Summary

Congelamento manuale blot-and-plunge di campioni biologici per microscopia elettronica criogenica a particella singola

Published: February 07, 2022
doi:

Summary

Questo manoscritto delinea il metodo blot-and-plunge per congelare manualmente i campioni biologici per la microscopia elettronica criogenica a singola particella.

Abstract

L’imaging di campioni biologici con elettroni per la determinazione della struttura ad alta risoluzione mediante microscopia elettronica criogenica a singola particella (cryoEM) richiede un sottile strato di ghiaccio vitreo contenente le biomolecole di interesse. Nonostante i numerosi progressi tecnologici degli ultimi anni che hanno spinto il crioEM a singola particella in prima linea nella biologia strutturale, i metodi con cui i campioni vengono vetrificati per l’imaging ad alta risoluzione spesso rimangono il passo limitante della velocità. Sebbene numerosi sforzi recenti abbiano fornito i mezzi per superare gli ostacoli frequentemente incontrati durante la vetrificazione dei campioni, tra cui lo sviluppo di nuovi supporti per campioni e un’innovativa strumentazione di vitrificazione, il tradizionale stantuffo ad azionamento manuale rimane un punto fermo nella comunità crioEM a causa del basso costo di acquisto e della facilità d’uso. Qui, forniamo metodi dettagliati per l’utilizzo di un dispositivo blot-and-plunge standard a ghigliottina azionato manualmente per la vitrificazione di campioni biologici per l’imaging ad alta risoluzione mediante crioEM a singola particella. Inoltre, vengono descritti anche i problemi comunemente riscontrati e le raccomandazioni per la risoluzione dei problemi per quando una preparazione standard non riesce a produrre un campione adatto.

Introduction

La microscopia elettronica criogenica a singola particella (cryoEM) è una potente tecnica strutturale che può essere utilizzata per risolvere strutture di campioni biologici dinamici a risoluzione quasi atomica1,2,3,4. In effetti, i recenti progressi nelle tecnologie dei rivelatori di elettroni diretti4,5,6,7,8,9,10, i miglioramenti nelle sorgenti di elettroni4,11,12,13,14 e la stabilità delle lenti elettromagnetiche15, insieme al continuo sviluppo dell’acquisizione dei dati 16,17 e pacchetti software di analisi18,19, hanno permesso ai ricercatori di determinare ora di routine strutture di campioni ben educati con risoluzione 3 Å o superiore4,11,13,14,20,21,22,23 . Nonostante queste migliorate capacità di imaging ed elaborazione dei dati, la preparazione della griglia crioEM rimane il principale ostacolo per una determinazione efficace della struttura ad alta risoluzione e spesso funge da collo di bottiglia considerevole nel flusso di lavoro EM24,25,26,27.

CryoEM si basa sull’imaging di campioni biologici in soluzioni acquose che vengono congelate per formare un sottile film di ghiaccio “simile al vetro” – un processo noto come vetrificazione – che preserva lo stato biochimico nativo. La vitrificazione di campioni biologici per crioEM risale a oltre 40 anni28,29,30 e molte tecniche e attrezzature che sono state sviluppate per questo processo si basano sul metodo blot-and-plunge originariamente dettagliato31,32,33,34,35 , per cui un piccolo volume di campione (ad esempio, 1-5 μL) viene applicato a una griglia EM specializzata prima che la soluzione in eccesso venga rimossa utilizzando l’interazione fisica della griglia con la carta assorbente. La tempistica di questo processo è solitamente determinata empiricamente per ciascun campione poiché un componente critico dei campioni di congelamento è lo spessore del film di ghiaccio vitreo – se il ghiaccio è troppo spesso, la qualità dell’immagine si deteriora drammaticamente a causa dell’aumento della dispersione del fascio di elettroni mentre il ghiaccio troppo sottile può limitare gli orientamenti proteici e / o escludere particelle dal centro dei fori della lamina della griglia36 . Questa dipendenza dallo spessore di ghiaccio perfetto per il crioEM a singola particella ha portato a una vasta gamma di tecniche e apparecchiature in grado di congelare i campioni, tra cui robotica37,38, microfluidica42 e dispositivi ad ultrasuoni o a spruzzo27,39,40,41,42,43,44 . Negli ultimi anni, alcuni dei più diffusi dispositivi di preparazione dei campioni si affidano all’uso della robotica per il congelamento automatizzato dei campioni utilizzando la tecnica blot-and-plunge45. Mentre questi dispositivi sono progettati per creare in modo riproducibile uno spessore di ghiaccio adeguato per l’imaging, spesso rimangono troppo costosi per i singoli laboratori da acquistare e gestire e si trovano generalmente all’interno di strutture crioEM a tariffe orarie per l’uso. Negli ultimi anni, l’originale tecnica manuale blot-and-plunge è tornata in uso3,47,48,49,50,51,52. In effetti, un dispositivo blot-and-plunge azionato manualmente può ottenere griglie crioEM di alta qualità a una frazione del costo delle controparti robotiche. Inoltre, il blotting manuale offre anche un maggiore controllo degli utenti sul blotting in quanto i ricercatori possono regolare il tipo di blotting (ad esempio, back-blotting della griglia, front-blotting della griglia, ecc.) e il tempo di blotting in base a ogni singolo campione e domande di ricerca.

In questo articolo, forniamo dettagli su come congelare efficacemente i campioni biologici utilizzando un tradizionale dispositivo di vetrificazione manuale blot-and-plunge abbinato a una piattaforma dewar progettata su misura53. Vengono fornite le migliori pratiche, tra cui la preparazione del criogeno, la gestione della griglia, l’applicazione del campione e il blotting, nonché le insidie comuni e le raccomandazioni su come superare questi ostacoli. Vengono discussi consigli su come aumentare la riproducibilità dello spessore del ghiaccio tra i preparati a griglia e su come modificare il blotting del campione in base al tipo di campione biologico. Dato il basso costo associato all’acquisto e al funzionamento dello stantuffo manuale descritto in questo manoscritto, i laboratori di tutto il mondo possono preparare campioni biologici per il crioEM in modo economico e riproducibile.

Protocol

1. Preparare l’ambiente di immersione manuale NOTA: Tempo di funzionamento stimato: 5-30 minuti Posizionare lo stantuffo manuale in una cella frigorifera a 4 °C dove un umidificatore può essere co-posizionato per mantenere la stanza vicino al 100% di umidità relativa (RH) (Figura 1A).ATTENZIONE: Si prega di consultare le linee guida dell’istituzione in materia di salute e sicurezza ambientale per la posizione sicura dello stantuffo manuale e le op…

Representative Results

L’esecuzione riuscita del protocollo blot-and-plunge qui descritto si tradurrà in uno strato sottile e uniforme di ghiaccio vitreo privo di ghiaccio esagonale, contaminanti e grandi gradienti di ghiaccio inutilizzabile che possono essere osservati al microscopio elettronico (Figura 3). Il contatto incoerente della carta assorbente con la superficie della griglia, la rimozione prematura della carta assorbente o lo spostamento della carta assorbente durante il contatto con la griglia possono …

Discussion

La vitrificazione di campioni biologici per l’imaging mediante microscopia elettronica criogenica a singola particella (cryoEM) rimane un passo di fondamentale importanza per il successo della determinazione della struttura. Il metodo manuale blot-and-plunge descritto in questo protocollo rappresenta un metodo economico, affidabile e robusto per congelare rapidamente campioni biologici in film sottili di ghiaccio vitreo per l’imaging crioEM. Utilizzando i metodi descritti nel manoscritto, i ricercatori saranno in grado d…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo i membri del laboratorio Herzik per aver pensato criticamente e per aver fornito feedback su questo manoscritto e sul contenuto del video. M.A.H.Jr. è supportato da NIH R35 GM138206 e come Searle Scholar. H.P.M.N è supportato dal Molecular Biophysics Training Grant (NIH T32 GM008326). Vorremmo anche ringraziare Bill Anderson, Charles Bowman e il Dr. Gabriel Lander dello Scripps Research Institute per l’aiuto nella progettazione, assemblaggio e test dello stantuffo manuale mostrato nel video.

Materials

4 slot grid storage box Ted Pella 160-40
14 gauge flat metal dispensing tip Amazon B07M7YWWLT
22×22 mm square glass coverslip Sigma C9802-1PAK
60 mm glass Petri dish to store grids Fisher 08-747A
100 mm glass Petri dish to store Whatman paper Fisher 08-747D
150 mm glass Petri dish to store Whatman paper Fisher 08-747F
250 mL beaker Fisher 02-555-25B
Blue styrofoam dewar Spear Lab FD-500
Brass ethane vessel Lasco 17-4075
Clamping tweezers Ted Pella 38825
Delicate task wipes Fisher 06-666
Dual-stage regulator with control valve Airgas Y12N245D580-AG
Dewer grid base UCSD
Ethane platform UCSD
Ethane propane tank Praxair ET PR50ZU-G ethane (50%) : propane (50%) in a high-pressure tank
Ethane tank Praxair UN1035 ethane (100%)
Flexible arm task light Amscope LED-11CR
Grids (UltrAufoil R 1.2/1.3 300 mesh) Electron Microscopy Sciences Q325AR1.3
Humidifier Target 719438
Hygrometer ThermoPro B01H1R0K68
Lab coat UCSD
Liquid Nitrogen dewar Worthington LD4
Liquid Nitrogen gloves Fisher 19-059-925
Manual plunger stand (black stand + foot pedal) UCSD
Mark 5 (plunging platform) UCSD
Nitrile gloves VWR 82026-424
P20 pipette Eppendorf 13-690-029
PCR tubes Eppendorf E0030124286
Pipette tips ibis scientific 63300005
Ring lamp Amazon B07HMR4H8G
Safety glasses UCSD
Scissors Amazon Fiskars 01-004761J
Screw driver Ironside 354711
Tape Fisher 15-901-10R
Tweezer to transfer grid box Amazon LTS-3
Tygon tubing Fisher 14-171-130
Whatman blotting paper Fisher 1001-090

Referencias

  1. Hofmann, S., et al. Conformation Space of a Heterodimeric ABC Exporter under Turnover Conditions. Nature. 571 (7766), 580-583 (2019).
  2. Fica, S. M., Nagai, K. Cryo-Electron Microscopy Snapshots of the Spliceosome: Structural Insights into a Dynamic Ribonucleoprotein Machine. Nature Structural & Molecular Biology. 24 (10), 791-799 (2017).
  3. Hirschi, M., et al. Cryo-Electron Microscopy Structure of the Lysosomal Calcium-Permeable Channel TRPML3. Nature. 550 (7676), 411-414 (2017).
  4. Nakane, T., et al. Single-Particle Cryo-EM at Atomic Resolution. Nature. 587 (7832), 152-156 (2020).
  5. Li, X., Zheng, S. Q., Egami, K., Agard, D. A., Cheng, Y. Influence of Electron Dose Rate on Electron Counting Images Recorded with the K2 Camera. Journal of Structural Biology. 184 (2), 251-260 (2013).
  6. Campbell, M. G., et al. Movies of Ice-Embedded Particles Enhance Resolution in Electron Cryo-Microscopy. Structure. 20 (11), 1823-1828 (2012).
  7. Brilot, A. F., et al. Beam-Induced Motion of Vitrified Specimen on Holey Carbon Film. Journal of Structural Biology. 177 (3), 630-637 (2012).
  8. McMullan, G., et al. Experimental Observation of the Improvement in MTF from Backthinning a CMOS Direct Electron Detector. Ultramicroscopy. 109 (9), 1144-1147 (2009).
  9. Feathers, J. R., Spoth, K. A., Fromme, J. C. Experimental evaluation of super-resolution imaging and magnification choice in single-particle cryo-EM. Journal of Structural Biology: X. 5, 100047 (2021).
  10. Zheng, S. Q., et al. MotionCor2: Anisotropic Correction of Beam-Induced Motion for Improved Cryo-Electron Microscopy. Nature Methods. 14 (4), 331-332 (2017).
  11. Yip, K. M., Fischer, N., Paknia, E., Chari, A., Stark, H. Atomic-Resolution Protein Structure Determination by Cryo-EM. Nature. 587 (7832), 157-161 (2020).
  12. Fislage, M., Shkumatov, A. V., Stroobants, A., Efremov, R. G. Assessing the JEOL CRYO ARM 300 for High-Throughput Automated Single-Particle Cryo-EM in a Multiuser Environment. IUCrJ. 7 (4), 707-718 (2020).
  13. Zhang, K., Pintilie, G. D., Li, S., Schmid, M. F., Chiu, W. Resolving Individual Atoms of Protein Complex by Cryo-Electron Microscopy. Cell Research. 30 (12), 1136-1139 (2020).
  14. Danev, R., Yanagisawa, H., Kikkawa, M. Cryo-Electron Microscopy Methodology: Current Aspects and Future Directions. Trends in Biochemical Sciences. 44 (10), 837-848 (2019).
  15. Herzik, M. A. Cryo-Electron Microscopy Reaches Atomic Resolution. Nature. 587 (7832), 39-40 (2020).
  16. Cheng, A., et al. Leginon: New Features and Applications. Protein Science. 30 (1), 136-150 (2021).
  17. Suloway, C., et al. Automated Molecular Microscopy: The New Leginon System. Journal of Structural Biology. 151 (1), 41-60 (2005).
  18. de la Rosa-Trevín, J. M., et al. Scipion: A Software Framework toward Integration, Reproducibility and Validation in 3D Electron Microscopy. Journal of Structural Biology. 195 (1), 93-99 (2016).
  19. Punjani, A., Rubinstein, J. L., Fleet, D. J., Brubaker, M. A. CryoSPARC: Algorithms for Rapid Unsupervised Cryo-EM Structure Determination. Nature Methods. 14 (3), 290-296 (2017).
  20. Danev, R., Tegunov, D., Baumeister, W. Using the Volta Phase Plate with Defocus for Cryo-EM Single Particle Analysis. eLife. 6, 23006 (2017).
  21. Naydenova, K., Jia, P., Russo, C. J. Cryo-EM with Sub-1 Å Specimen Movement. Science. 370 (6513), 223-226 (2020).
  22. Watson, Z. L., et al. Structure of the Bacterial Ribosome at 2 Å Resolution. eLife. 9, 60482 (2020).
  23. Josephs, T. M., et al. Structure and Dynamics of the CGRP Receptor in Apo and Peptide-Bound Forms. Science. 372 (6538), (2021).
  24. Tan, Y. Z., et al. Addressing Preferred Specimen Orientation in Single-Particle Cryo-EM through Tilting. Nature Methods. 14 (8), 793-796 (2017).
  25. D’Imprima, E., Floris, D., Joppe, M., Sánchez, R., Grininger, M., Kühlbrandt, W. Protein Denaturation at the Air-Water Interface and How to Prevent It. eLife. 8, 42747 (2019).
  26. Han, Y., et al. High-Yield Monolayer Graphene Grids for near-Atomic Resolution Cryoelectron Microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (2), 1009-1014 (2020).
  27. Dandey, V. P., et al. Time-Resolved Cryo-EM Using Spotiton. Nature Methods. 17 (9), 897-900 (2020).
  28. McDowall, A. W., et al. Electron Microscopy of Frozen Hydrated Sections of Vitreous Ice and Vitrified Biological Samples. Journal of Microscopy. 131 (1), 1-9 (1983).
  29. Dubochet, J., McDowall, A. W. Vitrification of pure water for electron microscopy. Journal of Microscopy. 124 (3), 3-4 (1981).
  30. Dubochet, J., McDowall, A. W., Menge, B., Schmid, E. N., Lickfeld, K. G. Electron Microscopy of Frozen-Hydrated Bacteria. Journal of Bacteriology. 155 (1), 381-390 (1983).
  31. Depelteau, J. S., Koning, G., Yang, W., Briegel, A. An Economical, Portable Manual Cryogenic Plunge Freezer for the Preparation of Vitrified Biological Samples for Cryogenic Electron Microscopy. Microscopy and Microanalysis. 26 (3), 413-418 (2020).
  32. Dobro, M. J., Melanson, L. A., Jensen, G. J., McDowall, A. W. Plunge Freezing for Electron Cryomicroscopy. Methods in Enzymology. 481, 63-82 (2010).
  33. Cavalier, A., Spehner, D., Humbel, B. M. Handbook of Cryo-Preparation Methods for Electron Microscopy. Microscopy and Microanalysis. 15 (5), 469-470 (2009).
  34. Grassucci, R. A., Taylor, D. J., Frank, J. Preparation of Macromolecular Complexes for Cryo-Electron Microscopy. Nat. Protoc. 2 (12), 3239-3246 (2007).
  35. Carragher, B., et al. Current Outcomes When Optimizing ‘Standard’ Sample Preparation for Single-particle Cryo-EM. Journal of Microscopy. 276 (1), 39-45 (2019).
  36. Noble, A. J., et al. Routine Single Particle CryoEM Sample and Grid Characterization by Tomography. eLife. 7, 34257 (2018).
  37. Resch, G. P., Brandstetter, M., Konigsmaier, L., Urban, E., Pickl-Herk, A. M. Immersion Freezing of Suspended Particles and Cells for Cryo-Electron Microscopy. Cold Spring Harbor Protocols. 7, 803-814 (2011).
  38. Resch, G. P., et al. Immersion Freezing of Biological Specimens: Rationale, Principles, and Instrumentation. Cold Spring Harbor Protocols. 7, 778-782 (2011).
  39. Jain, T., Sheehan, P., Crum, J., Carragher, B., Potter, C. S. Spotiton: A Prototype for an Integrated Inkjet Dispense and Vitrification System for Cryo-TEM. Journal of Structural Biology. 179 (1), 68-75 (2012).
  40. Razinkov, I., et al. A New Method for Vitrifying Samples for CryoEM. Journal of Structural Biology. 195 (2), 190-198 (2016).
  41. Dandey, V. P., et al. Spotiton: New Features and Applications. Journal of Structural Biology. 202 (2), 161-169 (2018).
  42. Lu, Z., et al. Monolithic Microfluidic Mixing-Spraying Devices for Time-Resolved Cryo-Electron Microscopy. Journal of Structural Biology. 168 (3), 388-395 (2009).
  43. Feng, X., et al. A Fast and Effective Microfluidic Spraying-Plunging Method for High-Resolution Single-Particle Cryo-EM. Structure. 25 (4), 663-670 (2017).
  44. Rubinstein, J. L., et al. Shake-It-off: A Simple Ultrasonic Cryo-EM Specimen-Preparation Device. Acta Crystallographica Section D. 75 (12), 1063-1070 (2019).
  45. Lawson, C. L., et al. EMDataBank.Org: Unified Data Resource for CryoEM. Nucleic Acids Res. 39, 456-464 (2011).
  46. Frederik, P. M., Hubert, D. H. Cryoelectron Microscopy of Liposomes. Methods in Enzymology. 391, 431-448 (2005).
  47. Dambacher, C. M., Worden, E. J., Herzik, M. A., Martin, A., Lander, G. C. Atomic Structure of the 26S Proteasome Lid Reveals the Mechanism of Deubiquitinase Inhibition. eLife. 5, 13027 (2016).
  48. Zubcevic, L., et al. Conformational Ensemble of the Human TRPV3 Ion Channel. Nature Communications. 9 (1), 4773 (2018).
  49. Zubcevic, L., et al. Cryo-Electron Microscopy Structure of the TRPV2 Ion Channel. Nature Structural & Molecular Biology. 23 (2), 180-186 (2016).
  50. Yoo, J., Wu, M., Yin, Y., Herzik, M. A., Lander, G. C., Lee, S. -. Y. Cryo-EM Structure of a Mitochondrial Calcium Uniporter. Science. 361 (6401), 506-511 (2018).
  51. Fribourgh, J. L., et al. Dynamics at the Serine Loop Underlie Differential Affinity of Cryptochromes for CLOCK:BMAL1 to Control Circadian Timing. eLife. 9, 55275 (2020).
  52. Hirschi, M., et al. AcrIF9 Tethers Non-Sequence Specific DsDNA to the CRISPR RNA-Guided Surveillance Complex. Nature Communications. 11 (1), 2730 (2020).
  53. Herzik, M. A. Manual-Plunging CryoEM Grids | Herzik Lab. Herzik Lab UCSD. , (2021).

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Nguyen, H. P. M., McGuire, K. L., Cook, B. D., Herzik, Jr., M. A. Manual Blot-and-Plunge Freezing of Biological Specimens for Single-Particle Cryogenic Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (180), e62765, doi:10.3791/62765 (2022).

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