hücrelerden yerinde analizi genellikle faiz (ROI) görüş (FOV) bir alan içinde keyfi olarak seçilen bölgelerinden basit yoğunluk ölçümleri kullanır. Bu yaklaşım çok FOV içinde yer alan önemli sinyal bilgilerin dikkate almaz. Böylece, Ca2 +boya veya optogenetic Ca2 + ile elde edilen yüksek çözünürlüklü böyle kayıtlarından bilgi kurtarma maksimize etmek için görüntüleme, uygun kayma ve zamansal Analizi Ca2 + sinyalleri gereklidir. Bu makalede özetlenen protokolleri nasıl veri büyük miktarda daha kapsamlı analiz ve miktar bir birleşimini kullanarak hücrelerinden kaydedilen Ca2 + sinyal kolaylaştırmak için Ca2 + görüntü kayıtlarından elde edilebilir anlatacağım zamanmekansal harita (STM)-tabanlı analiz ve parçacık tabanlı analiz. İletişim kuralları ayrıca nüfus yerinde uygun şekilde çözümlenebilir farklı hücresinde gözlenen sinyal Ca2 + ne kadar farklı desenler açıklar. Gösterim amacıyla, yöntem hücrelerde ince bağırsak, interstisyel hücreleri turk kullanarak, Cajal (ICC), özel bir nüfus içinde sinyal Ca2 + muayene edecektir.

Introduction

CA2 + hücresel süreçler, kas kasılması1,2, metabolizma3, hücre proliferasyonu3,4, gibi geniş bir kontrol eden her yerde birden bulunan hücre içi haberci bir 5, sinir terminallerine6,7‘ nörotransmitter piyasaya uyarılması ve harekete geçirmek-in transkripsiyon faktörleri çekirdeğinde. 7 intrasellüler Ca2 + kez geçici yükselmeler sitozolik Ca2 +‘ biçiminde ve bunlar kendiliğinden veya agonist stimülasyon bağlı olarak hücre türü8kaynaklanan sinyalleri. Spatial, zamansal ve yoğunluk parametreleri içsel Ca2 + sinyalleri sıklığı, süresi, yayma, hız ve genlik gibi hücre içi sinyal verme5için, gerekli biyolojik bilgi verebilir misiniz 7 , 9. sitoplazmik Ca2 + sinyalleri neden olur akını Ca2 + hücre dışı uzaydan veya Ca2 + sürümü endoplazmik retikulum (ER) ile gelen Ca2 + yayın kanalları gibi ryanodine reseptörleri üzerinden (RyRs) ve inositol-tri-fosfat reseptörleri (IP3Rs)10. RyRs ve IP3Rs hem de Ca2 + sinyalleri nesile katkıda bulunabilir ve çeşitli Ca2 + akını mekanizmaları ile birlikte bu kanallar uyumlu açılış desenleri sinyalizasyon Ca2 + içinde sayısız yol açabilir Bu rakamlara göre şekillenir ve olasılık ifade profil Ca2 + akını ve yayın kanalları ve ifade ve Ca2 dağılımı arasındaki yakınlık Ca2 + Kanal yayın, Ca2 + kanal akın, açık + geri alım ve ekstrüzyon proteinler. CA2 + sinyalleri uzun ömürlü, Üniforma, birkaç saniye veya dakika bile, hücre içi mesafeler çapraz olabilir hücre içi ve hücreler arası Ca2 + dalgalarının yayılmasını sürebilir yüksek yoğunluklu küresel salınımlarını şeklinde olabilir 100’den fazla µm10,11,12,13,14,15,16veya daha fazla Ca2 + gibi dağınık şekilde yerelleştirilmiş olaylar kısa kıvılcım ve milisaniyelik zaman çizelgelerine onlarca üzerinde ortaya ve 5’ten µm17,18,19,20yaymak Ca2 + puffs.

Floresan mikroskopi izole ve kültürlü hücreleri ve sağlam dokulara sinyalizasyon Ca2 + izlemek için yaygın olarak kullanılmış. Geleneksel olarak, bu deneyler floresan Ca2 + göstergeleri, ratiometric kullanımı dahil ve sigara ratiometric gibi Fura2, Fluo3/4 ya da Rhod2, diğerleri arasında 21,22,23boyuyor. Bu göstergeler hücre membran geçirgen ve sonra hücrelerde endojen esterazlar üzerinden bir ester grubu bölünme tarafından tuzak haline için dizayn edilmiştir. Hücre ve dokulara uygun dalga boylarında ışık tarafından aydınlatılmış Ca2 + yüksek afinite göstergeleri için bağlama değişiklikleri floresans içinde neden oldu. Geçirgen Ca göstergeleri2 + hücre kullanımı oldukça bizim anlayış yaşayan hücreleri sinyal ve uzaysal çözünürlük ve Ca2 + sinyalleri raporlaması tarafından mümkün değildi miktar bu sinyallerin izin Ca2 + gelişmiş Elektrofizyoloji gibi diğer yollarla. Ancak, geleneksel Ca2 + göstergeleri genişletilmiş kayıt dönemleri24üzerinde oluşan photobleaching gibi bazı sınırlamaları vardır. Cal520/590 gibi büyük ölçüde geliştirilmiş sinyal noise oranları ve yerel Ca2 + sinyalleri25algılama yeteneğini daha yeni Ca2 + göstergesi Boyayıcılar, photobleaching ile ilgili sorunlar hala bazı araştırmacılar için bir endişe kalır 26,27,28. Sarp photobleaching da büyütme oranı resim alma, kısıtlar ve artan nesnel güç ve resim alma daha yüksek oranda gerektiği, kayıtları için kullanılabilecek çözünürlük uyarma ıșık yoğunluğu artmış bu photobleaching artırır.

Bu sınırlamaları geleneksel Ca2 + göstergesi boyalar Ca2 + sinyalleri in situ olarak kaydederken şiddetlenir, örneğin ne zaman kayıt intrasellüler Ca2 + sağlam dokulardan sinyalleri. Yukarıdaki sorunları nedeniyle görselleştirme sinyallerin Ca2 + hücre geçirgen Ca2 + göstergeler kullanarak in situ düşük güç büyütme için sınırlı edilmiş ve görüntü yakalama, müfettişler kaydetmek için yetenek zorlayıcı indirdi ve geçici veya dağınık şekilde sınırlı hücre altı Ca2 + sinyalleri ölçmek. Böylece, yakalama, analiz ve yukarıda belirtildiği gibi istenen biyolojik yanıt, üretimi önemli olabilir Ca2 + sinyalleri, kayma ve temporal karmaşıklığı takdir etmek zor oldu. Ca2 + sinyalleri hücrelerden yerinde analizi genellikle faiz (ROI) görüş (FOV) bir alan içinde seçilen bölgelerinden basit yoğunluk ölçümleri kullanır. Sayısı, boyutu ve konumunu ROIs, araştırmacı, kapris bağımlı rasgele seçimi ciddi bir şekilde elde edilen sonuçları önyargı. Yatırım getirisi analizi ile doğal önyargı yanı sıra bu yaklaşım çok önemli dikkate almaz FOV, dinamik Ca2 + olayları bir keyfi olarak seçilen içinde bulunan bilgi sinyal ROI seçilir analiz için. Ayrıca, ROIs Analizi gözlenen Ca2 + sinyalleri mekansal özellikleri hakkında bilgi sağlamak başarısız olur. Örneğin, mümkün olmayabilir bir artış bir yayılmasını kaynaklanan Ca2 + ayırt etmek için Ca2 + sinyal bir yatırım getirisi içinde hesaplamalar olayından Ca2 + dalga ve bir çok yerelleştirilmiş Ca2 + serbest.

Genetik olarak kodlanmış Ca2 + göstergeleri (turk) gelişiyle kökten nasıl Ca2 + görüntüleme gerçekleştirilen in situ29,30,31,32,33 olabilir değişti . Turk boyalar üzerinde kullanarak birkaç avantajı vardır. En önemli belki de GECI ifade hücreleri istenmeyen arka plan kirlenme değil ilgi azaltan bir hücre belirli bir şekilde, gerçekleştirilebilir olduğunu. O photobleaching azalır geleneksel Ca2 + göstergeleri turk başka bir avantajı olduğunu (floresan ve dolayısıyla photobleaching sadece gerçekleştiği sırada ne zaman hücreleri aktif), özellikle de yüksek boya yüklü örnekleri ile karşılaştırıldığında büyütme ve görüntü yüksek oranda34yakalayın. Böylece, optogenetic sensörler, GCaMP dizi tanıyor gibi müfettişler kaydetmek için yetenek Turk ile görüntüleme ve kısa, yerelleştirilmiş alt hücresel Ca2 + in situ sinyalleri içindeki hücreleri sinyal Ca2 + araştırmak onların daha önce mümkün olmamıştır doğal ortamlar. Böyle yüksek çözünürlüklü kayıtlarından bilgi kurtarılması en üst düzeye çıkarmak için Ca2 + sinyalleri uygun kayma ve zamansal analizi gereklidir. Turk bazı avantajları açık sunabilir iken, son yıllarda yapılan çalışmalarda Ca2 + görüntüleme başarıyla aynı anda geleneksel kullanarak nöronların farklı nörokimyasal sınıfların büyük nüfus gerçekleştirilmesi indirdik ki unutulmamalıdır Hayvan35genetik olarak kodlanmış değil Ca2 + göstergeleri. Bu yaklaşım öğleden hoc immünhistokimya yüksek frekans eşitlenmiş öbek halinde ateş nöronların birden çok farklı sınıflar ortaya çıkarmak için kullanılan ve hayvan genetik değişiklikler fizyolojik ile müdahale potansiyel kaçınılması 35,36anlamak için davranış araştırmacı çalışmaktadır.

Bu makalede özetlenen protokolleri daha kapsamlı çözümlemesini kolaylaştıran ve Ca2 + miktar sinyalleri kaydedilen hücrelerden yerinde kronolojik zamanmekansal harita (STM) bir birleşimini kullanarak-tabanlı analiz ve parçacık tabanlı analiz. İletişim kuralları ayrıca nüfus yerinde uygun şekilde çözümlenebilir farklı hücresinde gözlenen sinyal Ca2 + ne kadar farklı desenler açıklar. Gösterim amacıyla, yöntem hücrelerde ince bağırsak, interstisyel hücreleri Cajal (ICC) özel bir nüfus içinde sinyal Ca2 + muayene edecektir. ICC sinyal, dinamik intrasellüler Ca2 + sergi fareler GCaMPs37,38,39,40ifade kullanarak görüntülenir gibi özel hücreler gastrointestinal (GI) sistem içinde vardır, 41,42. CA2 + geçişler ICC içinde harekete geçirmek-in Ca2 +için bağlı-Cl bağırsak düz kas hücreleri (SMCs)43, uyarılabilirlik düzenlenmesinde önemlidir ( Ano1tarafından kodlanmış) kanalları aktive 44,45. Böylece, ICC içinde sinyal Ca2 + bağırsak hareketliliği anlamak için temel bir çalışmadır. ICC anatomik olarak ayrılmış ve bağımsız olarak görüntülenmiştir iki sınıf olarak fare bağırsağı bu gösteri için mükemmel bir örnek sunar: Ben) ICC dairesel ve boyuna düz kas arasındaki bölgede yer alan katmanları, myenteric pleksus çevreleyen (ICC MY). Bu hücreler kalp pili hücreleri olarak hizmet ve yavaş dalgalar46,47,48,49bilinen elektrik etkinliği oluşturduğunu; II) ICC ayrıca bir pleksus motor nöronlar (derin kas pleksus, böylece ICC DMP) terminalleri içinde zengin arasında yer vardır. Bu hücreler enterik motor neurotransmission37,39,40,50tepkilerin arabulucu olarak hizmet vermektedir. ICC MY ICC DMP morfolojik ayrı ve Ca2 + sinyal davranışları onların belirli görevleri yerine getirmek için kökten farklıdır. ICC MY şeklinde yildiz seklinde ve birbirine bağlı hücre boşluğu kavşak51,52üzerinden bir ağ oluştururlar. CA2 + zaman uyumsuz olarak görüntülenmeyecektir FOV (60 X amacı ile görüntüsü)38içinde olarak ICC benim ağ üzerinden birden çok site oluşan kısa ve dağınık şekilde yerelleştirilmiş Ca2 + yayın olaylar olarak ICC MY bildiriminde sinyalleri. Bu zaman uyumsuz sinyalleri geçici düzenlenmiştir 1 saniye kümeleri, net 1 s hücresel artış Ca2 +birlikte tablo zaman tutar. Bu sinyaller hücre hücre ICC ağ içinde yayar ve bu nedenle sinyal, alt hücresel sitelerden bir doku geniş Ca2 + dalga oluşturulan Ca2 + düzenlemek. Zamansal kümeleme ve Ca2 + özetlemesi sinyalleri içinde ICC MY Ca2 + geçici kümeleri (CTCs)38olarak adlandırdığı. CTCs ritmik 30 dakikada kez fare (örneğin oldukça aynı süreye ve CTCs arasında benzer dönemleri) oluşur. Diğer taraftan, ICC DMP şeklinde iğ hücreleri, bazı SMCs ve varisli sinir işlemler arasında dağıtmak ve bağımsız olarak ikincil süreçleri ile bir ağ51,52oluştururlar. ICC DMP formu boşluğu kavşak ile SMCs, ancak ve işlev SIP syncytium53bilinen bu büyük syncytium içinde. Hücreleri uzunlukları boyunca birden çok site CA2 + sinyalleri oluşur, ancak bu geçişler değil entrained veya geçici kümelenmiş, ICC MY37içinde gözlemlediği gibi. CA2 + sinyalleri ICC DMP içinde değişken yoğunluklarını, süreleri ve mekansal özellikleri ile Stokastik bir şekilde meydana gelir. ICC-MY içinde sinyal Ca2 + örneği kullanarak aşağıda iletişim kuralları ve ICC-DMP, hücreler in situ olarak belirli türde karmaşık sinyal analiz teknikleri açıklar. Biz indüklenebilir Cre-Lox p Sistem aktivasyonu Cre-Recombinase (Cre) bir ICC belirli düzenleyici (Kit) tarafından tahrik inducing sonra ICC, içinde sadece GCaMP6f ifade etmek için kullanılmaktadır.

Protocol

Bütün hayvanlar kullanılan ve bu çalışmada yürütülen iletişim kuralları uyarınca Ulusal Sağlık Rehberi Enstitüleri bakım ve kullanım Laboratuvar hayvanları… Tüm yordamları kurumsal hayvan kullanımı ve bakımı Komitesi, University of Nevada, Reno tarafından kabul edildi. 1. nesil KitGCaMP6f fareler Ai95 cross (RCL-GCaMP6f)-D (GCaMP6f fareler) ve c-Kit+/ Cre-ERT2 (Kit-Cre fareler ICC belirli GCaMP6f ifade hayvanlar (Kit-Cre-GCaMP6f fareler) oluştur…

Representative Results

Kit-Cre-GCaMP6F fareler (Şekil 1), gastrointestinal sistem ICC davranışlarını yerinde yansıma sinyali dinamik Ca2 + kullanarak. Confocal mikroskobu ile ICC belirli nüfusun yüksek çözünürlüklü görüntüler aynı doku içinde ancak odak (Şekil 2A)37 anatomik olarak farklı uçaklarda ICC diğer nüfus gelen sinyalleri bulaşıcı olmadan elde edilebilir , <sup class="xre…

Discussion

Kez CA2 + görüntüleme olan belirli hücreleri sağlam dokularda veya ağları hücre içerisinde Ca2 + geçişler karmaşık desenler ortaya koymaktadır. Bu etkinlik dikkatli ve ayrıntılı analizler ve temelindeki olayları ve bu olayların kinetik hakkında mümkün olduğunca fazla bilgi yakalamak için miktar gerektirir. STM ve PTCL analiz bu tür kayıtları vermiştir nicel veri miktarını en üst düzeye çıkarmak için bir fırsat sağlar.

Dar, iğ şeklind…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Finansman P01 DK41315 via NIDDK tarafından sağlandı.

Materials

Image J software NIH 1.5a Image J software
Volumetry GWH Volumetry 8Gd Custom made analysis software
Isoflurane Baxter, Deerfield, IL, USA NDC 10019-360-60
Tamoxifen Sigma T5648
GCaMP6F mice Jackson Laboratory Ai95 (RCL-GCaMP6f)-D
Kit-Cre mice Gifted From Dr. Dieter Saur c-Kit+/Cre-ERT2
Ethanol Pharmco-Aaper SDA 2B-6

Referencias

  1. Wellman, G. C., Nelson, M. T. Signaling between SR and plasmalemma in smooth muscle: Sparks and the activation of Ca2+-sensitive ion channels. Cell Calcium. 34 (3), 211-229 (2003).
  2. Mironneau, J., Arnaudeau, S., Macrez-Lepretre, N., Boittin, F. X. Ca2+sparks and Ca2+waves activate different Ca2+-dependent ion channels in single myocytes from rat portal vein. Cell Calcium. 20 (2), 153-160 (1996).
  3. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling mechanisms. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Cell Research. 1793 (6), 933-940 (2009).
  4. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. Calcium signalling. Current biology. 9 (5), R157-R159 (1999).
  5. Bootman, M. D., et al. Calcium signalling—an overview. Seminars in Cell & Developmental Biology. 12 (1), 3-10 (2001).
  6. Brain, K. L., Bennett, M. R. Calcium in sympathetic varicosities of mouse vas deferens during facilitation, augmentation and autoinhibition. The Journal of Physiology. 502 (3), 521-536 (1997).
  7. Berridge, M. J., Lipp, P., Bootman, M. D. The versatility and universality of calcium signalling. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 1 (1), 11-21 (2000).
  8. Dupont, G., Goldbeter, A. Problems and paradigms: Oscillations and waves of cytosolic calcium: Insights from theoretical models. BioEssays. 14 (7), 485-493 (1992).
  9. Bootman, M. D., Berridge, M. J. The elemental principles of calcium signaling. Cell. 83 (5), 675-678 (1995).
  10. Berridge, M. J., Dupont, G. Spatial and temporal signalling by calcium. Current Opinion in Cell Biology. 6 (2), 267-274 (1994).
  11. Drumm, B. T., et al. The role of Ca 2+ influx in spontaneous Ca 2+ wave propagation in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. The Journal of Physiology. 593 (15), 3333-3350 (2015).
  12. Bayguinov, P. O., Hennig, G. W., Smith, T. K. Ca 2+ imaging of activity in ICC-MY during local mucosal reflexes and the colonic migrating motor complex in the murine large intestine. The Journal of Physiology. 588 (22), 4453-4474 (2010).
  13. Drumm, B. T., Sergeant, G. P., Hollywood, M. A., Thornbury, K. D., McHale, N. G., Harvey, B. J. The role of cAMP dependent protein kinase in modulating spontaneous intracellular Ca2+ waves in interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Cell Calcium. 56 (3), 181-187 (2014).
  14. Nathanson, M. H., Padfield, P. J., O’Sullivan, A. J., Burgstahler, A. D., Jamieson, J. D. Mechanism of Ca2+ wave propagation in pancreatic acinar cells. Journal of Biological Chemistry. 267 (25), 18118-18121 (1992).
  15. Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. Calcium wave propagation in pancreatic acinar cells: functional interaction of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors, ryanodine receptors, and mitochondria. The Journal of General Physiology. 116 (4), 547-560 (2000).
  16. Sneyd, J., Tsaneva-Atanasova, K., Bruce, J. I. E., Straub, S. V., Giovannucci, D. R., Yule, D. I. A model of calcium waves in pancreatic and parotid acinar cells. Biophysical Journal. 85 (3), 1392-1405 (2003).
  17. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology. Cell. 278 (2), C235-C256 (2000).
  18. Nelson, M. T., et al. Relaxation of arterial smooth muscle by calcium sparks. Science. 270 (5236), 633-637 (1995).
  19. Cheng, H., Lederer, W. J., Cannell, M. B. Calcium sparks: Elementary events underlying excitation-contraction coupling in heart muscle. Science. 262 (5134), 740-744 (1993).
  20. Parker, I., Choi, J., Yao, Y. Elementary events of InsP3-induced Ca2+ liberation in Xenopus oocytes: Hot spots, puffs and blips. Cell Calcium. 20 (2), 105-121 (1996).
  21. Diliberto, P. a., Wang, X. F., Herman, B. Confocal imaging of Ca2+ in cells. Methods in Cell Biology. 40, 243-262 (1994).
  22. Martínez-Zaguilán, R., Parnami, G., Lynch, R. M. Selection of fluorescent ion indicators for simultaneous measurements of pH and Ca2+. Cell Calcium. 19 (4), 337-349 (1996).
  23. Hayashi, H., Miyata, H. Fluorescence imaging of intracellular Ca2. The Journal of Pharmacology & Toxicology Methods. 31 (1), 1-10 (1994).
  24. Thomas, D., Tovey, S. C., Collins, T. J., Bootman, M. D., Berridge, M. J., Lipp, P. A comparison of fluorescent Ca2+indicator properties and their use in measuring elementary and global Ca2+signals. Cell Calcium. 28 (4), 213-223 (2000).
  25. Lock, J. T., Parker, I., Smith, I. F. A comparison of fluorescent Ca2+indicators for imaging local Ca2+signals in cultured cells. Cell Calcium. 58 (6), 638-648 (2015).
  26. Flagmeier, P., et al. Ultrasensitive Measurement of Ca 2+ Influx into Lipid Vesicles Induced by Protein Aggregates. Angewandte Chemie International Edition. 56 (27), 7750-7754 (2017).
  27. Tsutsumi, S., et al. Structure-Function Relationships between Aldolase C/Zebrin II Expression and Complex Spike Synchrony in the Cerebellum. Journal of Neuroscience. 35 (2), 843-852 (2015).
  28. Rietdorf, K., Chehab, T., Allman, S., Bootman, M. D. Novel improved Ca indicator dyes on the market – a comparative study of novel Ca indicators with Fluo-4. Calcium Signalling: The Next Generation. , 590 (2014).
  29. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  30. Seidemann, E., et al. Calcium imaging with genetically encoded indicators in behaving primates. eLife. 5 (2016JULY), (2016).
  31. Su, S., et al. Genetically encoded calcium indicator illuminates calcium dynamics in primary cilia. Nature Methods. 10 (11), 1105-1109 (2013).
  32. Kaestner, L., et al. Genetically encoded Ca2+ indicators in cardiac myocytes. Circulation Research. 114 (10), 1623-1639 (2014).
  33. Tang, S., Reddish, F., Zhuo, Y., Yang, J. J. Fast kinetics of calcium signaling and sensor design. Current Opinion in Chemical Biology. 27, 90-97 (2015).
  34. Barnett, L. M., Hughes, T. E., Drobizhev, M. Deciphering the molecular mechanism responsible for GCaMP6m’s Ca2+-dependent change in fluorescence. PLoS ONE. 12 (2), 1-24 (2017).
  35. Spencer, N. J., et al. Identification of a rhythmic firing pattern in the enteric nervous system that generates rhythmic electrical activity in smooth muscle. The Journal of Neuroscience. , 3489 (2018).
  36. Hibberd, T. J., et al. Synaptic Activation of Putative Sensory Neurons By Hexamethonium-Sensitive Nerve Pathways in Mouse Colon. American Journal of Physiology – Gastrointestinal and Liver Physiology. (861), (2017).
  37. Baker, S. A., Drumm, B. T., Saur, D., Hennig, G. W., Ward, S. M., Sanders, K. M. Spontaneous Ca(2+) transients in interstitial cells of Cajal located within the deep muscular plexus of the murine small intestine. The Journal of Physiology. 594 (12), 3317-3338 (2016).
  38. Drumm, B. T., et al. Clustering of Ca2+ transients in interstitial cells of Cajal defines slow wave duration. The Journal of General Physiology. 149 (7), 703-725 (2017).
  39. Baker, S. A., Drumm, B. T., Cobine, C. A., Keef, K. D., Sanders, K. M. Inhibitory Neural Regulation of the Ca2+ Transients in Intramuscular Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. Frontiers in Physiology. 9 (April), 1-24 (2018).
  40. Baker, S. A., et al. Excitatory Neuronal Responses of Ca 2+ Transients in Interstitial Cells of Cajal in the Small Intestine. eNeuro. 5 (2), (2018).
  41. Drumm, B. T., Sung, T. S., Zheng, H., Baker, S. A., Koh, S. D., Sanders, K. M. The effects of mitochondrial inhibitors on Ca2+signalling and electrical conductances required for pacemaking in interstitial cells of Cajal in the mouse small intestine. Cell Calcium. 72, 1-17 (2018).
  42. Zheng, H., Drumm, B. T., Earley, S., Sung, T. S., Koh, S. D., Sanders, K. M. SOCE mediated by STIM and Orai is essential for pacemaker activity in the interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. Science Signaling. 11 (June), (2018).
  43. Zhu, M. H., et al. A Ca(2+)-activated Cl(-) conductance in interstitial cells of Cajal linked to slow wave currents and pacemaker activity. The Journal of Physiology. 587 (20), 4905-4918 (2009).
  44. Zhu, M. H., Sung, T. S., O’Driscoll, K., Koh, S. D., Sanders, K. M. Intracellular Ca(2+) release from endoplasmic reticulum regulates slow wave currents and pacemaker activity of interstitial cells of Cajal. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (8), C608-C620 (2015).
  45. Zhu, M. H., et al. Muscarinic activation of Ca2+-activated Cl- current in interstitial cells of Cajal. The Journal of Physiology. 589 (Pt 18), 4565-4582 (2011).
  46. Ward, S. M., Burns, A. J., Torihashi, S., Sanders, K. M. Mutation of the proto-oncogene c-kit blocks development of interstitial cells and electrical rhythmicity in murine intestine. The Journal of Physiology. 480 (Pt 1), 91-97 (1994).
  47. Huizinga, J. D., Thuneberg, L., Klüppel, M., Malysz, J., Mikkelsen, H. B., Bernstein, A. W/kit gene required for interstitial cells of cajal and for intestinal pacemaker activity. Nature. 373 (6512), 347-349 (1995).
  48. Ordog, T., Ward, S. M., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal generate electricial slow waves in the murine stomach. The Journal of Physiology. 518 (1), 257-269 (1999).
  49. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial cells: regulators of smooth muscle function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  50. Ward, S. M., McLaren, G. J., Sanders, K. M. Interstitial cells of Cajal in the deep muscular plexus mediate enteric motor neurotransmission in the mouse small intestine. The Journal of Physiology. 573 (1), 147-159 (2006).
  51. Komuro, T. Structure and organization of interstitial cells of Cajal in the gastrointestinal tract. The Journal of Physiology. 576 (3), 653-658 (2006).
  52. Komuro, T. Comparative morphology of interstitial cells of Cajal: ultrastructural characterization. Microscopy Research and Technique. 47 (4), 267-285 (1999).
  53. Sanders, K. M., Ward, S. M., Koh, S. D. Interstitial Cells: Regulators of Smooth Muscle Function. Physiological Reviews. 94 (3), 859-907 (2014).
  54. Ye, L., Haroon, M. A., Salinas, A., Paukert, M. Comparison of GCaMP3 and GCaMP6f for studying astrocyte Ca2+dynamics in the awake mouse brain. PLoS ONE. 12 (7), e0181113 (2017).
  55. Truett, G. E., Heeger, P., Mynatt, R., Truett, A. A., Walker, J. A., Warman, M. L. Preparation of PCR quality mouse genomic DNA with hot sodium hydroxide and Tris (HotSHOT). BioTechniques. 29 (52), 54 (2000).
  56. . The Jackson Laboratory Available from: https://www2.jax.org/protocolsdb/f?p=116:5:0::NO:5:P5_MASTER_PROTOCOL_ID (2017)
  57. Drumm, B. T., et al. Ca 2+ signalling in mouse urethral smooth muscle in situ role of Ca 2+ stores and Ca 2+ influx mechanisms. The Journal of Physiology. 596 (8), 1433-1466 (2018).
  58. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., Vizzard, M. A. Rhythmic Calcium Events in the Lamina Propria Network of the Urinary Bladder of Rat Pups. Frontiers in Systems Neuroscience. 11 (December), 1-16 (2017).
  59. Heppner, T. J., Hennig, G. W., Nelson, M. T., May, V., Vizzard, M. A. PACAP38-Mediated Bladder Afferent Nerve Activity Hyperexcitability and Ca 2 + Activity in Urothelial Cells from Mice. Journal of Molecular Neuroscience. 1, (2018).
  60. Griffin, C. S., et al. Muscarinic Receptor Induced Contractions of the Detrusor are Mediated by Activation of TRPC4 Channels. Journal of Urology. 196 (6), 1796-1808 (2016).
  61. Sergeant, G. P., Craven, M., Hollywood, M. A., Mchale, N. G., Thornbury, K. D. Spontaneous Ca2+waves in rabbit corpus cavernosum: Modulation by nitric oxide and cGMP. Journal of Sexual Medicine. 6 (4), 958-966 (2009).
  62. Bradley, E., et al. Novel Excitatory Effects of Adenosine Triphosphate on Contractile and Pacemaker Activity in Rabbit Urethral Smooth Muscle. Journal of Urology. 183 (2), 801-811 (2010).
  63. Drumm, B. T., et al. The effect of high [K + ] o on spontaneous Ca 2+ waves in freshly isolated interstitial cells of Cajal from the rabbit urethra. Physiological Reports. 2 (1), e00203 (2014).

Play Video

Citar este artículo
Drumm, B. T., Hennig, G. W., Baker, S. A., Sanders, K. M. Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ. J. Vis. Exp. (143), e58989, doi:10.3791/58989 (2019).

View Video