Summary
Tissulaire rénales constructions offrent une solution pour la pénurie d’organes et les effets délétères de la dialyse. Nous décrivons ici un protocole se rapportant au micro disséquer les reins murins pour l’isolement des segments cortico-médullaire. Ces segments sont implantés dans des constructions cellulaires exempte d’échafaudage, formant organoïdes rénale.
Abstract
Transplantation rénale est maintenant une thérapie ordinaire pour insuffisance rénale terminale. Cependant, avec environ 96 000 personnes sur la liste d’attente et seulement un quart de ces patients atteignant la transplantation, il y a un besoin urgent d’alternatives pour ceux qui ont le défaut des organes. Afin de diminuer les conséquences néfastes de dialyse ainsi que les frais de soins de santé dans l’ensemble qu’elle engage, enquête active est en cours à la recherche de solutions alternatives aux greffes d’organes. Implantables tissulaire rénales constructions cellulaires sont une telle approche faisable pour remplacer la fonction rénale perdue. Décrite pour la première fois, voici la microdissection des reins murins pour l’isolement de vie corticomédullaire segments rénales. Ces segments sont capables d’intégration rapide au sein des constructions d’exempte d’échafaudage endothéliales-fibroblaste qui peut permettre une connexion rapide avec vascularisation hôte une fois implantée. Reins de souris adultes ont été achetés auprès de donneurs vivants, suivies par microdissection stéréoscope pour obtenir des segments rénales 200-300 µm de diamètre. Plusieurs constructions rénales ont été fabriquées en utilisant des segments rénales primaires ne récoltés qu’un seul rein. Cette méthode montre une procédure qui pourrait sauver le tissu rénal fonctionnel des organes qui pourrait autrement être mis au rebut.
Introduction
Insuffisance rénale chronique (IRC) est l’un des défis majeurs de santé publique partout dans le monde actuel1. La prévalence de CKD aux États-Unis dépasse les 14 % de la population totale, avec plus 600 000 américains souffrant de la forme la plus sévère, stade terminal d’insuffisance rénale (terminale IRT)2. Les options de traitement actuelles disponibles pour les personnes souffrant d’insuffisance rénale terminale comprennent la transplantation de dialyse et des reins. Bien qu’environ 25.000 patients subissent chaque année de la transplantation rénale, un nombre important de patients est ajouté chaque année conduisant à une forte disparité entre les personnes en attente d’un organe de sauvetage et les récepteurs de transplantation3. En plus de ses graves effets négatifs sur la longévité et la qualité de vie, dialyse est associé à une charge financière étonnante. En 2014, l’assurance-maladie demandes payées ont totalisé $ 30 milliards pour les patients d’IRT2. Avec un approvisionnement limité orgue et aucune tendance à la baisse apparente chez les patients nécessitant une dialyse, les efforts de recherche visant à identifier des solutions alternatives à la dialyse et transplantation sont toujours importants. Même un délai relativement court dans la nécessité d’une dialyse augmente considérablement nombre du patient des années de vie ajustées pour la qualité et la productivité tout en reportant les coûts liés à la dialyse4,5,6.
Solutions pour la perte de tissu fonctionnel, comme celui de l’insuffisance rénale terminale, sont actuellement à l’étude en génie tissulaire et des laboratoires de médecine régénérative, avec des approches très variées allant de fabrication axée sur l’échafaud organoïde d’organes entiers à l’aide technique DECELLULARISE structures de l’orgue pour implantation cellulaire7,8,9,10,11. Récapitulant les structures rénales complexes des reins marginaux ou mis au rebut que partiellement a été étudiée. En fait, presque 20 % des reins achetés à la transplantation sont abandonnées pour diverses raisons12,13. Le tissu rénal fonctionnel de ces greffes présumés pourrait être utilisé et incorporé dans une ou plusieurs constructions tissulaire. Des études antérieures ont démontré la possibilité de travailler avec ces organes mis au rebut, utilisant les reins de la matrice extracellulaire pour tissus ingénierie fins14,15. Cependant, peu ont utilisé des principaux tissus nephronal des reins en bonne santé pour l’ingénierie tissulaire fins16,17,18.
Une méthode précédemment décrite par Kim et coll. implique isolement de « segments » rénales de reins des rats sains, qui ont été ensuite ensemencés sur des échafauds de (PGA) acides polyglycolique pour construction fabrication16. Cependant, peu d’information est donnée au sujet de la méthodologie exacte dissection et segments ont été obtenus d’une combinaison de hacher fines et de filtration. Nous décrivons une modification du présent protocole, qui produit de la même façon des segments rénales discrètes avec architecture nephronal intact, mais au contraire repose sur des techniques de microdissection. Suivie est effectuées sur des souris adultes vivants, après quoi les reins sont transférés dans le microscope de dissection où la capsule rénale est supprimée et le tissu est disséqué plus loin. Petit calibre 30½ G aiguilles sont utilisées comme instruments de coupe et également comme guide aidant à dissection, comme l’aiguille diamètre est égal au diamètre de la cible des segments rénales. Les segments isolés, en l’espèce murines, rénales maintiennent la viabilité en culture et intègrent avec des constructions cellulaires exempte d’échafaudage endothéliales-fibroblaste19. Ces constructions avaient déjà été utilisées à l’ingénieur d’autres organes, y compris un pancréas artificiel bio20.
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Protocol
Toutes les interventions chirurgicales animaux décrits ci-dessous ont été approuvés par les institutionnels et animalier utiliser Comité (IACUC) à la Medical University of South Carolina, avant toute chirurgie animale ou l’utilisation de n’importe quel tissus animaux.
1. murine néphrectomie
- Don un masque chirurgical et bouffant cap afin de minimiser le risque de contamination. Maintenir la stérilité au cours de la mise en place de la zone chirurgicale.
- Placer des draps chirurgicaux non fenêtrée sur la table d’opération.
- Ouvrez le pack des instruments stérilisés à l’autoclave sur les tentures stériles. Les instruments nécessaires pour néphrectomie comprennent 3 petite hémostatique, fine pince à dents, pince fine sans dents et ciseaux iris droite.
- Placez un autre drap chirurgicale non fenêtrée dans le centre de la table d’opération.
- Préparation de 5 mL de Dulbecco Phosphate Buffered Saline (SPD) de calcium et de magnésium, additionné de 1 % la pénicilline/streptomycine dans un tube conique stérile de 15 mL. Placez cette solution sur la glace à côté de la table d’opération.
- Obtenir une souris C57BL/6 de 8 à 12 semaine vieux (mâle ou femelle) du complexe de logement des animaux.
- Placez la souris à l’intérieur d’une chambre d’induction de l’anesthésie et induire à l’isoflurane 3,5 % inhalé. Placez un cône de nez sur la souris, l’isoflurane de 2 % pour l’anesthésiologie en entretien.
- Moniteur pour une profondeur adéquate de l’anesthésie périodiquement tout au long de l’intervention chirurgicale en évaluant pour pédale réflexe (pincement de l’orteil ferme).
- Supprimer tous les cheveux de torse ventral à l’aide de la crème dépilatoire. Rincer cette surface avec l’eau distillée pour s’assurer que tous les cheveux a été retiré de l’abdomen.
- Transférer la souris sur la table d’opération stérile en décubitus dorsal dans le haut de la page drap non fenêtrée. Découper une fenestration de2 2 x 2 cm dans le drap recouvrant tout l’abdomen de la souris.
- Appliquer la povidone-iode, suivie de l’éthanol à 70 % à l’abdomen à l’aide de boules de coton ou de gaze stériles.
- À l’aide de pinces fines avec des dents et iris ciseaux, faire une incision cutanée abdominale verticale de 3 à 4 cm parallèle à la ligne médiane, 0,5 cm à gauche de la ligne médiane
Remarque : Si vous prévoyez d’enlever le rein droit, il s’agit d’une incision de 0,5 cm à droite de la ligne médiane.- Saisir le péritoine avec une fine pince sans dents et inciser avec des ciseaux iris pour entrer dans la cavité abdominale. Appliquer une pince hémostatique sur les bords latéraux supérieurs et inférieurs de la peau et le péritoine de placer tension latéralement et mettez en avant.
- Déplacer le contenu intestinal délicatement sur le côté droit de l’abdomen pour exposer le rein gauche. Placez délicatement la traction au niveau des reins pour élever hors de l’abdomen.
- Placer une pince hémostatique à travers le hile du rein gauche. Utiliser des ciseaux iris transect de l’uretère et les vaisseaux rénaux.
- Placez le rein gauche dans le 1 % Solution SPD pénicilline/streptomycine sur la glace.
- Transférer le tube contenant le rein à la hotte de vitroplants stérile. Transférer le rein du tube conique 15 mL pour un plat de Pétri de 60 mm (Figure 1). Rincer deux fois à l’aide de 5 mL SPD avec calcium et magnésium. Gardez le rein suspendu dans 5 mL SPD dans le plat de 60 mm.
- Préparer une boîte de Pétri supplémentaire de 60 mm avec 5 mL SPD à utiliser pendant le protocole microdissection.
- Euthanasier la souris par thoracotomie et exsanguination suite à l’acquisition du rein, selon un protocole d’animale IACUC approuvé.
2. murin rein Microdissection pour l’isolement du Segment rénale
- Continuer à utiliser une technique stérile pour cette partie du protocole, y compris des gants stériles, masque chirurgical et bouffant pour minimiser les risques de contamination.
- Lieu stérile les rideaux sur la plateforme microscope stéréo, aussi bien quant à la zones juste à gauche et droite du microscope d’avoir un champ stérile pour instruments. Placer les feuilles de plastique adhésifs sur les boutons de mise au point de microscope et vaporiser avec l’éthanol à 70 %. Allumez le projecteur double col de cygne pour éclairer la scène.
- Ouverts instruments stérilisés (pince fine sans dents, manche de scalpel, lame de bistouri #15, une pince hémostatique droite deux deux 30½ jauge aiguilles creuses) sur draps stériles. Placer le #15 la lame sur le scalpel gérer maintenant et joignez une pince hémostatique à chaque adaptateur/hub d’aiguille pour créer des instruments de dissection de l’aiguille pour une utilisation ultérieure, comme illustré à la Figure 1.
- Déplacez le Pétri de 60 mm, un contenant le rein dans le SPD et les autres SPD seul, de la hotte de culture de tissus dans la région de microscope.
- Placer le plat de Pétri de 60 mm au titre de l’objectif et enlever le couvercle afin d’exposer le rein. Laisser le plat contenant du SPD sur le côté sur le champ stérile pour une utilisation ultérieure.
- Déplacez le plat pour que seulement la surface antérieure ou postérieure du rein est en vue (c.-à-d., la grande face plate du rein, avec l’autre face, toucher le fond du plat). Zoom sur 3.2-4 X pour cette partie de la procédure. Avec la main non dominante, utilisez des pinces fines sans dents pour percer et épingler les reins contre le plat près des pôles inférieures et supérieures du rein.
- Gardez la main non dominante en place à la broche du rein. Avec la main dominante, utilisez la lame #15 pour retirer la couche capsulaire fibreuse translucide de la surface exposée. Rasez le plus superficiel 0,5 mm de la surface exposée du rein pour enlever le reste de la capsule.
- Utiliser la lame #15 à disséquer une pyramide inversée du tissu de la région de décapsulés, environ 2 mm3 en taille. Récupérer le plat 60 mm contenant uniquement de SPD et placez la pyramide du tissu dans le plat propre. Jeter le reste du rein.
- Diminuer le grossissement 1,5 à 2,0 x pour le reste de la dissection. À l’aide de deux instruments de Surgicel-aiguille comme instruments de coupe, tranche le fragment de tissu en morceaux de plus en plus petites jusqu'à ce que les segments de tissus sont inférieures ou égales au diamètre de la pointe de l’aiguille. Une de 2 mm de tissu rénal3 taille produira plus de 50 segments une fois complètement disséqués.
- Passer le plat de 60 mm avec des segments rénales à la hotte de la culture de tissus. Retirez le SPD avec 1000 µL pipette. Ajouter 5 mL DMEM, additionné de 10 % de sérum bovin fœtal (SVF) et 1 % la pénicilline/streptomycine.
- Culture pour 3 jours à 37 ° C dans une étuve ou un implant dans des constructions cellulaires immédiatement.
3. rénale Segment construction cellulaire Fabrication
- Normales fibroblastes dermiques humains culture (NHDF) et homme adipeux cellules endothéliales microvasculaires (HAMEC) pendant plusieurs semaines obtenir 7,2 x 105 fibroblastes et 1,8 x 105 cellules endothéliales par construction désiré. Dans la hotte de culture tissulaire, amorcer le rapport approprié de fibroblastes de cellules endothéliales (4:1) dans les puits en forme de bâtonnet dans les moules d’agarose pour former exempte d’échafaudage pré vasculaires endothéliale-fibroblaste constructions (SPEC) tel que décrites précédemment par Czajka et al. 19.
- Obtenir une pince hémostatique stérilisée, aiguille 30½ G et une spatule stérile avec extrémité plate.
- Enlever la majorité des médias de la plaque de 60 mm contenant des segments rénales, en veillant à ne pas aspirer et enlever les segments rénales.
- Équiper les Loupes chirurgicales pour visualiser l’implantation des segments.
- Gratter l’extrémité de la spatule délicatement sur le fond du plat 60 mm pour obtenir des segments de 10-15, étaler uniformément le long de l’extrémité de la spatule. Placer l’extrémité de la spatule aussi près que possible de la lèvre du puits où la spécification a été ensemencée.
- Utiliser d’instrument pince hémostatique-30½ G aiguille dans l’autre main pour déplacer chaque segment individuel de l’extrémité de la spatule sur le bord du puits. Abaissez doucement chaque segment dans le bien à l’aide de la pointe de l’aiguille jusqu'à ce que légèrement immergé dans la suspension cellulaire préalablement ensemencée.
- La culture rénale segment-SPEC 2:1:1 ratio du milieu MGF-2/EGM-2/DMEM (total de volume de 2,5 mL). Changement des milieux de culture toutes les 24 h pendant 3 jours. Retirer les moules après 72 h des constructions et Difficulté ou flash-gel pour le traitement.
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Representative Results
Le protocole décrit produit environ 50 segments rénales par section3 pyramidale 2 mm de tissu rénal. Les segments rénales qui ont été traitées et imagés possèdent des composants tubulaires et glomérulaires dans des proportions différentes (voir Figure 2). Les segments intacts ont été soumis à un test afin de déterminer la viabilité des différents segments une fois toutes les 24 h pendant trois jours. Vert fluorescent calcéine-AM est présent avec une activité estérase intracellulaire, indicatif des cellules vivantes. Fluorescente rouge d’éthidium homodimère-1 est perçue avec perte de l’intégrité de la membrane plasmique. Bien que ces segments sont des structures intactes, en trois dimensions, pénétration test significatif est appréciable avec la microscopie confocale (voir Figure 3).
Segments ont été caractérisés plus d’uniformité de taille à l’aide de la même analyse de viabilité de cellules. À l’aide de lames de verre avec des dépressions, segments ont été placés sous pli feuillets sans force mécanique placée sur n’importe quelle dimension des segments. Gratuit flottants, les segments sont imagés 30 minutes après le placement dans le test de viabilité/toxicité cellulaire. Une z-projection avec 10 µm taille de palier a été prise par l’ensemble du segment. La plus grande dimensions « X » et « Y » ont été obtenues et enregistrées. La dimension « Z » a été obtenue en calculant la distance du premier au dernier fluorophore visible. Étant donné que les segments sont à peu près cubiques, une mesure de volume cubique simple a été obtenue et comploté pour comparer des segments choisis au hasard 10 d’une microdissection expérience. Cibler le volume (300 µm)3 = 0,027 mm3 est montré avec un marqueur rouge sur l’histogramme (Figure 4A). Des mesures représentative « X » et « Y » sont indiquées dans la Figure 4B. Bien qu’il y a des valeurs aberrantes, il existe de nombreux segments près le volume cible. Répéter l’expérimentation a montré des résultats cohérents (n = 20). Les mesures brutes (non illustrées ici) montrent que dans la plupart des segments, il n’y a au moins une dimension mesurent 200-300 µm. Ceci a des implications importantes pour les limitations de diffusion.
Les segments rénales sont incorporés dans les constructions d’exempte d’échafaudage endothéliales-fibroblaste et cultivés pendant 3 jours. Les segments rénales incorporent avec les constructions cellulaires pour former des structures intactes par jour 3 (voir Figure 5A). Les constructions de maintiennent leur réseau endothéliale vasculaire préalable, illustré par marquage avec von Willebrand Factor (Figure 5E). Toutefois, il ne semble pas que le réseau envahit le matériel cellulaire rénal. Les cellules épithéliales rénales sont marqués cytokératines-18 (Figure 5B, vert). Ces constructions ont été incubées avec albumine marquée FITC (Figure 5C, gris) afin de tester in vitro la fonction rénale. Alors qu’il est résiduel albumine trouvé loin les segments de tissu rénal incorporé, il existe des « points chauds » dans le domaine des cellules épithéliales rénales tubulaires, celles qui sont connues pour relever l’albumine qui traverse intra-invertis. Ceci est pensé pour représenter le recaptage de l’albumine dans la construction cellulaire rénale segment.
Figure 1 : Photographies représentant de néphrectomie et rénale du Segment Microdissection. Un rein murin est supprimé, rincé et placé dans un plat de 60 mm et s’installe à la platine du microscope stéréoscope. Le diamètre de la pointe de l’aiguille sert à guider la dissection. Une pince hémostatique est attachée aux conseils aiguille pour les instruments de dissection. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Segment rénal Microdissected. Les segments rénale microdissected contiennent des proportions variables des glomérules (coin inférieur gauche, structure basophile) et les tubules (reste de l’image) dans leur arrangement native. Image de X 10, échelle comme indiqué. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Segment rénale viabilité. Les segments rénale microdissected contiennent des portions de tissus vivants et morts. Principalement, les segments sont vivants et restent dans la culture à 72 h. Note que les différents segments ont été utilisés pour les points de temps différents, comme l’analyse de viabilité de lui-même est toxique pour les cellules. 10 X images, barres d’échelle = 200 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Segment rénale Volume uniformité. (A) volume cubique en mm3 d’expérience une dissection du Segment (n = 10). Segments individuels sont représentés par des points bleus, en comparaison avec point rouge cible (target volume 0,027 mm3). (B) représentant X et Y des dimensions des mesures de l’essai de vivre-morts, 10 X image. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Tissulaire échafaudage exempt rénale Segment Construct. (A) , l’image fusionnée incorporation des segments rénales dans les cellules épithéliales tubulaires rénales (vert) de SPEC., cytokératine (B) -18-positif. (C) l’albumine marquée FITC. Colorant de Hoescht (D) pour les noyaux. (E) positivité de facteur de von Willebrand mettant en valeur le réseau prevascular. 10 X images, barre d’échelle = 200 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Méthodes utilisées pour vivre le tissu rénal constructions varient grandement en ce qui concerne le type de cellules et de biomatériaux utilisés et dans de nombreux cas, l’ingénieur sont obsolètes ou pas bien caractérisé dans la littérature7. Alors que beaucoup utilisent des approches de cellules souches ou récapitulant les différents composants de l’architecture rénale dans l’isolement, la perspective de recréer artificiellement un organe entier avec plus de 26 types de différentes cellules différenciées des suspensions cellulaires est écrasante d’examiner21. C’est sans doute pourquoi d’autres ont déménagé aux approches utilisant des segments de tissu rénal dans les applications en génie tissulaire. Comme décrit ci-dessus, les travaux précédents a été fait dans l’isolement des segments rénales pour l’ensemencement sur PGA échafaudages16. Cependant, la méthodologie utilisée pour décrire l’isolement des segments a été décrite dans les petits détails et les segments ne sont pas cultivés pendant une période de temps pour évaluer la viabilité. La méthode décrite ici, ainsi que l’utilisation de l’analyse de la viabilité cellulaire, montre qu’à tout le moins, certaines parties des segments rénales maintiennent la viabilité de la marque de 72 h, qui n’a pas été décrite avant. La méthode a également l’avantage de produire des segments avec des dimensions assez prévisibles. En outre, ces méthodes fournissent une approche traduisible cliniquement pour augmenter le défaut de la fonction rénale, principalement ce qui démontre une méthode faisable pour isoler des segments de tissu rénal primaire d’organes qui auraient autrement être rejetés.
Dans l’élaboration de la méthode, les plus grands défis ont été, tout d’abord, identifier un objet stérile de la taille appropriée et Deuxièmement, maintenir la stérilité comme la procédure implique beaucoup d’étapes à l’extérieur de la hotte de la culture cellulaire. Conseils aiguille 30½ G s’est avérée une mesure utile ainsi que des dispositifs de dissection. La stérilité était un défi au début de l’expérimentation, principalement lié à l’installation chirurgicale et contrôle fourrure murin.
Limites de la procédure sont liés à la nature tridimensionnelle des segments le tissu rénal. Vue au microscope, les dimensions du segment peuvent sembler être à peu près la taille de l’aiguille, 0,260 mm. Toutefois, la dimension Z n’est pas visible sur un stéréoscope. La microdissection est faite à la main, qui est lui-même une autre limite. À l’avenir, la normalisation robotique serait idéale. Si la partie pyramidale3 de 2 mm de tissu rénal a été maintenue dans le bon sens au cours de la dissection, disséquant les néphrons intacts ne serait pas insondable. Enfin, en comparant ces constructions au pancréas bio-artificiel, dans quel îlot cellules ont été incorporées dans la spécification, on doit reconnaître principales différences20. Le rein est unique sur le plan fonctionnel et architectural du pancréas et sans doute plus complexe. En outre, les cellules des îlots pancréatiques sont seul sous-type de cellule fonctionnelle dans le pancréas, plutôt que le conglomérat de cellules fonctionnelles isolé avec des segments rénales dans cette méthode. Architecture et spécifiquement la directionnalité jouant un rôle important dans la fonction du rein et en particulier de filtration, le manque d’orientation uniforme des segments dans la construction est une faiblesse supplémentaire de cette méthodologie.
Recherche en cours vise à l’évaluation du segment rénale et fonctionnalité rénale construct, à clarifier l’étendue à laquelle se produit l’absorption de l’albumine et à évaluer les autres fonctions rénales. Des expérimentations animales futures seraient traduira par l’implantation des constructions rénales dans la paroi vésicale. Incorporant la construction dans cette structure corporelle très vascularisée serait permettre anastomose rapide ainsi que pallier la nécessité d’un système de collecte, avec le filtrat en excrétant directement dans la vessie. Étant donné que la fonctionnalité in vitro de tissus rénaux est extrêmement limitée, en vivo test est vital. Les tests uniquement in vitro actuellement rapportés dans la littérature sont centrés autour d’albumine l’absorption et l’érythropoïétine expression17,22. Ces segments de la vie du tissu rénal intact dans son architecture native intégrée dans les constructions avec des réseaux endothéliales primitifs, qui ne pas s’appuyer sur n’importe quel étranger biomatériaux, prometteurs en se déplaçant vers le remplacement du tissu rénal fonctionnel, biocompatible .
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
NIH institutionnels de formation postdoctorale Grant, NIH-HL-007260
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Non-fenestrated Sterile Field | Busse Hospital Disposables | 696 | |
| Fenestrated Sterile Field | Busse Hospital Disposables | 697 | |
| Halsted Mosquito Forceps 5 Curved | Miltex | Mil-7-4 | "Hemostat" in manuscript |
| Extra Fine Graefe Forceps, Curved with teeth | Fine Science Tools | 11155-10 | Fine forceps with teeth |
| Extra Fine Graefe Forceps, Serrated (without teeth) | Fine Science Tools | 11152-10 | Fine forceps without teeth |
| Fine Scissors - Tungsten Carbide | Fine Science Tools | 14568-09 | Iris Scissors |
| Betadine Surgical Scrub with Pump, Povidone-iodine 7.5% | Purdue Products L.P. | 67618-151-17 | |
| Sterile Cotton Gauze Pad (4" x 4") | Fisher Healthcare | 22-415-469 | |
| Dulbecco's Phosphate Buffered Solution | Corning | 21-030-CV | |
| Penicillin/Streptomycin Solution, 100X | Corning | 30-002-Cl | |
| Isoflurane, USP | Manufacturer: Piramal, Distributor: McKesson | 2254845 | |
| Nair Hair Remover | Nair | 22600-23307 | Hair Removal Cream in text |
| 200 Proof Ethanol | Decon Laboratories | 2705 | Diluted to 70% Ethanol Solution |
| BioLite 60mm Tissue Culture Dish | Themo-Scientific | 130181 | |
| Press'n Seal | Glad | 12587-70441 | Applied to Stereoscope |
| SZX16 Stereo Microscope | Olympus | SZX16 | |
| Fiber Optic Illuminator | Cole Parmer | 41720-20 | |
| Self-Supporting Dual-Light Pipe, 23" L Gooseneck | Cole Parmer | EW-41720-60 | |
| Scalpel Handle #3 | Miltex | Mil-4-7 | |
| Sterile Rib-Back Carbon Steel Blade, Blade Size 15 | Bard-Parker | 371115 | |
| 31 1/2 Gauge Needle | ThermoFisher Scientific | 14-826F | Becton Dickinson 305106 |
| Dulbecco's Modified Eagle's Medium | Corning | 10-017-CV | |
| Fetal Select 100% Bovine Serum | Atlas Biologicals | FS-0500-AD | |
| Normal Human Dermal Fibroblasts | Lonza | CC-2511 | |
| Human Adipose Microvascular Endothelial Cells | Sciencell Research Laboratories | 7200 | |
| Surgical Loupes (2.5x) | Orascoptic | (N/A) Custom Order | |
| FGM-2 (Fibroblast Basal Medium with FGM-2 SingleQuots Added) | Lonza | CC-3131, CC-4126 | |
| EGM-2 (Endothelial Basal Medium with EGM-2 SingleQuots Added) | Lonza | CC-3156, CC-4176 | |
| Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit for Mammalian Cells | ThermoFisher Scientific | L3224 | |
| Anti-Cytokeratin-18 Antibody | Abcam | ab668 | |
| Goat anti-Mouse IgG, Alexa Fluor 633 | ThermoFisher Scientific | A-21052 | |
| Goat anti-Rabbit IgG, Alexa Fluor 546 | ThermoFisher Scientific | A-11010 | |
| Anti-Von Willebrand Factor Antibody | Abcam | ab6994 | |
| Albumin, Fluorescein isothiocyanate Conjugate | Sigma Aldrich | A9771-50MG | |
| Hoescht 33342 | BD Pharmingen | 561908 | |
| Background Buster | Innovex Biosciences | NB306 |
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