Summary
For tiden er fluoresceinangiografi (FA) den foretrukne metoden for å identifisere lekkasjemønstre i dyremodeller av koroidal neovaskularisering (CNV). FA gir imidlertid ikke informasjon om vaskulær morfologi. Denne protokollen skisserer bruken av indocyanin grønn angiografi (ICGA) for å karakterisere forskjellige lesjonstyper av laserindusert CNV i musemodeller.
Abstract
Aldersrelatert makuladegenerasjon (AMD) er en ledende årsak til blindhet blant eldre individer, og forekomsten øker raskt på grunn av den aldrende befolkningen. Choroidal neovaskularisering (CNV) eller våt AMD, som står for 10% -20% av alle AMD-tilfeller, er ansvarlig for en alarmerende 80% -90% av AMD-relatert blindhet. Nåværende anti-VEGF-behandlinger viser suboptimal respons hos ca. 50 % av pasientene. Resistens mot anti-VEGF-behandling hos CNV-pasienter er ofte assosiert med arteriolær CNV, mens respondere har en tendens til å ha kapillær CNV. Mens fluoresceinangiografi (FA) ofte brukes til å vurdere lekkasjemønstre hos våte AMD-pasienter og dyremodeller, gir den ikke informasjon om CNV-vaskulær morfologi (arteriolar CNV vs. kapillær CNV). Denne protokollen introduserer bruk av indocyanin grønn angiografi (ICGA) for å karakterisere lesjonstyper i laserinduserte CNV-musemodeller. Denne metoden er avgjørende for å undersøke mekanismer og behandlingsstrategier for anti-VEGF-resistens i våt AMD. Det anbefales å innlemme ICGA sammen med FA for omfattende vurdering av både lekkasje og vaskulære trekk ved CNV i mekanistiske og terapeutiske studier.
Introduction
Aldersrelatert makuladegenerasjon (AMD) er en utbredt tilstand som fører til alvorlig synstap hos eldre individer1. Bare i USA forventes antall AMD-pasienter å doble, og nå nesten 22 millioner innen 2050, sammenlignet med dagens 11 millioner. Globalt forventes det estimerte antallet AMD-tilfeller å nå svimlende 288 millioner innen 20402.
Choroidal neovaskularisering (CNV), også kjent som "våt" eller neovaskulær AMD, kan ha ødeleggende effekter på synet på grunn av dannelsen av unormale blodkar under den sentrale netthinnen. Dette fører til blødning, retinal ekssudasjon og betydelig synstap. Innføringen av anti-vaskulær endotelial vekstfaktor (VEGF) terapier, som retter seg mot ekstracellulær VEGF, har revolusjonert CNV-behandling. Til tross for disse fremskrittene viser imidlertid opptil 50% av pasientene suboptimal respons på disse terapiene, med pågående sykdomsaktivitet som væskeakkumulering og uløste eller nye blødninger 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14.
Kliniske studier har indikert at anti-VEGF-resistens hos CNV-pasienter ofte tilsvarer tilstedeværelsen av arteriolar CNV, karakterisert ved storkaliberforgrenede arterioler, vaskulære sløyfer og anastomotiske forbindelser9. Gjentatt anti-VEGF-behandling kan bidra til karabnormalisering, utvikling av arteriolar CNV, og til slutt motstand mot anti-VEGF-terapier14,15. Ved arteriolar CNV skyldes vedvarende væskelekkasje sannsynligvis økt ekssudasjon forårsaket av utilstrekkelig dannede tette overganger ved arteriovenøse anastomotiske sløyfer, spesielt under forhold med høy blodgjennomstrømning9. Omvendt har personer som reagerer godt på anti-VEGF-behandling en tendens til å utvise kapillær CNV.
I våre studier ved hjelp av dyremodeller har vi vist at laserindusert CNV hos eldre mus utvikler arteriolar CNV og viser motstand mot anti-VEGF-behandling16,17. Omvendt fører laserindusert CNV hos yngre mus til utvikling av kapillær CNV og høy respons på anti-VEGF-behandling. Det er derfor avgjørende å skille mellom CNV-vaskulære typer for både mekanistiske og terapeutiske undersøkelser.
I kliniske omgivelser klassifiseres CNV vanligvis basert på lekkasjemønstre for fluoresceinangiografi (FA) (f.eks. Type 1, Type 2), som bruker fluoresceinfargestoff for å spore ekssudasjon og identifisere områder med patologisk lekkasje. I AMD-forskning studeres CNV hovedsakelig ved bruk av FA i dyremodeller. Imidlertid unnlater FA å avsløre den vaskulære morfologien til CNV. Videre fanger FA bare bilder i det synlige lysspekteret og kan ikke visualisere koroidal vaskulatur under retinalpigmentepitelet (RPE). I motsetning til dette letter indocyaningrønn (ICG), som viser sterk affinitet for plasmaproteiner, dominerende intravaskulær retensjon og muliggjør visualisering av vaskulær struktur og blodstrøm9. Ved å utnytte den nær-infrarøde fluorescensegenskapen til ICG, blir det mulig å avbilde retinal og choroidalt pigment ved hjelp av ICG-angiografi (ICGA). I denne sammenheng presenteres en protokoll som kombinerer FA og ICGA for å undersøke lekkasje og vaskulær morfologi av laserindusert koroidal neovaskularisering (CNV) hos unge og gamle mus, hvor kapillær og arteriolar CNV observeres.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyreforsøkene som ble utført i denne studien fikk godkjenning fra Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) ved Baylor College of Medicine. Alle prosedyrer ble utført i samsvar med retningslinjene som er skissert i Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. Unge (7-9 uker) og gamle (12-16 måneder) C57BL/6J hann- og hunnmus ble brukt i denne studien. Dyrene ble hentet fra en kommersiell kilde (se Materialfortegnelse).
1. Klargjøring av bildesystemet
- Plasser en varmepute på bildeplattformen (se Materialfortegnelse) for å sikre at musens kroppstemperatur opprettholdes under avbildning. Aktiver varmeputen og juster temperaturen til 35 °C.
- Fjern støvdekselet og slå på laserskanningens oftalmoskop. Plasser et 55° objektiv på maskinen.
- Sett opp bildebehandlingsprogramvaren (se materialfortegnelse) og skriv inn viktig informasjon, inkludert genotype, kjønn, alder osv. Når avbildningsøkten starter, velger du IR (infrarød kanal) for å ta ICGA-bilder.
2. Tilberedning av dyr før ICGA og FA
- Vei musen for å bestemme mengden anestesi (Ketamin / Xylazin 70-100 / 2,5-10 mg / kg, se materialtabellen) som trengs.
MERK: Optimalisering av doseringen er avgjørende da den metabolske profilen varierer mellom forskjellige musestammer. Det er viktig å bestemme riktig dosering for å unngå at musen våkner før du fullfører avbildningen eller risikoen for overdose og potensiell dyredødelighet. - Bruk en 1 ml steril sprøyte med en 30-32 G kanyle for å gi anestesi ved intraperitoneal injeksjon. Klem forsiktig en av musens poter for å sjekke om musen er tilstrekkelig bedøvet. Hvis dyret utviser noen respons eller bevegelse, anbefales det å vente i ekstra tid før du går videre til neste trinn. Dette gjør at dyret kan bosette seg og sikrer optimale forhold for de påfølgende prosedyrene.
- Administrer 1% tropicamide oftalmiske oppløsningsdråper for å utvide begge øynene til musen. Vent minst 30 s før du bruker 0,5 % proparakainhydrokloriddråper (se materialfortegnelse) på begge øynene for å redusere øyebevegelser og blunking. Følg opp med glidemiddel øye gel dråper.
MERK: Gjennom hele anestesiens varighet er det viktig å ta opp spørsmålet om ekstrem tørrhet i musens øyne, noe som kan føre til hornhinneopasitet. Denne opasiteten gjør etterfølgende bildebehandling utfordrende på grunn av hindret synlighet. For å forhindre dette er det viktig å bruke smøremiddel-øyegeldråper kontinuerlig for å holde musens øyne fuktige. - Plasser musen på en varmtvannspute.
MERK: Mus har et høyt overflateareal / volumforhold, noe som resulterer i økt varmetap til miljøet. Når det kombineres med temperaturfallet indusert av anestesi, kan dette utgjøre en betydelig risiko for musen, som potensielt kan føre til død på grunn av hypotermi. Det er avgjørende å ta nødvendige forholdsregler for å forhindre hypotermi og sikre musens velvære under prosedyren. - Tilbered en 1:1 volumblanding av 2 mg/ml ICG og 20 mg/ml fluoresceinfargestoff (se materialfortegnelse). Administrer 250 mikrol av blandingen ved intraperitoneal injeksjon ved bruk av en 1 ml sprøyte og en 32 G kanyle.
- Sett nålen i nedre venstre kvadrant av musens mage nær bakbenene i en vinkel parallelt med musens hud for å unngå perforering av noen organer.
- Trekk stempelet forsiktig ut og kontroller at det ikke har blod inn i sprøytehetten. Fortsett å injisere fargestoffet sakte og jevnt, og hold et jevnt tempo.
MERK: ICG-fargestoffet må filtreres med et 0,22 μm sprøytefilter før bruk.
3. ICGA og FA
- Plasser musen på varmeputen på bildeplattformen for å starte avbildningen.
- Plasser musens kropp i en 45-graders vinkel mot kameraet og roter hodet litt nedover. Dette gjør at optisk nerve kan være i sentrum av kameraets fokus.
- Bruk en bomullspinne, tørk øyet forsiktig for å fjerne laget av smøremiddel øyedråper eller geler på øyet som blir avbildet først. Sørg for å påføre smøremiddelgeldråpene umiddelbart etter at du har fullført bildeprosedyren.
MERK: Det anbefales ikke å forlate øyet uten smøring i mer enn 1 min under anestesi. - Beveg kameraet mot musens øye. Velg FA-kanalen fra anskaffelsesmodulen. Luminescensen som sendes ut fra FA-kanalen, kan brukes til å plassere i midten av musehornhinnen for raskere plassering.
- Plasser musens hode på en slik måte at optisk nerve er sentrert på skjermen, og unngå behovet for å vippe laserskanningens oftalmoskop i en vinkel. Gjør mindre justeringer i musens hodeposisjon for å oppnå ønsket justering.
- På anskaffelsesmodulen velger du ICGA-kanalen. Kontroller at laserintensiteten er satt til 100 %, og velg alternativet 55° for å matche riktig objektiv. Dette sikrer optimale innstillinger for laserskanning oftalmoskop.
MERK: For å forhindre overmetning, kan det være nødvendig å bruke en lavere laserintensitet, vanligvis rundt 25% -50%, ved avbildning av tidlig stadium. Justering av laserintensiteten i dette området kan bidra til å ta klare og nøyaktige bilder uten å forårsake overmetning. - Når øyet opptar hele skjermen på bildebehandlingsprogramvaren, må du justere følsomhets- og fokusinnstillingene for å få det klareste bildet av CNV-membranen.
- Drei den runde svarte knappen på oppkjøpsmodulen for å justere følsomheten til bildet.
- Drei knappen på oftalmoskopet for å justere fokus. Det optimale fokuset for visualisering av retinal vaskulatur ved hjelp av FA er vanligvis innenfor området 35-45 D (dioptre). På den annen side er det ideelle fokuset for å visualisere årehinnen ved hjelp av ICGA vanligvis mellom 10-15 D.
MERK: På grunn av de forskjellige størrelsene på CNV-membranen, kan det være nødvendig å justere fokuset i 10-30 D for å oppnå optimal avbildning av vaskulær morfologi.
- Når fokus og følsomhet er justert for å oppnå best mulig bilde, trykker du på den runde svarte knappen på oppkjøpsmodulen for å normalisere bildet. Når normaliseringen er fullført (alle rammer fanget), klikker du på oppkjøpsknappen på berøringsskjermpanelet for å lagre bildet. Det kan være nødvendig å flytte kameraet rundt for å avbilde CNV fra forskjellige vinkler. Musen kan også være orientert i forskjellige posisjoner for å gi det beste bildet av CNV-lesjonen.
MERK: Man må kanskje justere fokus eller posisjonering av laser skanning oftalmoskop når du ser vaskulatur lenger fra synsnerven. - Bytt tilbake til FA-kanalen ved hjelp av anskaffelsesmodulen. Fullfør de samme trinnene som er oppført i trinn 3.6-3.7 for å justere følsomheten og fokuset til hvert bilde for å fange lekkasjen av CNV-lesjonen.
MERK: Sørg for at riktig følsomhet er valgt for å unngå overmetning av CNV-lekkasje og kunstig øke lekkasjeområdet. - Se for deg den "tidlige fasen" av ICGA og FA 3-4 minutter etter injeksjon.
MERK: Den "tidlige fasen" er tiden da den koroidale vaskulaturen kan ses tydelig og tydelig. I mellomfasen, som vanligvis forekommer mellom 4-8 minutter, er retinal- og koroidalkarene mye mer bleknet og diffust. Når senfasen (>8-10 min) setter inn, blir både koroidal- og netthinnekarene umerkelige. Hyperfluorescerende CNV-lesjoner viser imidlertid maksimal kontrast mot den reduserte bakgrunnen. Disse nevnte tidspunktene er variable og avhenger av konsentrasjonen og mengden ICG-fargestoff som injiseres. En større mengde ICG-fargestoff har en tendens til å øke tidslinjen for hver fase og gi mer distinkte fartøy. En fase bør defineres basert på nøkkelfunksjonene som er oppført ovenfor, i stedet for en absolutt tid. - Når alle bildene er anskaffet, påfør et gelsmøremiddel eller salve på musens øye og overvåk musen nøye på varmeputen for gjenoppretting. Det tar vanligvis 1,5 time for musen å komme seg helt.
- Plasser musene tilbake i burene og det angitte holdeområdet når de har kommet seg helt fra anestesien og er våken.
- Før du slår av bildesystemet og laseren, eksporterer du bildene som enten TIFF- eller JPEG-filer for senere analyse.
4. RPE / choroid flatmontering og farging
- Fest øynene i 4% paraformaldehyd over natten. Vask øynene med PBS tre ganger. Fjern linsen og hornhinnen.
- Inkuber øynene i blokkerende oppløsning (10% bovint serumalbumin, 0,6% Triton X-100 i PBS) i 1 time ved romtemperatur. Gjenta PBS vask tre ganger.
- Inkuber øynene med isolektin GS-IB4 Alexa-mel 568 konjugat og anti-α-glatt muskelaktinantistoff (se materialfortegnelse) over natten i blokkeringsløsningen.
- Vask tre ganger med PBS. Inkuber prøvene med et Alexa Fluor 488 geit anti-kanin sekundært antistoff (se materialfortegnelse) i 2 timer ved romtemperatur.
- Utfør 4 radiale kutt fra kanten til ekvator. Fjern netthinnen forsiktig17.
MERK: Det må utvises forsiktighet for å sikre at den neovaskulære membranen ikke løsnes ved et uhell. - Monter den flatmonterte choroid på et lysbilde. Visualiser CNV ved hjelp av konfokalmikroskopi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Etter protokollen ble ICGA og FA utført på laserindusert CNV hos unge (7-9 uker) og gamle (12-16 måneder) C57BL/6J-mus. FA gir informasjon om lokalisasjon og lekkasje av CNV-lesjonene (figur 1, venstre panel), mens ICGA påviser CNV-lesjonenes vaskulære morfologi (figur 1, høyre panel). Hos unge mus dominerer kapillær CNV CNV-lesjonene. I motsetning til dette viser gamle mus arteriolar CNV preget av store kaliberkar, vaskulære sløyfer og anastomotiske forbindelser. Både unge og gamle mus viser tydelig synlighet av netthinnevaskulaturen i FA (figur 1, venstre panel). I ICGA-bildene av unge mus er retinalvaskulaturen ikke synlig, og de koroidale karene virker falmet, noe som indikerer mellomfasen av ICGA med fokus på koroidal vaskulatur. I ICGA-bildene av gamle mus kan delvis retinal vaskulatur observeres mens de choroidale karene virker falmet, noe som tyder på mellomfasen med fokus mellom retina og choroid på grunn av den større størrelsen på arteriolar CNV hos gamle mus. Arteriolar CNV hos gamle mus viser større CNV-størrelse (figur 2) og betydelig mer lekkasje sammenlignet med kapillær CNV hos unge mus. Immunfarging med et antiglatt muskelaktinantistoff merker CNV-vaskulaturen i gamle mus i stor grad, og bekrefter arteriolærmorfologien (figur 3). I motsetning til dette observeres minimal farging med α-glatt muskelaktin i lesjonsstedets vaskulatur hos unge mus, forenlig med kapillær morfologi.
Figur 1: Sammenligning av FA- og ICGA-bilder som viser laserindusert CNV hos unge og gamle mus. FA-bildene viser lekkasje av CNV-lesjoner, mens ICGA gir visualisering av vaskulær morfologi. Skala barer: 200 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Kvantifisering av CNV-lesjonsstørrelse hos unge og gamle mus basert på ICGA-bilder. CNV-områder ble målt, med totalt 26 og 14 laserflekker analysert i henholdsvis unge og gamle mus. Feilfelt representerer gjennomsnittlig ± SD. Statistisk analyse ble utført med uparet t-test. P < 0,0001. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Representative bilder av CNV-lesjoner hos unge og gamle mus, co-merket med Alexa 568 isolektin og anti-α-glatt muskelaktinantistoff på RPE / choroid flat-mounts. Den røde fargen representerer Alexa 568 isolektin, mens den grønne fargen representerer α-glatt muskelaktin (SMA). Skala barer: 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne studien demonstrerte bruk av indocyanin grønn angiografi (ICGA) for å identifisere vaskulær morfologi av arteriolar og kapillær choroidal neovaskularisering (CNV) i musemodeller med laserindusert CNV. De hemoglobinbundne og infrarøde lysegenskapene til indocyaningrønt (ICG) fargestoff muliggjorde påvisning av CNV-morfologi, noe som er utfordrende å oppnå ved bruk av fluoresceinangiografi (FA), den nåværende metoden som brukes av forskningsmiljøet.
Det første kritiske trinnet i protokollen er å sikre at fargestoffet injiseres i det intraperitoneale hulrommet uten å trenge inn i organer. Riktig injeksjonsplassering i nedre venstre kvadrant, med en liten vinkel mellom huden og skråkanten, samtidig som man unngår innsetting av hele nålen, muliggjør forbedret opptak av indocyaninfargestoff. Injisering av fargestoffet i et organ kan føre til langsommere opptak og potensielle komplikasjoner som lacerasjon av bukorganer, indre blødninger eller infeksjon. Et annet viktig aspekt ved prosedyren er å sentrere optisk nerve før du kjøper bilder for å se hele diameteren av øyet. Dette krever overlapping av luminescensen som sendes ut av FA-kanalen og museøyet mens du tar hensyn til bildet på dataskjermen. For å fikse lengdevinkelen, er det best å vippe musehodet direkte på plass i stedet for å justere maskinen opp eller ned, slik at hele synsfeltet fanges opp.
Tidligere forskning har vist at bruk av ketamin / xylazinbedøvelse kan forårsake hornhinneopasitet18,19. Dette kan minimeres ved å redusere mengden xylazin20. I tillegg er det viktig å opprettholde konsistent hornhinnefuktighet for å unngå kataraktdannelse. Dette kan oppnås ved bruk av smørende øyedråper eller gel. Disse faktorene blir spesielt viktige med økt bildefrekvens og aldring av dyremodellen, da vedvarende hornhinneskade påvirker klarheten til ICGA-bilder. For lengre avbildningsperioder kan prosedyren modifiseres ved å benytte en polymetylmetakrylatkontaktlinse over en gelbasert bufferløsning for å forhindre kataraktdannelse21.
Injeksjonsmetoden er en annen viktig komponent. Mens denne studien fokuserer på intraperitoneal (IP) injeksjon, kan prosedyren utføres med små modifikasjoner ved bruk av intravenøs (IV) injeksjon, spesielt hale-vene injeksjon. Intraperitoneal injeksjon ble valgt på grunn av sin enkle gjennomføring, spesielt med pigmenterte mus, og dens pålitelighet under prosedyren. Dette er en viktig faktor da kvantitative eksperimenter på CNV krever effektiv behandling av et stort antall mus. Uavhengig av injeksjonsmetoden kan de angiografiske egenskapene til CNV fortsatt kjøpes på grunn av sin store størrelse og plassering mellom choroid og retina når man karakteriserer forskjellige typer koroidale lesjoner i en dyremodell. Dette er imidlertid forskjellig for polypoidal choroidal vaskulopati (PCV), en annen subtype av våt AMD, som primært ligger inne i årehinnen og krever IV-ICGA tidsforløpsavbildning for nøyaktig diagnose22.
En begrensning ved kombinert FA/ICGA er den økte variabiliteten når man fanger opp ulike faser av CNV-ekssudasjon. De optimale tidspunktene for tidlige og sene stadier stemmer ikke alltid overens for ideelle ICGA- og FA-bilder, noe som krever ekstra tid til å justere fokuset mellom de to modusene for hvert øye. Dette aspektet forstørres av IP-injeksjonsprosedyren, som introduserer mer variasjon i tidspunktet for de tre fasene og nødvendiggjør lengre avbildningstid sammenlignet med hale-veneinjeksjon22. Imidlertid har disse faktorene minimal innvirkning på å oppdage CNV vaskulær morfologi, og fordelene med kombinert FA / ICGA oppveier disse begrensningene.
Nylige studier indikerer at forskjellige typer CNV-lesjoner, som kapillær eller arteriolar CNV, reagerer forskjellig på dagens anti-VEGF-terapier 9,16,17. Derfor er det avgjørende å bestemme vaskulær morfologi av CNV-lesjoner. Den nåværende valgte metoden, FA, gir imidlertid ikke denne viktige informasjonen. Det anbefales å bruke ICGA i forskningsmiljøet for avbildning av neovaskulære AMD-modeller. Denne studien viste at ICGA og FA enkelt kan utføres sammen for å vurdere både lekkasje og vaskulære trekk ved CNV for mekanistiske og terapeutiske studier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av tilskudd fra BrightFocus Foundation, Retina Research Foundation, Mullen Foundation og Sarah Campbell Blaffer Endowment in Ophthalmology til YF, NIH kjernestipend 2P30EY002520 til Baylor College of Medicine, og et ubegrenset tilskudd til Institutt for oftalmologi ved Baylor College of Medicine fra forskning for å forhindre blindhet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 32-G Insulin Syringe | MHC Medical Products | NDC 08496-3015-01 | |
| Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit secondary antibody | Invitrogen | A11008 | |
| Anti-α smooth muscle Actin antibody | Abcam | ab5694 | |
| Bovine Serum Albumin | Santa Cruz Biotechnology, Inc. | sc-2323 | |
| C57BL/6J mice (7-9 weeks) | The Jackson Laboratory | Strain #:000664 | |
| Fluorescein Sodium Salt | Sigma-Aldrich | MFCD00167039 | |
| Gaymar T Pump Heat Therapy System | Gaymar | TP-500 | Water circulation heat pump for mouse recovery after imaging |
| GenTeal Gel | Genteal | NDC 58768-791-15 | Clear lubricant eye gel |
| GS-IB4 Alexa-Flour 568 conjugate | Invitrogen | I21412 | |
| Heidelberg Eye Explorerer | Heidelberg Engineering, Germany | HEYEX2 | |
| Indocyanine Green | Pfaultz & Bauer | I01250 | |
| Ketamine | Vedco Inc. | NDC 50989-996-06 | |
| Paraformaldehyde | Acros Organics | 416785000 | |
| Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution (0.5%) | Sandoz | NDC 61314-016-01 | |
| Spectralis Multi-Modality Imaging System | Heidelberg Engineering, Germany | SPECTRALIS HRA+OCT | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X100-1L | |
| Tropicamide ophthalmic solution (1%) | Bausch & Lomb | NDC 24208-585-64 | For dilation of pupils |
| Xylazine | Lloyd Laboratories | NADA 139-236 |
References
- Fleckenstein, M., et al.
- Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 2 (2), e106-e116 (2014).
- Maguire, M. G., et al. Five-Year outcomes with anti-vascular endothelial growth factor treatment of neovascular age-related macular degeneration: the comparison of age-related macular degeneration treatments trials. Ophthalmology. 123 (8), 1751-1761 (2016).
- Yang, S., Zhao, J., Sun, X. Resistance to anti-VEGF therapy in neovascular age-related macular degeneration: a comprehensive review. Drug Design, Development and Therapy. 10, 1857-1867 (2016).
- Ehlken, C., Jungmann, S., Böhringer, D., Agostini, H. T., Junker, B., Pielen, A. Switch of anti-VEGF agents is an option for nonresponders in the treatment of AMD. Eye. 28 (5), London, England. 538-545 (2014).
- Heier, J. S., et al. Intravitreal aflibercept (VEGF trap-eye) in wet age-related macular degeneration. Ophthalmology. 119 (12), 2537-2548 (2012).
- Rofagha, S., Bhisitkul, R. B., Boyer, D. S., Sadda, S. R., Zhang, K. SEVEN-UP Study Group Seven-year outcomes in ranibizumab-treated patients in ANCHOR, MARINA, and HORIZON: a multicenter cohort study (SEVEN-UP). Ophthalmology. 120 (11), 2292-2299 (2013).
- Krebs, I., Glittenberg, C., Ansari-Shahrezaei, S., Hagen, S., Steiner, I., Binder, S. Non-responders to treatment with antagonists of vascular endothelial growth factor in age-related macular degeneration. British Journal of Ophthalmology. 97 (11), 1443-1446 (2013).
- Mettu, P. S., Allingham, M. J., Cousins, S. W. Incomplete response to Anti-VEGF therapy in neovascular AMD: Exploring disease mechanisms and therapeutic opportunities. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100906 (2021).
- Otsuji, T., et al. Initial non-responders to ranibizumab in the treatment of age-related macular degeneration (AMD). Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z). 7, 1487-1490 (2013).
- Cobos, E., et al. Association between CFH, CFB, ARMS2, SERPINF1, VEGFR1 and VEGF polymorphisms and anatomical and functional response to ranibizumab treatment in neovascular age-related macular degeneration. Acta Ophthalmologica. 96 (2), e201-e212 (2018).
- Kitchens, J. W., et al. A pharmacogenetics study to predict outcome in patients receiving anti-VEGF therapy in age related macular degeneration. Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z.). 7, 1987-1993 (2013).
- Rosenfeld, P. J., Shapiro, H., Tuomi, L., Webster, M., Elledge, J., Blodi, B. Characteristics of patients losing vision after 2 Years of monthly dosing in the phase III Ranibizumab clinical trials. Ophthalmology. 118 (3), 523-530 (2011).
- Spaide, R. F. Optical coherence tomography angiography signs of vascular abnormalization with antiangiogenic therapy for choroidal neovascularization. American Journal of Ophthalmology. 160 (1), 6-16 (2015).
- Lumbroso, B., Rispoli, M., Savastano, M. C., Jia, Y., Tan, O., Huang, D. Optical coherence tomography angiography study of choroidal neovascularization early response after treatment. Developments in Ophthalmology. 56, 77-85 (2016).
- Zhu, L., et al. Combination of apolipoprotein-A-I/apolipoprotein-A-I binding protein and anti-VEGF treatment overcomes anti-VEGF resistance in choroidal neovascularization in mice. Communications Biology. 3 (1), 386 (2020).
- Zhang, Z., Shen, M. M., Fu, Y. Combination of AIBP, apoA-I, and Aflibercept overcomes anti-VEGF resistance in neovascular AMD by inhibiting arteriolar choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (12), 2 (2022).
- Koehn, D., Meyer, K. J., Syed, N. A., Anderson, M. G.
- Li, X. -T., Qin, Y., Zhao, J. -Y., Zhang, J. -S. Acute lens opacity induced by different kinds of anesthetic drugs in mice. International Journal of Ophthalmology. 12 (6), 904-908 (2019).
- Zhou, T. E., et al. Preventing corneal calcification associated with xylazine for longitudinal optical coherence tomography in young rodents. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 461-469 (2017).
- Ikeda, W., Nakatani, T., Uemura, A. Cataract-preventing contact lens for in vivo imaging of mouse retina. BioTechniques. 65 (2), 101-104 (2018).
- Kumar, S., Berriochoa, Z., Jones, A. D., Fu, Y. Detecting abnormalities in choroidal vasculature in a mouse model of age-related macular degeneration by time-course indocyanine green angiography. Journal of Visualized Experiments. 84, e51061 (2014).
