気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

Summary

げっ歯類の呼吸の生理学と気道炎症細胞のサンプリングの繰り返し測定が望ましいですが、一般的には不可能。ここでは、気道過敏性と気道炎症細胞のサンプリングの繰り返し測定を可能に経口挿管マウスの反復可能な方法を説明します。

Abstract

気道過敏性（AHR）の測定と気管支肺胞洗浄（BAL）液のサンプリングは、実験的喘息モデルには不可欠ですが、同じ動物でそのような測定値を得るための手順を繰り返して、一般的には不可能です。ここで、我々は、マウスからAHRおよび気管支肺胞洗浄液のサンプルの繰り返し測定を得るためのプロトコルを示す。マウスは、治療を受けた強力なアレルゲンまたは偽で14日間鼻腔内に七回チャレンジした。最初の挑戦に先立ち、および各鼻腔内チャレンジ後24時間以内に、同じ動物では経口挿管と人工呼吸器、麻酔をかけた。偽とアレルゲン不自由な動物の間にアセチルコリン（ACH）塩化物の静脈内投与量を​​増やすことによって誘発される呼吸器系の抵抗（RR）の用量反応曲線を比較することによって評価AHRは、決定した。気道細胞の差列挙を行うことができるように、その後、同じ挿管を経由して、左肺はlavagedした。これらの研究は、AHRとBAL液中のコレクションの繰り返し測定は、同じ動物から可能であることを明らかにし、その最大の気道過敏性と気道好酸球増加は、アレルゲンのチャレンジを開始の7〜10日以内に達成されています。この小説の技法が大幅に長手方向の実験に必要なマウスの数を削減し、多様なげっ歯類、疾患モデルと気道生理学機器に適用可能である。

Protocol

アレルゲンの課題： C57BL / 6マウス、生後4-8週間では、深い全身麻酔を達成するために10分間酸素の蒸気混合物の3.2％イソフルランでパージ気密プレキシガラス室で麻酔する。 鼻腔内アレルゲンの課題（45μLOVA（22.5μg）を、PBS中7μL麹菌（7μg）を、）7つの連続するアプリケーションの合計のため、木曜日、日曜日、毎週火曜日に、投与されています。 麻?…

Discussion

喘息、その他様々な気道閉塞性疾患の研究は、生物医学研究の積極的で拡大しつつある分野を構成している。喘息関連の実験的研究の重要なコンポーネントは、様々な条件の下気道の大きさの変化を測定する能力です。挑発的なチャレンジへの応答の過度の気道狭窄、喘息と関連肺疾患と気道と呼ばれる気道過敏性のプロパティの標準的な機能は、呼吸や死を含む他の症状は、息切れにつな?…

Materials

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371).
Data was analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16).
A small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270), chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph.
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series)
Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687)
10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602)
Heat lamp
1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109)
4 clamps (Pony 3200 spring clamp)
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15)
Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022)
Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911)
Light microscope (Leica)
Cytospin 3 (Shandon)
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical)
0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

<!– OLD Materials List 4/12/10 Changed

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371) and data were analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16). Small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270) and chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph. 0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series); Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687); 10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602); Heat lamp; 1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109); 4 clamps (Pony 3200 spring clamp); 0.5 mm external wire for intubation guide); Hemacytometer; Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15); Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022); Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911); Light microscope (Leica); Cytospin 3 (Shandon); 20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical); 0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

–>