Estrategias de inoculación para infectar las raíces de las plantas con microorganismos transmitidos por el suelo
Summary
Este protocolo presenta un resumen detallado de las estrategias para inocular las raíces de las plantas con microbios transmitidos por el suelo. Ejemplificado para los hongos Verticillium longisporum y Verticillium dahliae, se describen tres sistemas diferentes de infección radicular. Se destacan las aplicaciones potenciales y los posibles análisis posteriores, y se discuten las ventajas o desventajas para cada sistema.
Abstract
La rizosfera alberga una comunidad microbiana altamente compleja en la que las raíces de las plantas son constantemente desafiadas. Las raíces están en estrecho contacto con una amplia variedad de microorganismos, pero los estudios sobre las interacciones transmitidas por el suelo aún están detrás de los realizados en los órganos sobre el suelo. Aunque algunas estrategias de inoculación para infectar plantas modelo con patógenos de raíces modelo se describen en la literatura, sigue siendo difícil obtener una visión general metodológica completa. Para abordar este problema, se describen con precisión tres sistemas diferentes de inoculación radicular que se pueden aplicar para obtener información sobre la biología de las interacciones raíz-microbio. A modo de ejemplo, las especies de Verticillium (a saber, V. longisporum y V. dahliae) se emplearon como patógenos modelo invasores de raíces. Sin embargo, los métodos se pueden adaptar fácilmente a otros microbios colonizadores de raíces, tanto patógenos como beneficiosos. Al colonizar el xilema de la planta, los hongos vasculares transmitidos por el suelo como Verticillium spp. exhiben un estilo de vida único. Después de la invasión de la raíz, se propagan a través de los vasos del xilema acropétalo, llegan al brote y provocan síntomas de enfermedad. Se eligieron tres especies de plantas representativas como huéspedes modelo: Arabidopsis thaliana, colza de importancia económica (Brassica napus) y tomate (Solanum lycopersicum). Se dan protocolos paso a paso. Se muestran resultados representativos de ensayos de patogenicidad, análisis transcripcionales de genes marcadores y confirmaciones independientes por parte de constructos reporteros. Además, se discuten a fondo las ventajas y desventajas de cada sistema de inoculación. Estos protocolos probados pueden ayudar a proporcionar enfoques para preguntas de investigación sobre las interacciones raíz-microbio. Saber cómo las plantas hacen frente a los microbios en el suelo es crucial para desarrollar nuevas estrategias para mejorar la agricultura.
Introduction
Los suelos naturales están habitados por un número asombroso de microbios que pueden ser neutros, dañinos o beneficiosos para las plantas1. Muchos patógenos de plantas son transmitidos por el suelo, rodean las raíces y atacan el órgano subterráneo. Estos microorganismos pertenecen a una amplia variedad de clados: hongos, oomicetos, bacterias, nematodos, insectos y algunos virus 1,2. Una vez que las condiciones ambientales favorecen la infección, las plantas susceptibles se enfermarán y los rendimientos de los cultivos disminuirán. Los efectos del cambio climático, como el calentamiento global y los fenómenos meteorológicos extremos, aumentarán la proporción de patógenos de plantas transmitidos por el suelo3. Por lo tanto, será cada vez más importante estudiar estos microbios destructivos y su impacto en la producción de alimentos y piensos, pero también en los ecosistemas naturales. Además, hay mutualistas microbianos en el suelo que interactúan estrechamente con las raíces y promueven el crecimiento, el desarrollo y la inmunidad de las plantas. Cuando se enfrentan a patógenos, las plantas pueden reclutar activamente oponentes específicos en la rizosfera que pueden apoyar la supervivencia del huésped mediante la supresión de patógenos 4,5,6,7. Sin embargo, los detalles mecanicistas y las vías involucradas en las interacciones beneficiosas entre la raíz y el microbio a menudo aún sedesconocen 6.
Por lo tanto, es esencial ampliar la comprensión general de las interacciones raíz-microbio. Se necesitan métodos confiables para inocular raíces con microorganismos transmitidos por el suelo para realizar estudios de modelos y transferir los hallazgos a aplicaciones agrícolas. Se estudian las interacciones beneficiosas en el suelo, por ejemplo, con Serendipita indica (anteriormente conocida como Piriformospora indica), Rhizobium spp. fijador de nitrógeno u hongos micorrícicos, mientras que los patógenos conocidos de plantas transmitidas por el suelo incluyen Ralstonia solanacearum, Phytophthora spp., Fusarium spp. y Verticillium spp.1. Estos dos últimos son géneros fúngicos que están distribuidos globalmente y causan enfermedades vasculares2. Verticillium spp. (Ascomycota) puede infectar a cientos de especies de plantas, en gran parte dicotiledóneas, incluidas las plantas herbáceas anuales, las plantas leñosas perennes y muchas plantas de cultivo 2,8. Las hifas de Verticillium entran en la raíz y crecen tanto intercelular como intracelularmente hacia el cilindro central para colonizar los vasos del xilema 2,9. En estos vasos, el hongo permanece durante la mayor parte de su ciclo de vida. Como la savia del xilema es pobre en nutrientes y lleva compuestos de defensa de las plantas, el hongo debe adaptarse a este entorno único. Esto se logra mediante la secreción de proteínas relacionadas con la colonización que permiten que el patógeno sobreviva en su huésped10,11. Después de llegar a la vasculatura de la raíz, el hongo puede propagarse dentro de los vasos del xilema acropétalo al follaje, lo que conduce a la colonización sistémica del huésped 9,12. En este punto, la planta se ve afectada negativamente en el crecimiento 9,10,13. Por ejemplo, se produce retraso en el crecimiento y hojas amarillas, así como senescencia prematura 13,14,15,16.
Un miembro de este género es Verticillium longisporum, que está altamente adaptado a los huéspedes de brassicácea, como la colza de importancia agronómica, la coliflor y la planta modelo Arabidopsis thaliana12. Varios estudios combinaron V. longisporum y A. thaliana para obtener una amplia información sobre las enfermedades vasculares transmitidas por el suelo y las respuestas de defensa radicular resultantes 13,15,16,17. Las pruebas de susceptibilidad directas se pueden realizar utilizando el sistema modelo V. longisporum / A. thaliana y hay recursos genéticos bien establecidos disponibles para ambos organismos. Estrechamente relacionado con V. longisporum está el patógeno Verticillium dahliae. Aunque ambas especies de hongos realizan un estilo de vida vascular similar y un proceso de invasión, su eficiencia de propagación desde las raíces hasta las hojas y los síntomas de la enfermedad provocada en A. thaliana son diferentes: mientras que V. longisporum generalmente induce senescencia temprana, la infección por V. dahliae resulta en marchitamiento18. Recientemente, un resumen metodológico presentó diferentes estrategias de inoculación radicular para infectar A. thaliana con V. longisporum o V. dahliae, ayudando en la planificación de configuraciones experimentales19. En el campo, V. longisporum ocasionalmente causa daños significativos en la producción de colza12, mientras que V. dahliae tiene un rango de huéspedes muy amplio que comprende varias especies cultivadas, como vid, papa y tomate8. Esto hace que ambos patógenos sean modelos económicamente interesantes para estudiar.
Por lo tanto, los siguientes protocolos utilizan tanto V. longisporum como V. dahliae como patógenos de raíz modelo para ejemplificar posibles enfoques para las inoculaciones radiculares. Arabidopsis (Arabidopsis thaliana), colza oleaginosa (Brassica napus) y tomate (Solanum lycopersicum) fueron elegidos como huéspedes modelo. Las descripciones detalladas de las metodologías se pueden encontrar en el texto a continuación y en el video que lo acompaña. Se discuten las ventajas y desventajas para cada sistema de inoculación. En conjunto, esta colección de protocolos puede ayudar a identificar un método adecuado para preguntas de investigación específicas en el contexto de las interacciones raíz-microbio.
Protocol
Representative Results
Discussion
Debido a las tremendas pérdidas de rendimiento causadas por los fitopatógenos transmitidos por el suelo1, se requiere una mejora de las estrategias agrícolas o las variedades de cultivos. La limitada comprensión de la patogénesis de las enfermedades transmitidas por el suelo dificulta el desarrollo de plantas más resistentes. Es necesario explorar los mecanismos patológicos subyacentes, para lo cual se requiere una plataforma metodológica robusta. Los procedimientos de inoculación reporta…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores reconocen a Tim Iven y Jaqueline Komorek por su trabajo previo en estos métodos, al grupo de Wolfgang Dröge-Laser (Departamento de Biología Farmacéutica, Universidad de Würzburg, Alemania) por proporcionar el equipo y los recursos necesarios para este trabajo, y a Wolfgang Dröge-Laser, así como a Philipp Kreisz (ambos de la Universidad de Würzburg) por la revisión crítica del manuscrito. Este estudio fue apoyado por la “Deutsche Forschungsgemeinschaft” (DFG, DR273/15-1,2).
Materials
| Agar (Gelrite) | Carl Roth | Nr. 0039 | all systems described require Gelrite |
| Arabidopsis thaliana wild-type | NASC stock | Col-0 (N1092) | |
| Autoclave | Systec | VE-100 | |
| BlattFlaeche | Datinf GmbH | BlattFlaeche | software to determine leaf areas |
| Brassica napus wild-type | see Floerl et al., 2008 | rapid-cycling rape | genome ACaacc |
| Cefotaxime sodium | Duchefa | C0111 | |
| Chicanery flask 500 mL | Duran Group / neoLab | E-1090 | Erlenmeyer flask with four baffles |
| Collection tubes 50 mL | Sarstedt | 62.547.254 | 114 x 28 mm |
| Czapek Dextrose Broth medium | Duchefa | C1714 | |
| Digital camera | Nikon | D3100 18-55 VR | |
| Exsiccator (Desiccator ) | Duran Group | 200 DN, 5.8 L | Seal with lid to hold chlorine gas |
| Fluorescence Microscope | Leica | Leica TCS SP5 II | |
| HCl | Carl Roth | P074.3 | |
| KNO3 | Carl Roth | P021.1 | ≥ 99 % |
| KOH | Carl Roth | 6751 | |
| Leukopor | BSN medical GmbH | 2454-00 AP | non-woven tape 2.5 cm x 9.2 m |
| MES (2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) | Carl Roth | 4256.2 | Pufferan ≥ 99 % |
| MgSO4 | Carl Roth | T888.1 | Magnesiumsulfate-Heptahydrate |
| Murashige & Skoog medium (MS) | Duchefa | M0222 | MS including vitamins |
| NaClO | Carl Roth | 9062.1 | |
| Percival growth chambers | CLF Plant Climatics GmbH | AR-66L2 | |
| Petri-dishes | Sarstedt | 82.1473.001 | size ØxH: 92 × 16 mm |
| Plastic cups (500 mL, transparent) | Pro-pac, salad boxx | 5070 | size: 108 × 81 × 102 mm |
| Pleated cellulose filter | Hartenstein | FF12 | particle retention level 8–12 μm |
| poly klima growth chamber | poly klima GmbH | PK 520 WLED | |
| Potato Dextrose Broth medium | SIGMA Aldrich | P6685 | for microbiology |
| Pots | Pöppelmann GmbH | TO 7 D or TO 9,5 D | Ø 7 cm resp. Ø 9.5 cm |
| PromMYB51::YFP | see Poncini et al., 2017 | MYB51 reporter line | YFP (i.e. 3xmVenus with NLS) |
| Reaction tubes 2 mL | Sarstedt | 72.695.400 | PCR Performance tested |
| Rotary (orbital) shaker | Edmund Bühler | SM 30 C control | |
| Sand (bird sand) | Pet Bistro, Müller Holding | 786157 | |
| Soil | Einheitserde spezial | SP Pikier (SP ED 63 P) | |
| Solanum lycopersicum wild-type | see Chavarro-Carrero et al., 2021 | Type: Moneymaker | |
| Thoma cell counting chamber | Marienfeld | 642710 | depth 0.020 mm; 0.0025 mm2 |
| Ultrapure water (Milli-Q purified water) | MERK | IQ 7003/7005 | water obtained after purification |
| Verticillium dahliae | see Reusche et al., 2014 | isolate JR2 | |
| Verticillium longisporum | Zeise and von Tiedemann, 2002 | strain Vl43 |
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