A عكسية ، غير الغازية طريقة لقياس مقاومة مجرى الهواء وأخذ عينات السوائل غسل القصبات في الفئران
Summary
القياسات المتكررة لفسيولوجيا الجهاز التنفسي القوارض وأخذ العينات من الخلايا الهوائية الملتهبة مرغوب فيها ، ولكن عموما ليست مجدية. نحن هنا تصف طريقة لتكرار intubating شفويا الفئران التي تسمح القياسات المتكررة لhyperreactivity الهوائية وأخذ العينات من الخلايا الهوائية الملتهبة.
Abstract
hyperreactivity الهوائية (AHR) القياسات وأخذ العينات الشعبى غسل السائل (BAL) ضرورية لنماذج تجريبية الربو ، ولكن إجراءات المتكررة للحصول على مثل هذه القياسات في نفس الحيوان هي عموما ليست مجدية. هنا ، علينا أن نظهر للحصول على البروتوكولات من الفئران القياسات المتكررة لAHR والقصبات عينات السائل غسيل. وقد تم الطعن الفئران الأنف سبع مرات على مدى 14 يوما مع حساسية قوية صورية أو المعالجة. قبل التحدي الأولي ، وفي غضون 24 ساعة بعد كل تحد الأنف ، تم تخدير الحيوانات نفسها ، intubated شفويا والتهوية ميكانيكيا. وتم تحديد AHR ، المقررة بمقارنة منحنيات الاستجابة للجرعة مقاومة الجهاز التنفسي (RRS) الناجم عن زيادة جرعات في الوريد من كلوريد (ACH) أستيل بين الشام وحساسية تحدى الحيوانات. بعد ذلك ، وعبر التنبيب نفسه ، كان lavaged الرئة اليسرى بحيث يمكن أن يؤديها تعداد الفرق من الخلايا الهوائية. هذه الدراسات تكشف أن القياسات المتكررة لAHR BAL وجمع السوائل ممكن من الحيوانات نفسها ، ويتم تحقيق ذلك فرط الاستجابة القصوى مجرى الهواء وكثرة اليوزينيات مجرى الهواء في غضون 7-10 أيام من بدء التحدي حساسية. هذه التقنية الجديدة يقلل بشكل ملحوظ من عدد من الفئران اللازمة لإجراء التجارب الطولية وينطبق على مختلف أنواع القوارض ، ونماذج الأمراض والصكوك الهوائية الفيزيولوجيا.
Protocol
Discussion
دراسة الربو وانسداد مجرى الهواء ومختلف الأمراض الأخرى ، يشكل حقل نشط ، وتوسيع البحوث الطبية الحيوية. عنصرا هاما من عناصر المتعلقة بالربو البحوث التجريبية هي القدرة على قياس التغيرات في حجم مجرى الهواء تحت ظروف مختلفة. تضييق مجرى الهواء المفرط في الاستجابة لتحدي است?…
Acknowledgements
نشكر الدكتور جورج Mintzer لاقتراح إجراء التنبيب فموي رغامي الالياف البصرية. بدعم من المنح U19AI070973 ، R01AI057696 ، K02HL75243 وR01HL082487 من المعاهد الوطنية للصحة.
Materials
Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371).
Data was analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16).
A small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270), chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph.
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series)
Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687)
10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602)
Heat lamp
1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109)
4 clamps (Pony 3200 spring clamp)
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15)
Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022)
Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911)
Light microscope (Leica)
Cytospin 3 (Shandon)
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical)
0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).
Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371) and data were analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16). Small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270) and chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph. 0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series); Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687); 10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602); Heat lamp; 1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109); 4 clamps (Pony 3200 spring clamp); 0.5 mm external wire for intubation guide); Hemacytometer; Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15); Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022); Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911); Light microscope (Leica); Cytospin 3 (Shandon); 20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical); 0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).
–>References
- Hamelmann, E. Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 766-775 (1997).
- Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J. Appl. Physiol. 97, 286-292 (2004).
- Bates, J. The use and misuse of penh in animal models of lung disease. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 373-374 (2004).
- Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
- Grunig, G. Requirement for IL-13 independently of IL-4 in experimental asthma. Science. 282, 2261-2263 (1998).
- Corry, D. B. Requirements for allergen-induced airway hyperreactivity in T and B cell-deficient mice. Mol. Med. 4, 344-355 (1998).
- Corry, D. B. Interleukin 4, but not interleukin 5 or eosinophils, is required in a murine model of acute airway hyperreactivity. J. Exp. Med. 183, 109-117 (1996).
- Amdur, M. O., Mead, J. Mechanics of respiration in unanesthetized guinea pigs. Am J Physiol. 192, 364-368 (1958).
