הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים
Summary
מדידות חוזרות של הפיזיולוגיה מכרסם הנשימה דגימה של תאים דלקתיים בדרכי האוויר רצויות, אבל בדרך כלל לא ריאלי. כאן אנו מתארים את שיטת הדיר עבור בעל פה intubating עכברים המאפשר מדידות חוזרות של דרכי הנשימה ואת hyperreactivity דגימה של תאים דלקתיים בדרכי האוויר.
Abstract
Airway (AHR) hyperreactivity מדידות שטיפה ברונכואלוואולרית (BAL) דגימת נוזל חיוניים מודלים ניסיוניים אסטמה, אך הליכים חוזרים ונשנים להשיג מדידות כאלה החיה אותו הם בדרך כלל לא ריאלי. הנה, אנחנו מדגימים פרוטוקולים לקבלת מעכברים מדידות חוזרות של AHR ו ברונכואלוואולרית דגימות נוזל שטיפה. עכברים היו תיגר intranasally שבע פעמים מעל 14 ימים עם אלרגן חזק או טיפול דמה. לפני האתגר הראשוני, ותוך 24 שעות לאחר כל אתגר intranasal, החיות באותו היו מורדמים, מחובר לצינורות בעל פה מאוורר מכאני. AHR, שהוערכו על ידי השוואת עקומות מינון תגובה של התנגדות מערכת הנשימה (RRS) הנגרמת על ידי הגדלת מינון תוך ורידי של כלוריד אצטילכולין (אח) בין זיוף ו-אלרגן תיגר בעלי חיים, היו נחושים. לאחר מכן, ובאמצעות אינטובציה זאת, הריאה השמאלית lavaged כך ההפרש ספירה של תאים בדרכי הנשימה יכול להתבצע. מחקרים אלה מראים כי מדידות חוזרות של AHR ואיסוף נוזל BAL אפשריים מן החיות באותה הנשימה כי hyperresponsiveness מירבית דרכי הנשימה eosinophilia מושגות תוך 7-10 ימים של ייזום אתגר אלרגן. טכניקה חדשנית זו מפחיתה באופן משמעותי את מספר העכברים הנדרש לניסויים האורך הוא ישים מינים מכרסמים שונים, מודלים מחלות דרכי הנשימה מכשירים הפיזיולוגיה.
Protocol
Discussion
המחקר של אסטמה, מחלות שונות אחרות חסימתית בדרכי הנשימה, מהווה שדה פעיל והרחבת של מחקר ביו. מרכיב חשוב של מחקר אסטמה הקשורות ניסיוני הוא היכולת למדוד שינויים בגודל דרכי הנשימה בתנאים משתנים. היצרות דרכי הנשימה מוגזמת בתגובה אתגר פרובוקטיבי, תכונה הקנוני של אסטמה, מחלו…
Acknowledgements
אנו מודים לד"ר וו מינצר על ההצעה לבצע אינטובציה orotracheal סיב אופטי. U19AI070973 נתמך על ידי מענקים, R01AI057696, K02HL75243 ו R01HL082487 מן המכונים הלאומיים לבריאות.
Materials
Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371).
Data was analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16).
A small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270), chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph.
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series)
Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687)
10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602)
Heat lamp
1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109)
4 clamps (Pony 3200 spring clamp)
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15)
Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022)
Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911)
Light microscope (Leica)
Cytospin 3 (Shandon)
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical)
0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).
Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371) and data were analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16). Small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270) and chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph. 0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series); Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687); 10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602); Heat lamp; 1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109); 4 clamps (Pony 3200 spring clamp); 0.5 mm external wire for intubation guide); Hemacytometer; Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15); Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022); Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911); Light microscope (Leica); Cytospin 3 (Shandon); 20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical); 0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).
–>References
- Hamelmann, E. Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 766-775 (1997).
- Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J. Appl. Physiol. 97, 286-292 (2004).
- Bates, J. The use and misuse of penh in animal models of lung disease. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 373-374 (2004).
- Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
- Grunig, G. Requirement for IL-13 independently of IL-4 in experimental asthma. Science. 282, 2261-2263 (1998).
- Corry, D. B. Requirements for allergen-induced airway hyperreactivity in T and B cell-deficient mice. Mol. Med. 4, 344-355 (1998).
- Corry, D. B. Interleukin 4, but not interleukin 5 or eosinophils, is required in a murine model of acute airway hyperreactivity. J. Exp. Med. 183, 109-117 (1996).
- Amdur, M. O., Mead, J. Mechanics of respiration in unanesthetized guinea pigs. Am J Physiol. 192, 364-368 (1958).
