Summary

La diagnosi rapida del virus dell'influenza aviaria nei volatili selvatici: l'uso di un Portable rRT-PCR e liofilizzato reagenti nel campo

Published: August 02, 2011
doi:

Summary

Questo studio descrive la diagnosi dell'influenza aviaria nei volatili selvatici utilizzando un portatile rRT-PCR sistema. Il metodo si avvale di liofilizzati reagenti per lo screening degli uccelli selvatici in un non-laboratorio di impostazione, tipica di uno scenario di un'epidemia. L'uso di strumenti molecolari fornisce alternative accurata e sensibile per la diagnosi rapida.

Abstract

Gli uccelli selvatici sono stati implicati nella diffusione dell'influenza aviaria altamente patogena (HPAI) del sottotipo H5N1, spingendo la sorveglianza lungo le rotte migratorie. Campionamento degli uccelli selvatici di virus dell'influenza aviaria (AIV) è spesso condotto in regioni remote, ma i risultati sono spesso in ritardo a causa della necessità di trasportare i campioni a un laboratorio attrezzato per i test molecolari. In tempo reale della trascrittasi inversa reazione a catena della polimerasi (RRT-PCR) è una tecnica molecolare che offre uno dei metodi più accurati e sensibili per la diagnosi di AIV. I protocolli di laboratorio precedentemente indispensabile per rRT-PCR sono ora adattato per il campo. Sviluppo di reagenti liofilizzati (liofilizzato) che non richiedono catena del freddo, con sensibilità a livello di reagenti bagnato ha portato il collaudo in loco remoto ad un obiettivo pratico.

Qui vi presentiamo un metodo per la diagnosi rapida di AIV nei volatili selvatici utilizzando un rRT-PCR unità (Ruggedized Advanced Device identificazione dei patogeni o RAPID, Tecnologie Idaho, Salt Lake City, UT), che impiega reagenti liofilizzati (Influenza A Obiettivo 1 Taqman; Asay -ASY-0109, Tecnologie Idaho). I reagenti contengono tutti i componenti necessari per il test a concentrazioni appropriate in un unico tubo: primer, sonde, enzimi, tamponi interni e controlli positivi, eliminando gli errori associati alla conservazione impropria o la manipolazione di reagenti bagnato. L'unità portatile esegue uno schermo per l'influenza A colpire il gene matrice rendimenti e dei risultati in 2-3 ore. Tipizzazione genetica è possibile anche con innesco H5 e H7 fissa che colpiscono il gene emoagglutinina.

Il sistema è adatto per l'uso su campioni cloacali e orofaringeo raccolti da uccelli selvatici, come dimostrato qui sulla specie migratrice shorebird, il piro-piro occidentale (Calidrus mauri) catturato nel nord della California. Trattamento degli animali seguiti protocolli approvati dalla cura degli animali e del Comitato utilizzo del Centro geologico degli Stati Uniti occidentali Survey Research ecologica e permette il Geological Survey degli Stati Uniti Uccello Banding laboratorio. Il vantaggio principale di questa tecnica è quello di accelerare la diagnosi degli uccelli selvatici, aumentando le probabilità di contenere un focolaio in una postazione remota. Sul posto la diagnosi sarebbe rivelarsi utile anche per individuare e studiare gli individui infetti nelle popolazioni selvatiche. La possibilità di raccogliere informazioni sulla biologia dell'ospite (risposta immunologica e fisiologica alle infezioni) e l'ecologia spaziale (prestazioni migratorie degli uccelli infetti) fornirà intuizioni sulla misura in cui gli uccelli selvatici possono fungere da vettori per AIV su lunghe distanze.

Protocol

1. La cattura di uccelli selvatici con reti mist Per la cattura shorebird, istituito reti nebbia in un sito attivo foraggiamento come una palude, litorale, o fango piatto. Far scorrere la linea tramagli anelli di una delle estremità della rete nebbia attorno al palo e inserire palo verticalmente nel fango. Stendi la rete, inserire il secondo polo attraverso cicli tramagli all'altra estremità della rete di nebbia e verticalmente inserire palo in fango, assicurandosi che le linee trama…

Discussion

Il metodo di diagnosi rapida qui presentati facilita test rapido ed accurato di campioni di uccelli selvatici per la sorveglianza di AIV. Il tanto meno severi requisiti campione di storage portatili rRT-PCR sono adatti per le situazioni in cui la manutenzione a distanza di una catena del freddo può essere impraticabile se spedizionieri azoto liquido o ghiaccio secco non è disponibile. Inoltre, abbiamo riscontrato che l'analisi del campione con i reagenti liofilizzati era abbastanza semplici per essere eseguite da …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Desideriamo ringraziare M. Scullion e R. Crisp delle Tecnologie Idaho per il supporto tecnico e la USGS occidentale Centro di Ricerca Ecologica per il finanziamento (S. Schwarzbach) e assistenza (K. Spragens, T. Graham). Questa ricerca è stata effettuata sotto l'egida del Centro per la Tecnologia Innovativa – Istituto per la Difesa e Sicurezza Nazionale (www.idhs.org), a sostegno del Dipartimento della Difesa e Air Force Research Laboratory. Trattamento degli animali seguiti protocolli approvati dalla cura degli animali e del Comitato utilizzo del Centro geologico degli Stati Uniti occidentali Survey Research ecologica e permette il Geological Survey degli Stati Uniti Uccello Banding laboratorio. Qualsiasi utilizzo di nomi commerciali, prodotti o società in questa pubblicazione è solo a fini descrittivi e non implica approvazione da parte del governo degli Stati Uniti.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue Number Comments (optional)
RNeasy mini spin column Qiagen 74106 Included in RNeasy Mini Kit
Collection tubes (1.5 & 2 mL) Qiagen 74106 Included in RNeasy Mini Kit
Buffer RLT Qiagen 74106 Included in RNeasy Mini Kit
Buffer RW1 Qiagen 74106 Included in RNeasy Mini Kit
Buffer RPE Qiagen 74106 Included in RNeasy Mini Kit
RNase-free water Qiagen 74106 Included in RNeasy Mini Kit
14.3 M β-mercaptoethanol solution Fisher Scientific BP176100  
100% ethanol Fisher Scientific NC9602322  
Vortex Genie 2, 120V Scientific Industries SI-0236  
Taqman Influenza A Target 1 (Hydrolysis Probe) Idaho Technologies ASAY-ASY-0109  
Lightcycler 20ml capillary tubes Roche Applied Science 04929292001  
Micro-centrifuge with rotator for 2 ml tubes Idaho Technologies   Included in RAPID kit
Ruggedized Advanced Pathogen Identification Device (RAPID) 7200 Idaho Technologies   Included in RAPID kit
Pentium-based laptop with Windows XP Professional Idaho Technologies   Included in RAPID kit
Lightcycler Data Analysis software Idaho Technologies   Included in RAPID kit

References

  1. Spackman, E. Development of a real-time reverse transcriptase PCR assay for type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes. J Clin Microbiol. 40, 3256-3260 (2002).
  2. Takekawa, J. Y. Field detection of avian influenza virus in wild birds: evaluation of a portable rRT-PCR system and freeze-dried reagents. J Virol Methods. 166, 92-97 (2010).
  3. Das, A., Spackman, E., Senne, D., Pedersen, J., Suarez, D. L. Development of an internal positive control for rapid diagnosis of avian influenza virus infections by real-time reverse transcription-PCR with lyophilized reagents. J Clin Microbiol. 44, 3065-3073 (2006).
  4. Spackman, E., Suarez, D. L. Avian influenza virus RNA extraction from tissue and swab material. Methods Mol Biol. 436, 13-18 (2008).
  5. Chen, R., Holmes, E. C. Frequent inter-species transmission and geographic subdivision in avian influenza viruses from wild birds. Virology. , 383-3156 (2009).
  6. Macken, C. A., Webby, R. J., Bruno, W. J. Genotype turnover by reassortment of replication complex genes from avian influenza A virus. J Gen Virol. 87, 2803-2815 (2006).
  7. Dugan, V. G. The evolutionary genetics and emergence of avian influenza viruses in wild birds. PLoS Pathog.. 4, e1000076-e1000076 (2008).
  8. Spackman, E. Phylogenetic analyses of type A influenza genes in natural reservoir species in North America reveals genetic variation. Virus Res. 114, 89-100 (2005).
  9. Pasick, J. Advances in the molecular based techniques for the diagnosis and characterization of avian influenza virus infections.. Transbound Emerg Dis. 55, 329-338 (2008).
  10. . OIE Manual of diagnostics tests and vaccines for terrestrial animals (mammals, birds and bees). 1, 258-269 (2004).
  11. Weber, T. P., Stilianakis, N. I. Ecologic immunology of avian influenza (H5N1) in migratory birds. Emerg. Infect. Dis. 13, 1139-1143 (2007).
  12. Kim, J. -. K., Negovetich, N. J., Forrest, H. L., Webster, R. G. Ducks: the “Trojan Horses” of H5N1 influenza. Influenza and Other Respiratory Viruses. , 121-128 (2009).
  13. Gilbert, M. Flying over an infected landscape: distribution of highly pathogenic avian influenza H5N1 risk in South Asia and satellite tracking of wild waterfowl. Ecohealth. , (2010).
check_url/fr/2829?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Takekawa, J. Y., Hill, N. J., Schultz, A. K., Iverson, S. A., Cardona, C. J., Boyce, W. M., Dudley, J. P. Rapid Diagnosis of Avian Influenza Virus in Wild Birds: Use of a Portable rRT-PCR and Freeze-dried Reagents in the Field. J. Vis. Exp. (54), e2829, doi:10.3791/2829 (2011).

View Video