Summary
El protocolo aquí proporciona un muestreo dinámico detallado en tiempo real del líquido extracelular del hipocampo de ratas despiertas utilizando un sistema de microdiálisis.
Abstract
Una variedad de enfermedades del sistema nervioso central (SNC) se asocian con cambios en la composición del líquido extracelular del hipocampo (HECF). Sin embargo, la dificultad para obtener HECF en tiempo real de ratas conscientes ha restringido durante mucho tiempo la evaluación de la progresión de la enfermedad del SNC y la efectividad de la terapia con etnomedicina. Alentadoramente, una técnica de microdiálisis cerebral se puede utilizar para el muestreo continuo con las ventajas de la observación dinámica, el análisis cuantitativo y un tamaño de muestreo pequeño. Esto permite el monitoreo de los cambios en el contenido de líquido extracelular para compuestos de hierbas tradicionales y sus metabolitos en el cerebro de animales vivos. El objetivo de este estudio fue, por lo tanto, implantar con precisión una sonda de microdiálisis de líquido cefalorraquídeo en la región del hipocampo de ratas Sprague Dawley (SD) con un aparato estereotáxico cerebral tridimensional, cortando pesos moleculares superiores a 20 kDa. El HECF de alta calidad se obtuvo de ratas conscientes utilizando un sistema de control de muestreo de microdiálisis con una frecuencia de muestreo ajustable de 2,87 nL/min - 2,98 ml/min. En conclusión, nuestro protocolo proporciona un método eficiente, rápido y dinámico para obtener HECF en ratas despiertas con la ayuda de la tecnología de microdiálisis, lo que nos brinda posibilidades ilimitadas para explorar más a fondo la patogénesis de las enfermedades relacionadas con el SNC y evaluar la eficacia de los medicamentos.
Introduction
Las enfermedades del sistema nervioso central (SNC) con altas morbilidades, como las enfermedades neurodegenerativas, la lesión cerebral traumática, la lesión cerebral inducida por hipoxia a gran altitud y el accidente cerebrovascular isquémico, son causas cruciales de la creciente mortalidad en todo el mundo 1,2,3. El monitoreo en tiempo real de citoquinas y cambios de proteínas en regiones específicas del cerebro contribuye a la precisión diagnóstica de las enfermedades del SNC y los estudios farmacocinéticos cerebrales después de la medicación. La investigación científica tradicional utiliza homogeneizado de tejido cerebral o una colección manual de líquido cerebral intersticial animal para la detección de sustancias específicas y para estudios farmacocinéticos. Sin embargo, esto tiene algunas deficiencias, como un tamaño de muestra limitado, la incapacidad de observar dinámicamente los cambios de los indicadores y una calidad de muestreo desigual 4,5,6. El líquido cefalorraquídeo, un líquido intersticial, protege el cerebro y la médula espinal del daño mecánico. Su composición es diferente a la del suero debido a la existencia de la barrera hematoencefálica (BHE)7. El análisis directo de muestras de líquido cefalorraquídeo es más propicio para revelar el mecanismo de las lesiones del SNC y el descubrimiento de fármacos. Inevitablemente, las muestras de líquido cefalorraquídeo, obtenidas manualmente directamente de la cisterna magna y los ventrículos cerebrales a través de una jeringa, tienen desventajas de contaminación sanguínea, probabilidad aleatoria de recolección de muestras, incertidumbre cuantitativa y casi ninguna posibilidad de recuperación múltiple 8,9. Más notablemente, los métodos convencionales de muestreo de líquido cerebral intersticial no pueden obtener muestras de regiones cerebrales dañadas, lo que dificulta la exploración de la patogénesis de las enfermedades del SNC en regiones específicas del cerebro y la evaluación de la eficacia de las terapias dirigidas de etnomedicina 9,10.
La microdiálisis cerebral es una técnica para el muestreo de líquido cerebral intersticial en animales despiertos11. El sistema de microdiálisis imita la permeabilidad vascular con la ayuda de una sonda implantada en el cerebro. La sonda de microdiálisis está armada con una membrana semipermeable y se implanta en regiones específicas del cerebro. Después de la perfusión con líquido cefalorraquídeo artificial isotónico (ACSF), el líquido cerebral intersticial dializado puede ser recolectado favorablemente con los beneficios de tamaños de muestra pequeños, muestreo continuo y observación dinámica12,13. En términos de localización, las sondas de microdiálisis cerebral pueden ser implantadas selectivamente en estructuras cerebrales o cisternas craneales de interés14. Una observación de niveles anormales de una sustancia endógena en el líquido extracelular del hipocampo (HECF) sugiere la aparición de enfermedades del SNC o la patogénesis de la enfermedad. Varios estudios han demostrado que los biomarcadores para enfermedades del SNC, como los D-aminoácidos en la esquizofrenia, las proteínas β-amiloide y tau en la enfermedad de Alzheimer, las cadenas ligeras de neurofilamentos en la lesión cerebral traumática y la ubiquitina carboxi-terminal hidrolasa L1s en la encefalopatía por isquemia hipóxica, pueden analizarse en el líquido cefalorraquídeo15,16,17 . Un método de análisis químico basado en la técnica de muestreo de microdiálisis cerebral puede ser utilizado para monitorear cambios dinámicos de compuestos exógenos como los ingredientes activos de la etnomedicina, que se difunden y distribuyen en regiones específicas del cerebro14.
Este artículo presenta el proceso específico de adquisición dinámica de HECF en ratas despiertas y mide su presión osmótica para garantizar la calidad de la muestra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
El protocolo experimental se llevó a cabo de acuerdo con los requisitos del Comité de Uso de Animales de Laboratorio y Cuidado y Uso Institucional de Animales de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu (Número de registro: 2021-11). Para el presente estudio se utilizaron ratas macho Sprague Dawley (SD) (280 ± 20 g, 6-8 semanas de edad).
1. Cirugía de implantación de sonda de microdiálisis cerebral
- Utilizar isoflurano al 3% y 1,5% para la inducción y mantenimiento de la anestesia en ratas, respectivamente, utilizando un sistema de anestesia animal en una mezcla aire-oxígeno a 0,6 L/min. Asegúrese de que las ratas estén profundamente anestesiadas sin un reflejo de dolor y un reflejo corneal. Use ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad mientras está bajo anestesia.
- Retire el pelaje del cráneo de la rata anestesiada con una afeitadora eléctrica en el área de preparación. Luego, fije la rata anestesiada en un localizador cerebral estereotáxico. Desinfecte el sitio quirúrgico antes de la operación aplicando povidona yodada y etanol 3x a la región de la cirugía con una bola de algodón estéril. Aplique bupivacaína tópicamente para la analgesia local. NOTA: Todo el proceso de adquisición de muestras HECF basado en microdiálisis se ilustra en la Figura 1.
- Haga una incisión craneofacial de 1,5 cm por el medio con tijeras quirúrgicas y retire el periostio con tijeras quirúrgicas y fórceps oftálmicos.
- Considere el bregma como la posición basal y perfore el endocráneo para perforar una abertura de 2 mm en la posición anteroposterior (AP) (-2 mm), la posición mediolateral (ML) (-3.5 mm) y la posición dorsoventral (DV) (-3.5 mm) (la región CA1 del hipocampo) usando un taladro craneal.
- Fije el estilete del catéter en la pinza de un localizador cerebral estereotáxico y ajuste la posición de la carcasa de microdiálisis en las posiciones AP (-2 mm), ML (-3,5 mm) y DV (0 mm). Ajuste el valor DV del localizador estéreo cerebral e implante la carcasa de microdiálisis en la región CA1 a una profundidad de 3,5 mm.
NOTA: Mantener la temperatura del animal a 37 °C durante la operación utilizando un mantenedor de temperatura del animal. - Taladrar tres aberturas más con un diámetro de 2 mm de tal manera que las tres aberturas formen un triángulo en el que la abertura de la sonda esté ubicada centralmente. Tornillos de implante en las aberturas a una profundidad de 1 mm.
- Fije el catéter de la sonda con cemento dental y use una sutura quirúrgica 4-0 para cerrar la piel. Consulte la figura 2 para la colocación de la sonda.
- Coloque a la rata en jaulas durante 7 días para recuperarse. Infiltrar localmente bupivacaína (1,5 mg/kg) una vez al día después de la cirugía. Proporcionar alimentos y agua ad libitum. Use gotas oftálmicas de hialuronato de sodio 3 veces al día para prevenir la sequedad después de la operación.
NOTA: Realice todos los procedimientos en una sala quirúrgica estéril. No dejar al animal desatendido hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal en una condición de 37 °C. No devuelva el animal que se ha sometido a cirugía a la compañía de otros animales hasta que esté completamente recuperado.
2. Conexión del sistema de microdiálisis y comprobación de la sonda
- Conecte la bomba de microdiálisis, la microjeringa, el dispositivo de actividad despierta y el colector de muestras criogénicas de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Instale la microjeringa con ACSF en la bomba de microdiálisis y ajuste la bomba de microdiálisis a una velocidad de 1 μL/min para descargar el aire en la tubería.
- Conecte la tubería y la sonda de microdiálisis cerebral (membrana: PAES; longitud de membrana: 4 mm; diámetro exterior de membrana: 0,5 mm; corte: 20 kDa; longitud del eje: 14 mm). Opere la bomba de microdiálisis a una velocidad de 1 μL/min para inyectar ACSF en la sonda hasta que la superficie de la sonda esté ligeramente húmeda. Sumerja la sonda en una solución inyectable de heparina sódica para su uso posterior.
NOTA: Si una gran corriente del ACSF cae de la membrana semipermeable de la sonda, como se ve a simple vista bajo gravedad, reemplace la sonda por una nueva.
3. Recolección de HECF de la rata despierta
- Inserte la sonda de microdiálisis cerebral en el catéter de la sonda y coloque la rata en una cámara (altura: 360 mm; diámetro: 400 mm) con acolchado para asegurarse de que las ratas estén libres para moverse.
- Conecte la tubería, la bomba de microjeringa y la sonda de microdiálisis cerebral. Aproveche a la rata a través del orificio en la parte superior del dispositivo de sujeción para ratas y los giros de acero inoxidable.
- Encienda el controlador giratorio multicanal para evitar entrelazar las tuberías de microdiálisis durante el movimiento libre de la rata. Encienda la bomba de microjeringa y bombee la ACSF a una velocidad de 1 μL/min. Recolectar HECF periódicamente después de un equilibrio de 60 minutos del sistema de recolección de HECF de microdiálisis.
- Asegúrese de que el caudal de las muestras HECF en el colector de fracción refrigerada sea consistente con la infusión de ACSF. Recoger 20 μL de HECF y cambiar automáticamente al siguiente tubo de muestreo. Tenga cuidado de comprobar si la membrana de la sonda está dañada al insertar la sonda.
4. Medición de la presión osmótica para el HECF
- Encienda el osmómetro e inicie sesión en el sistema de detección. Haga clic en el botón Cal en la pantalla táctil y haga clic en el botón Res en la página para borrar la memoria de calibración anterior.
- Instale un tubo de 1,5 ml que contenga 100 μL de agua pura sin burbujas en el cabezal de medición. Tire del cabezal de medición hasta el fondo del recipiente de hidracina fría.
- Ingrese el número de muestra 0 en la pantalla táctil y confirme para probar. Sumerja rápidamente la aguja de diodo en el tubo de muestra y luego extraiga rápidamente para inducir la cristalización de la muestra a una temperatura de -6,2 °C.
- Espere a que aparezca la pantalla: Empuje la medida hacia arriba y haga clic en Cal y Cal 0 a su vez para calibrar. Realice mediciones con una solución de calibración de 300 mOsm y mida la presión osmótica de las muestras HECF como se describió anteriormente.
NOTA: Limpie el cabezal de medición con una toalla de papel suave después de la calibración o medición. Las muestras de HECF sin burbujas deben mezclarse bien.
5. Mantenimiento del sistema y dispositivos de microdiálisis después del muestreo
- Saque la sonda de microdiálisis cerebral del catéter de la sonda después de la terminación del muestreo. Sumerja la sonda en agua desionizada y lave con agua desionizada durante 12 h para eliminar las deposiciones de sal varadas de la tubería y la sonda.
- Retirar la sonda para colocarla en una solución de tripsina al 0,05% a 4 °C. Secar las tuberías en un horno secado al aire a 25 °C y almacenarlas a temperatura ambiente.
NOTA: Las sondas de microdiálisis son caras y este paso puede aumentar la reutilización de las sondas. Las proteínas que se adhieren a la superficie de la sonda pueden ser digeridas por la solución de tripsina para evitar que la membrana de la sonda sea bloqueada por las proteínas, y la tripsina no tuvo ningún efecto sobre el material de la sonda.
6. Tratamiento de los animales después de la toma de muestras
- Después del muestreo, eutanasia sin dolor a las ratas haciéndolas inhalar 1,5% de isoflurano, seguido de una sobredosis de isoflurano al 5% de acuerdo con la ética animal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Siguiendo el protocolo experimental anterior y los parámetros de muestreo establecidos en la Tabla 1, se obtuvo HECF de rata similar al agua, incolora y transparente a la velocidad de muestreo establecida (Figura 1K). La presión osmótica del HECF de rata obtenido fue de 290-310 mOsm/L, lo que puede asegurar indirectamente la calidad de las muestras18,19.
Figura 1: HECF de rata recolectado utilizando el equipo de muestreo de microdiálisis . (A, B) El sistema de anestesia animal y el aparato estereotáxico de pantalla digital se utilizaron para anestesiar e inmovilizar ratas. (C) Tubo de recolección de muestreo para sistema de microdiálisis. (D) La estructura anatómica craneal de la rata mostró claramente el bregma y la sutura lambdoidea. (E) El estilete del catéter y la sonda de microdiálisis cerebral, que exhiben la membrana de diálisis y el eje de acero de la sonda. (F) El caballete fijo in vitro de la sonda de microdiálisis se aplicó para almacenar y limpiar las sondas. (G) Suministro de líquido de cuatro jeringas de la bomba de jeringa. (H, I) El acero inoxidable gira y el controlador giratorio multicanal en el sistema para animales que se mueven libremente. (J) Colector de fracción refrigerada de dos canales. (K) Obtenido HECF de rata por microdiálisis. (L) Tanque de libre movimiento para ratas. (M) Componentes relacionados del sistema de muestreo de microdiálisis-. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Diagrama esquemático de la sonda de microdiálisis cerebral incrustada en la región del hipocampo del cerebro de rata. Tres aberturas forman un triángulo, y el orificio de la sonda está ubicado centralmente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Elementos de parámetros | Valor |
| Tasa de perfusión | 1 μL/min |
| Frecuencia de muestreo | 1 μL/min |
| Temperatura de muestreo | 4 °C |
Tabla 1: Establecer parámetros para el sistema de muestreo de líquido cefalorraquídeo de microdiálisis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La patogénesis de las enfermedades del SNC aún no se comprende completamente, lo que dificulta el desarrollo de nuevas terapias y medicamentos. Estudios han demostrado que la mayoría de las enfermedades del SNC están estrechamente relacionadas con las lesiones del hipocampo20,21,22. La técnica de microdiálisis cerebral propuesta puede dirigirse a regiones específicas del cerebro, especialmente el hipocampo, lo que lo hace destacar del enfoque tradicional de recolección de HECF. Las sondas se colocan en la región CA1 del cerebro de la rata a través de la cirugía de implantación para separar moléculas de tamaño específico por difusión pasiva de una membrana artificial. La implantación de la sonda es un paso crucial en el que cualquier daño a la sonda y cualquier daño local del tejido cerebral, como proteínas, agregados23, que pueden haber sido causados por la implantación de la sonda, conducirá al fracaso del experimento o a un aumento en la inexactitud de la medición. Por lo tanto, es esencial verificar la integridad de la sonda y dar al animal un período de recuperación adecuado después de la cirugía de implantación de la sonda de microdiálisis.
En los últimos años, el uso de la etnomedicina para tratar enfermedades cerebrales ha ido creciendo24,25. El método tradicional de obtención de líquido cefalorraquídeo y líquido intersticial en el cerebro es principalmente un evento único con una alta probabilidad de contaminación sanguínea 8,9. Lo más importante es que es imposible observar los cambios dinámicos de las drogas y sus metabolitos en el cuerpo. Como técnica de muestreo en línea para organismos despiertos, la microdiálisis cerebral tiene las características de ser in vivo, mínimamente invasiva, de tamaño muestral pequeño, en tiempo real y dinámica, lo que compensa los defectos de los métodos tradicionales de muestreo26. Combinado con la tecnología moderna de análisis y detección, el análisis cualitativo y cuantitativo de los factores de la enfermedad y los componentes de los medicamentos se puede realizar con mayor precisión27. En general, es de gran importancia introducir la microdiálisis cerebral para el estudio de las enfermedades cerebrales y revelar el mecanismo de acción de la etnomedicina.
La técnica de muestreo de microdiálisis in vitro del HECF se puede aplicar a la prevención y tratamiento de enfermedades del SNC mediante fármacos. Las lesiones cerebrales secundarias que implican cambios en las composiciones del HECF son la principal causa de aumento de la mortalidad por lesión cerebral hipóxica isquémica y lesión cerebral traumática. En respuesta, el análisis de HECF basado en tecnología de microdiálisis cerebral puede diagnosticar dinámicamente biomarcadores tempranos de estas enfermedades del SNC para reducir la morbilidad y la mortalidad, así como mejorar el pronóstico28,29. Después del tratamiento, la concentración del fármaco en el tejido cerebral se determina rutinariamente midiendo el tejido cerebral completo homogeneizado durante los estudios preclínicos, pero no se puede realizar la observación directa de la concentración en las regiones específicas del cerebro. Para superar esto, las concentraciones de fármacos y los marcadores patológicos en regiones específicas del cerebro pueden analizarse cuantitativamente en combinación con técnicas de muestreo de microdiálisis cerebral30. Particularmente para hierbas étnicas de múltiples componentes, el análisis químico basado en el muestreo de microdiálisis cerebral podría enfocar y descubrir el misterio de la composición-región cerebral-mecanismos en el tratamiento de enfermedades del SNC31,32. Además, los cambios en el color, la transparencia y la presión osmótica del HECF de rata pueden ocurrir en diferentes estados de enfermedad, como hemorragia cerebral, tumores cerebrales y meningitis. Usando HPLC o espectrometría de masas, los investigadores pueden determinar los cambios en la composición de HECF en diferentes encefalopatías.
En general, la tecnología de muestreo de microdiálisis cerebral puede facilitar la investigación del mecanismo patológico de las enfermedades del SNC y el desarrollo de nuevos fármacos. Sin embargo, otras limitaciones que deben superarse para una aplicación efectiva del sistema incluyen el daño al tejido circundante después de la inserción de la sonda de microdiálisis en la región objetivo del cerebro, la posibilidad de destrucción de la barrera hematoencefálica y la transferencia de masa limitada a través de la membrana14,33,34. En conclusión, la tecnología de microdiálisis cerebral tiene amplias perspectivas de aplicación en la exploración de la patogénesis del SNC y el desarrollo de nuevos fármacos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82104533), el Departamento de Ciencia y Tecnología de la Provincia de Sichuan (2021YJ0175) y la Fundación de Ciencias Postdoctorales de China (2020M683273). Los autores desean agradecer al Sr. Yuncheng Hong, ingeniero senior de equipos de Tri-Angels D&H Trading Pte. Ltd. (Singapur) por la prestación de servicios técnicos para la técnica de microdiálisis.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Air-drying oven | Suzhou Great Electronic Equipment Co., Ltd | GHG-9240A | |
| Animal anesthesia system | Rayward Life Technology Co., Ltd | R500IE | |
| Animal temperature maintainer | Rayward Life Technology Co., Ltd | 69020 | |
| Artificial cerebrospinal fluid | Beijing leagene biotech. Co., Ltd | CZ0522 | |
| Brain microdialysis probe | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Catheter | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Covance infusion harness | Instech Laboratories, Inc. | CIH95 | |
| Denture base resins | Shanghai Eryi Zhang Jiang Biomaterials Co., Ltd | 190732 | |
| Electric cranial drill | Rayward Life Technology Co., Ltd | 78001 | |
| Electric shaver | Rayward Life Technology Co., Ltd | CP-5200 | |
| Free movement tank for animals | CMA Microdialysis AB | CMA120 | |
| Heparin sodium injection | Chengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd | H51021208 | |
| Iodophor | Sichuan Lekang Pharmaceutical Accessories Co., Ltd | 202201 | |
| Isofluran | Rayward Life Technology Co., Ltd | R510-22 | |
| Microdialysis catheter stylet | CMA Microdialysis AB | 8011205 | |
| Microdialysis collection tube | CMA Microdialysis AB | 7431100 | |
| Microdialysis collector | CMA Microdialysis AB | CMA4004 | |
| Microdialysis fep tubing | CMA Microdialysis AB | 3409501 | |
| Microdialysis in vitro stand | CMA Microdialysis AB | CMA130 | |
| Microdialysis microinjection pump | CMA Microdialysis AB | 788130 | |
| Microdialysis syringe (1.0 mL) | CMA Microdialysis AB | 8309020 | |
| Microdialysis tubing adapter | CMA Microdialysis AB | 3409500 | |
| Non-absorbable surgical sutures | Shanghai Tianqing Biological Materials Co., Ltd | S19004 | |
| Ophthalmic forceps | Rayward Life Technology Co., Ltd | F12016-15 | |
| Osmometer | Löser | OM 807 | |
| Sodium hyaluronate eye drops | URSAPHARM Arzneimittel GmbH | H20150150 | |
| Stereotaxie apparatus | Rayward Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| Surgical scissors | Rayward Life Technology Co., Ltd | S14014-15 | |
| Surgical scissors | Shanghai Bingyu Fluid technology Co., Ltd | BY-103 | |
| Syringe needle | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Trypsin solution | Boster Biological Technology, Ltd. |
PYG0107 | |
| Ultrasonic cleaner | Guangdong Goote Ultrasonic Co., Ltd | KMH1-240W8101 |
References
- Erkkinen, M. G., Kim, M. O., Geschwind, M. D. Clinical neurology and epidemiology of the major neurodegenerative diseases. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 033118 (2018).
- Salehi, A., Zhang, J. H., Obenaus, A. Response of the cerebral vasculature following traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (7), 2320-2339 (2017).
- Kurtzman, R. A. em3, Caruso, J. L.
- Matsumoto, T., et al. Pharmacokinetic study of Ninjin'yoeito: Absorption and brain distribution of Ninjin'yoeito ingredients in mice. Journal of Ethnopharmacology. 279, 114332 (2021).
- Mahat, M. Y., et al. An improved method of transcutaneous cisterna magna puncture for cerebrospinal fluid sampling in rats. Journal of Neuroscience Methods. 211 (2), 272-279 (2012).
- Ceaglio, N., et al. High performance collection of cerebrospinal fluid in rats: evaluation of erythropoietin penetration after osmotic opening of the blood-brain barrier. Journal of Neuroscience Methods. 219 (1), 70-75 (2013).
- Bothwell, S. W., Janigro, D., Patabendige, A. Cerebrospinal fluid dynamics and intracranial pressure elevation in neurological diseases. Fluids and Barriers of the CNS. 16 (1), 9 (2019).
- Barthel, L., et al. A step-by-step guide for microsurgical collection of uncontaminated cerebrospinal fluid from rat cisterna magna. Journal of Neuroscience Methods. 352, 109085 (2021).
- Zhao, Y., Yang, Y., Wang, D. X., Wang, J., Gao, W. Y. Cerebrospinal fluid amino acid metabolite signatures of diabetic cognitive dysfunction based on targeted mass spectrometry. Journal of Alzheimer's Disease. 86 (4), 1655-1665 (2022).
- Lim, N. K., et al. An improved method for collection of cerebrospinal fluid from anesthetized mice. Journal of Visualized Experiments. (133), e56774 (2018).
- Hendrickx, S., et al. A sensitive capillary LC-UV method for the simultaneous analysis of olanzapine, chlorpromazine and their FMO-mediated N-oxidation products in brain microdialysates. Talanta. 162, 268-277 (2017).
- Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S.
- Hammarlund-Udenaes, M. Microdialysis as an important technique in systems pharmacology-a historical and methodological review. The AAPS Journal. 19 (5), 1294-1303 (2017).
- Anderzhanova, E., Wotjak, C. T. Brain microdialysis and its applications in experimental neurochemistry. Cell and Tissue Research. 354 (1), 27-39 (2013).
- Mohammadi, A., Rashidi, E., Amooeian, V. G. Brain, blood, cerebrospinal fluid, and serum biomarkers in schizophrenia. Psychiatry Research. 265, 25-38 (2018).
- Lashley, T., et al. Molecular biomarkers of Alzheimer's disease: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 11 (5), 031781 (2018).
- Kawata, K., Tierney, R., Langford, D. Blood and cerebrospinal fluid biomarkers. Handbook of Clinical Neurology. 158, 217-233 (2018).
- Zhao, Q. P., et al. Protective effects of dehydrocostuslactone on rat hippocampal slice injury induced by oxygen-glucose deprivation/reoxygenation. International Journal of Molecular Medicine. 42 (2), 1190-1198 (2018).
- Wang, X. B. Protective effects of dehydrocostuslactone on oxygen-glucose deprivation injury in rat hippocampal slices. , Ningxia Medical University. Master's thesis (2017).
- Coimbra-Costa, D., Alva, N., Duran, M., Carbonell, T., Rama, R. Oxidative stress and apoptosis after acute respiratory hypoxia and reoxygenation in rat brain. Redox Biology. 12, 216-225 (2017).
- Liu, H. Y., Chou, K. H., Chen, W. T.
- Toda, T., Parylak, S. L., Linker, S. B., Gage, F. H. The role of adult hippocampal neurogenesis in brain health and disease. Molecular Psychiatry. 24 (1), 67-87 (2019).
- Wang, P., Lo Cascio, F., Gao, J., Kayed, R., Huang, X. F., F, X. Binding and neurotoxicity mitigation of toxic tau oligomers by synthetic heparin like oligosaccharides. Chemical Communications. 54 (72), 10120-10123 (2018).
- Han, J. Y., Li, Q., Ma, Z. Z., Fan, J. Y. Effects and mechanisms of compound Chinese medicine and major ingredients on microcirculatory dysfunction and organ injury induced by ischemia/reperfusion. Pharmacology & Therapeutics. 177, 146-173 (2017).
- Peng, T. M., et al. Anti-inflammatory effects of traditional Chinese medicines on preclinical in vivo models of brain ischemia-reperfusion-injury: Prospects for neuroprotective drug discovery and therapy. Frontiers in Pharmacology. 10, 204 (2019).
- König, M., Thinnes, A., Klein, J. Microdialysis and its use in behavioural studies: Focus on acetylcholine. Journal of Neuroscience Methods. 300, 206-215 (2018).
- Liu, M. Z., Wang, P., Yu, X. M., Dong, G. C., Yue, J. Intracerebral microdialysis coupled to LC-MS/MS for the determination tramadol and its major pharmacologically active metabolite O-desmethyltramadol in rat brain microdialysates. Drug Testing and Analysis. 9 (8), 1243-1250 (2017).
- de Lima Oliveira, M., et al. Cerebral microdialysis in traumatic brain injury and subarachnoid hemorrhage: state of the art. Neurocritical Care. 21 (1), 152-162 (2014).
- Amiridze, N., Dang, Y., Brown, O. R. Hydroxyl radicals detected via brain microdialysis in rats breathing air and during hyperbaric oxygen convulsions. Redox Report. 4 (4), 165-170 (1999).
- Chang, H. Y., Morrow, K., Bonacquisti, E., Zhang, W., Shah, D. K. Antibody pharmacokinetics in rat brain determined using microdialysis. MABS. 10 (6), 843-853 (2018).
- Wan, H. Y., et al. Pharmacokinetics of seven major active components of Mahuang decoction in rat blood and brain by LC-MS/MS coupled to microdialysis sampling. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 393 (8), 1559-1571 (2020).
- Zheng, H. Z., et al. Pharmacokinetic analysis of Huangqi Guizhi Wuwu decoction on blood and brain tissue in rats with normal and cerebral ischemia-reperfusion Injury by microdialysis with HPLC-MS/MS. Drug Design Development and Therapy. 14, 2877-2888 (2020).
- Bongaerts, J., et al. Sensitive targeted methods for brain metabolomic studies in microdialysis samples. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 161, 192-205 (2018).
- Zhang, Y. Q., Jiang, N., Yetisen, A. K.
