Summary
يحدد هذا البروتوكول تعليمات خطوة بخطوة لإجراء الحقن داخل القراب في الفئران الوليدية لتحرير الجينات وتوصيل الأدوية.
Abstract
الحقن داخل القراب هو إجراء شائع الاستخدام في كل من عيادات الأطفال والبالغين ، ويعمل كوسيلة فعالة لإدارة الأدوية والعلاجات. من خلال توصيل الأدوية والعلاجات مباشرة إلى السائل النخاعي للجهاز العصبي المركزي ، تحقق هذه الطريقة تركيزات أعلى من الأدوية الموضعية مع تقليل الآثار الجانبية الجهازية مقارنة بالطرق الأخرى مثل الحقن في الوريد أو تحت الجلد أو الحقن العضلي. تمتد أهميته إلى ما هو أبعد من الإعدادات السريرية ، حيث يلعب الحقن داخل القراب دورا حيويا في الدراسات قبل السريرية التي تركز على علاج الاضطرابات العصبية الوراثية في القوارض الكبيرة الأخرى ، بما في ذلك الرئيسيات غير البشرية. ومع ذلك ، على الرغم من تطبيقه على نطاق واسع ، فإن الحقن داخل القراب في الصغار ، وخاصة الجراء حديثي الولادة ، يشكل تحديات تقنية كبيرة بسبب صغر حجمها وطبيعتها الهشة. تتطلب الإدارة الناجحة والموثوقة للحقن داخل القراب في الفئران حديثي الولادة اهتماما دقيقا بالتفاصيل ودراسة متأنية للعوامل المختلفة. وبالتالي ، هناك حاجة ماسة إلى بروتوكول موحد لا يوفر التعليمات فحسب ، بل يسلط الضوء أيضا على الاعتبارات الفنية الرئيسية والممارسات المختبرية الجيدة لضمان الاتساق الإجرائي ، فضلا عن سلامة ورفاهها.
لتلبية هذه الحاجة غير الملباة ، نقدم بروتوكولا مفصلا وشاملا لإجراء الحقن داخل القراب على وجه التحديد في الجراء حديثي الولادة في اليوم الأول بعد الولادة (P1). باتباع التعليمات خطوة بخطوة ، يمكن للباحثين إجراء الحقن داخل القراب بثقة في الجراء حديثي الولادة ، مما يتيح التوصيل الدقيق للأدوية ، و oligos المضادة للحساسية ، والفيروسات لاستبدال الجينات أو العلاجات القائمة على تحرير الجينوم. علاوة على ذلك ، يتم التأكيد على أهمية الالتزام بالممارسات المختبرية الجيدة للحفاظ على رفاهية وضمان نتائج تجريبية موثوقة. يهدف هذا البروتوكول إلى معالجة التحديات التقنية المرتبطة بالحقن داخل القراب في الفئران حديثي الولادة ، مما يسهل في نهاية المطاف التقدم في مجال البحوث الوراثية العصبية التي تهدف إلى تطوير التدخلات العلاجية المحتملة.
Introduction
الحقن داخل القراب (IT) هو إجراء سريري شائع يستخدم لإدارة الأدوية ، وجمع السائل النخاعي ، والحفاظ على الضغط داخل الجمجمة في كل من المرضى الأطفال والبالغين في العيادات1،2. يعد إعطاء الأدوية عن طريق الحقن داخل القراب طريقة فعالة لزيادة تركيزات الأدوية في الجهاز العصبي المركزي (CNS) مع تقليل التعرض الجهازي. وبالتالي ، فإن هذه الطريقة تعزز الفعالية العلاجية وتقلل من الآثار الجانبية ، خاصة بالنسبة للأدوية الحساسة للحرارة وقصيرة العمر3.
في الدراسات قبل السريرية التي تختبر عقاقير وعلاجات جديدة باستخدام نماذج القوارض ، من الضروري استخدام طريقة موثوقة لإدارة الأدوية توفر دقة أكبر وقابلية استنساخالنتائج 4,5. بالنسبة للدراسات قبل السريرية التي تقيم العلاجات الجديدة للاضطرابات العصبية الوراثية واضطرابات النمو العصبي ، يعد العلاج المبكر أمرا بالغ الأهمية لدراسات إثبات المفهوم الأولية لأنه من المتوقع عادة أن تسفر التدخلات السابقة عن نتائج أكثر ملاءمة6،7،8.
بالمقارنة مع الحقن التقليدية داخل بطانة الرحم البطينية (ICV) ، فإن حقن تكنولوجيا المعلومات تحمل مخاطر أقل بكثير لأنها تتجنب الحاجة إلى الاختراق المباشر من خلال القشرة الدماغية. هذه الميزة تقلل بشكل كبير من الضرر المحتمل للأنسجة القشرية الإقليمية والأعصاب المحيطة. علاوة على ذلك ، تسمح حقن تكنولوجيا المعلومات بزيادة خمسة أضعاف على الأقل في الحجم القابل للإدارة من الأدوية من خلال حقنة واحدة ، مما يعزز بشكل كبير جدوى الإدارات المتكررة. ومع ذلك ، نظرا لصغر حجم الفئران حديثي الولادة وطبيعتها الهشة ، فإن إجراء الحقن داخل القراب في الجراء حديثي الولادة يمثل تحديا تقنيا ويتطلب تقنيات ومعدات متخصصة ومعالجة دقيقة.
توفر هذه المقالة بروتوكولا مفصلا مع إرشادات خطوة بخطوة لإجراء الحقن داخل القراب في الجراء حديثي الولادة P1. يتم التأكيد هنا على الاعتبارات الرئيسية والممارسات المختبرية الجيدة لضمان اتساق الإدارة وسلامة ورفاهية أثناء الإجراء. باتباع هذا البروتوكول ، يمكن للباحثين إجراء تجارب بثقة بدقة وقابلية للتكرار مع تقليل أي مخاطر محتملة أو إزعاج للحيوانات.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
كانت الإجراءات والبروتوكولات الموصوفة متوافقة مع المبادئ التوجيهية الموضحة في دليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام المختبر. بالإضافة إلى ذلك ، حصلت الإجراءات على موافقة من لجنة رعاية واستخدام في كلية الطب بجامعة ييل. تم استخدام ذكور وإناث الفئران من النوع البري (WT) C57BL / 6J في الدراسة المقدمة. تم الحصول على من مصدر تجاري (انظر جدول المواد).
1. إعداد مساحة العمل
- قم بإعداد العناصر التالية أولا: ثلج رطب للتخدير بالتبريد ، وقفص فارغ لفصل الجراء عن السد ، ومجهر تشريح ، ومصدر ضوء ، وسطح نظيف لوضع أثناء الحقن ، ومسحات قطنية ، ووسادة تدفئة ، وحقنة 25/10 ميكرولتر ، وإبرة 34 جم / 0.375 بوصة / 12 درجة (انظر جدول المواد).
ملاحظة: يعد التخدير بالتبريد لجراء الفئران باستخدام الثلج الرطب خطوة اختيارية تهدف إلى تسهيل المناولة وتقليل حركة الجراء وتقليل الانزعاج المحتمل للحيوانات. قد توفر خطوة التخدير بالتبريد هذه أيضا فائدة خفض الضغط داخل الجمجمة وتقليل المضاعفات المرتبطة بالحجم 9,10. - انقل الجراء إلى قفص منفصل بعيدا عن السد أثناء التعامل معهم.
- وزن كل جرو وتوثيق وزنه.
- امسح الجزء الخلفي من الماوس باستخدام الشاش والإيثانول. تأكد من المساحة الفقرية أو ، على الأقل ، خط الوسط للقناة الشوكية (التي يجب أن تظهر حمراء في الجراء P1) باستخدام المجهر التشريحي (الفيديو التكميلي 1).
2. إجراء الحقن
- لتخدير جرو واحد ، ضعه برفق على حاجز مقاوم للماء مثل غلاف اللاتكس أو ورق الألمنيوم في حمام جليدي لمدة 3-5 دقائق. من المهم تجنب ترك على الجليد لفترة طويلة ، لأن القيام بذلك قد يشكل مخاطر محتملة للمضاعفات المرتبطة بانخفاض حرارة الجسم ، بما في ذلك الرجفان البطيني ونقص الأكسجة في الأنسجة والحماض الأيضي.
ملاحظة: قد تختلف مدة 3-5 دقائق على أساس كل حالة على حدة. قم بتقييم علامات التخدير، مثل عدم الاستجابة لقرصة إصبع القدم، لتحديد المدة المناسبة. - أثناء وجود على الجليد ، قم بتحميل المحقنة ب 10 ميكرولتر من تركيبة الدواء ، أو تحضير الفيروس ، أو التحكم في السائل الشوكي الاصطناعي ، إلخ.
ملاحظة: أثناء مرحلة التعلم ، ضع في اعتبارك خيار حقن نفس الحجم من صبغة Fast Green المختلطة بنسبة 1٪ مع مواد التوصيل (انظر جدول المواد). يمكن أن يساعد ذلك في تصور عملية الحقن والمساعدة في تعلم التقنية وتحسينها. يجب القتل الرحيم للجراء المحقونة بالصبغة الخضراء السريعة أو مواد مماثلة بعد فترة وجيزة من الحقن وفقا للبروتوكول المعتمد ، لأن هذه المواد قد تؤدي إلى تفاعلات التهابية أو آثار جانبية أخرى في. - بمجرد تخدير بالكامل ، كما يتضح من انخفاض حركة الجسم أو غيابها ، ضع الجراء برفق تحت المجهر.
- باستخدام السبابة والإبهام الأيسر، قم بتحسس المساحة الفقرية بعناية على طول خط الوسط، وتقع بين أحزمة الحوض الثنائية (الفيديو التكميلي 1). قم بتدوير قاعدة الذيل برفق قليلا للمساعدة في تحديد خط الوسط للعمود الفقري.
- ضبط شطبة الإبرة نحو رأس قبل الحقن.
- أدخل الإبرة بعناية ، وقم بإمالتها قليلا إلى زاوية 70 درجة -80 درجة عند النقطة التي تتقاطع فيها المسافة البادئة ، مع التأكد من بقاء المحقنة محاذاة مع المستوى السهمي المركزي. عندما تتلامس الإبرة مع العظم ، قم بتقليل الزاوية تدريجيا إلى حوالي 30 درجة ، ثم ادفع الإبرة حوالي 2 مم في الفضاء الفقري.
ملاحظة: قدرة الإبرة على رفع الجسم بالكامل قليلا هي علامة على الدخول الناجح إلى الفضاء داخل الجافية. - حقن ببطء ما يصل إلى 10 ميكرولتر حجم في غضون 50-60 ثانية. حافظ على الإبرة في مكانها لمدة 10-20 ثانية بعد اكتمال الولادة. اسحب الإبرة بتدوير لطيف لتجنب التسرب.
ملاحظة: سيتحول المخيخ إلى اللون الأخضر قبل سحب الإبرة. أيضا ، يعد الدفع البطيء أمرا بالغ الأهمية لمنع زيادة الضغط داخل الجمجمة المرتبط بالولادة وتقليل المضاعفات المحتملة. بناء على خبرتنا مع الحقن في أكثر من 500 جرو ، فإن تقديم حجم 10 ميكرولتر يزيد عن 50-60 ثانية هو الأمثل.
3. بعد الحقن
- ضع قطعة قطن على موقع الحقن إذا كان هناك أي تسرب أو دم.
ملاحظة: لا ينبغي أن يكون هناك أي في معظم الحالات. من تجربتنا ، لا تزال الجراء المعالجة بآثار تسرب أو دم قابلة للاستخدام ، ولكن قد يكون من الضروري النظر في جرعة مخفضة من الأدوية أو العلاجات أثناء تحليل البيانات. - ضع الجرو على وسادة تدفئة واترك 10-15 دقيقة حتى تتعافى الجراء تماما وتعيد التدفئة. راقب الجراء بعناية للتأكد من أنهم في حالة تأهب ويتحركون بنشاط قبل إعادتهم إلى قفصهم المنزلي. يشار إلى الانتعاش الكافي للماوس من خلال استعادة لون البشرة الوردي ، وزيادة حركة الجسم التلقائية ، وردود الفعل المستجيبة للمس.
- ضع الجرو مرة أخرى في قفص المنزل وتأكد من تغطية الجرو بشكل صحيح بالفراش أو نستله أو كليهما. هذا يضمن أن الجرو يتلقى رعاية الأم اللازمة من السد.
- تقييم المظهر العام والنشاط يوميا لمدة 3 أيام على الأقل بعد الحقن. قد يؤدي ظهور المرض وانخفاض النشاط إلى زيادة احتمال الإصابة بالعدوى أو الآثار الجانبية المرتبطة بالعلاج أو المضاعفات الأخرى ، إلخ. إذا لزم الأمر ، استشر الرعاية البيطرية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
أدى الحقن الناجح داخل القراب على الفور إلى توزيع واسع النطاق للمحلول الذي يتم إعطاؤه ، على الرغم من أن الاختراق الخلوي الفعلي يعتمد على طبيعة الأدوية والمواد التي يتم تسليمها. في هذه الدراسة ، استخدمنا Fast Green لتصور النتائج الفورية بعد الحقن داخل القراب (IT) في حديثي الولادة من النوع البري (الشكل 1A-K) ومقارنتها بالحقن التقليدي داخل المخ البطيني (ICV) (الشكل 1L-N). كما تم فحص النتائج طويلة المدى (بعد 10 أيام من الحقن) باستخدام الفئران مراسلة YFP التي تم تنشيطها عن طريق توصيل تحرير الجينات القائم على CRISPR / Cas97. لوحظ تعبير YFP على نطاق واسع عبر دماغ الفأر بأكمله مقارنة بالفئران غير المعالجة بتقنية كريسبر / كاس 9 (الشكل 2). لوحظ التعبير عن YFP في غالبية الخلايا تحت التكبير العالي. تم إجراء الحقن في أكثر من 500 جرو حديث الولادة ، ونجا أكثر من 98٪ من الجراء المحقونين من الإجراء. لم يلاحظ أي آثار ضارة على بقاء الجراء المعالجة وصحتها على المدى الطويل (الشكل التكميلي 1).
الشكل 1: التوزيع الزماني والمكاني للصبغة الخضراء السريعة في أدمغة الفئران. (أ) الملاحظة الإجمالية للفئران، ومقارنة الفئران المحقونة وغير المحقونة بعد 5 دقائق من الحقن داخل القراب. ب: تصور توزيع صبغة Fast Green في دماغ الفأر قبل تشريحه. (جيم - ه) توزيع الصبغة في أدمغة تشريح بعد 5 دقائق من الإعطاء داخل القراب. (ف-ح) توزيع الصبغة في أدمغة تشريح بعد 30 دقيقة من الإعطاء داخل القراب. (I-K) توزيع الصبغة في أدمغة تشريح بعد 60 دقيقة من الإعطاء داخل القراب. (من اليسار إلى اليمين) للمقارنة ، فإن توزيع الصبغة في أدمغة تشريح 40 دقيقة بعد إعطاء بطانة الرحم. شريط المقياس: 1 مم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 2: الآثار طويلة المدى لتحرير الجينات CRISPR / Cas9 داخل القراب. تعبير واسع النطاق لمراسل YFP في دماغ الفأر بعد الحقن داخل القراب لتحرير الجينات CRISPR / Cas9: المخيخ (A-F) ، القشرة الخلفية (D-F) ، وقشرة الفص الجبهي (G-I). شريط المقياس: 50 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل التكميلي 1: منحنى البقاء على قيد الحياة لفئران متلازمة أنجلمان بعد تحرير جين كريسبر داخل القراب. منحنى البقاء على قيد الحياة الذي يصور نتائج الفئران المصابة بمتلازمة أنجلمان التي تتلقى تحرير جينات كريسبر من خلال الإدارة داخل القراب ، مقارنة بالفئران غير المعالجة والبرية. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
فيديو تكميلي 1: إجراء الحقن داخل القراب في الفئران حديثي الولادة. فيديو يوضح عملية توصيل الحقن داخل القراب للفئران حديثي الولادة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الفيديو.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
الموصوف هو إجراء خطوة بخطوة للحقن داخل القراب في الفئران حديثي الولادة (P1) ، مما يؤدي إلى توزيع الأدوية على نطاق واسع في أدمغتهم. بالمقارنة مع طريقة الحقن داخل المخ البطيني الشائعة لتوصيل الدواء إلى الفئران حديثي الولادة ، والتي تتضمن ثقب القشرة الدماغية11 ، فإن الحقن داخل القراب يتجنب الإصابة المباشرة لدماغ الفأر الوليدي بسبب اختراق الإبرة. بسبب الحد الأدنى من الغزو ، يمكن إجراء الحقن داخل القراب بشكل متكرر عند الضرورة ، ومحاكاة الإدارات المتكررة في البشر في بيئة سريرية12.
ترتبط التغيرات في الضغط داخل الجمجمة عادة بالحقن داخل القراب13 ، مما قد يؤدي إلى رفض السد ورفض التغذية بسبب التغيرات السلوكية في الجراء. ومع ذلك ، لم يلاحظ تغيرات حادة في السلوك أو انخفاض البقاء على قيد الحياة بين الجراء المحقونة. وبالمثل ، لم يتم ملاحظة السلوكيات غير العادية أو غير الطبيعية المرتبطة بالحقن داخل القراب لدى البالغين (البيانات غير معروضة).
قد تكون العديد من النصائح الفنية قد ساهمت في النجاح وتستحق التأكيد. من المحتمل أن يكون معدل الحقن البطيء عاملا مهما. بالإضافة إلى ذلك ، قد يقلل التخدير بالتبريد من الضغط داخل الجمجمة قبل الحقن ، مما يقلل من التدفق العكسي أثناء الحقن داخل القراب ويقلل من المضاعفات الأخرى. أخيرا ، قد تؤثر دقة موقع الحقن أيضا على معدل النجاح.
لتحقيق أفضل فعالية عن طريق الإدارة داخل القراب ، فإن إجراء العملية في أسرع وقت ممكن بعد تسليم الجراء أمر بالغ الأهمية. تدخل الأدوية والمواد الأخرى التي يتم توصيلها عن طريق الحقن داخل القراب إلى الفضاء داخل القراب ، وهو الفراغ بين الأم العنكبوتية وطبقات الأم الحنون من السحايا التي تحيط بالدماغ والحبل الشوكي. لذلك ، تمر الأدوية التي يتم توصيلها عن طريق الحقن داخل القراب عبر هذه الطبقات من السحايا12. في القوارض ، كما هو الحال في البشر ، تتكون السحايا من ثلاث طبقات: الأم الجافية ، الأم العنكبوتية ، والأمالحنون 14. تتشكل هذه الأغشية أثناء التطور الجنيني وتنضج تماما بحلول اليوم الثاني (P2) بعد الولادة 15. لذلك ، يوصى باستخدام بروتوكول التنميط الجيني السريع لتعيين الجراء لمجموعات تجريبية في غضون ساعات قليلة ، خاصة للتجارب التي تنطوي على الأنماط الوراثية الحيوانية ، مثل تجارب تحرير الجينات. كلما تم حقن الجراء في وقت مبكر ، كانت النتيجة أفضل. عادة ما يتم الانتهاء من الحقن في غضون 3 ساعات بعد الولادة. تسمح هذه النافذة الزمنية للعقاقير المحقونة بمتابعة تدفق السائل النخاعي إلى حمة الدماغ بينما لا تزال بطانة البطانة العصبية غير ناضجة وأقل تأثرا بحجم جزيئات الدواء. تجدر الإشارة إلى الاختلافات التنموية بين البشر والفئران. تتوافق الفئران الوليدية P1 مع مرحلة الحمل المتأخرة من نمو الدماغ البشري16. تعمل نتائج التجارب على الفئران حديثي الولادة P1 كدليل قيم على المفهوم ، ولكن يجب توخي الحذر عند استقراء هذه النتائج للبشر في تصميمات الدراسات الانتقالية.
يتم تحدي هذه التقنية من خلال نافذة زمنية إدارية مقيدة ومتطلبات المجربين ذوي المهارات العالية. قد يرتبط ارتفاع معدل الوفيات بالإجراء إذا كان المجرب يفتقر إلى الخبرة. ومع ذلك ، فإن الإطار الزمني الضيق يتطلب مستوى عاليا من الدقة والتكرار داخل الدراسات وفيما بينها. علاوة على ذلك ، مع الممارسة الكافية ، يمكن تعزيز كفاءة ومعدل نجاح هذه الطريقة بشكل كبير.
إذا تم إجراء الحقن بشكل صحيح ، فإن بقاء الجراء المحقونة يتأثر في المقام الأول برعاية الأم. يوصى بإعداد أزواج من الإناث الحاضنات لأهدافك. إذا لم يكن لدى الجراء المستهدفين بقعة حليب على بطونهم بعد ظهر يوم الحقن ، فيجب نقلهم إلى الأنثى الحاضنة على الفور. تتعرف إناث الفئران على أطفالها بالرائحة. لذلك ، من الأهمية بمكان تجنب إدخال روائح غير مألوفة من المجربين أو السدود غير ذات الصلة إلى الجراء أثناء الإجراء وبعده. ومع ذلك ، ينبغي تقييم ضرورة استخدام الإناث الحاضنات للتجارب الفردية. يوصى أيضا بإجراء العملية في غرفة جيدة التهوية ، من الناحية المثالية في غطاء دخان بيولوجي. من المفيد أيضا خلط الجراء مع فراش السد والبراز. بعد الفحص الأولي بعد الإجراء ، يوصى بتقليل إزعاج السد لمدة 3 أيام على الأقل لتقليل التوتر. مثل أي إجراء جراحي ، ينبغي النظر في خطر العدوى بعد العملية. وبالتالي ، ينبغي اتباع الالتزام الصارم بالممارسات المختبرية الجيدة للإجراءات المعقمة أثناء الحقن. تجدر الإشارة إلى أن الضغط داخل القراب أعلى من البيئة الخارجية ، مما يوفر الحماية الطبيعية ضد العدوى. تشير التجربة إلى أن معدل الإصابة بعد الحقن نادر. ومع ذلك ، يوصى بالمراقبة اليومية للمظهر العام ونشاط الجراء لمدة 3 أيام على الأقل بعد الحقن للكشف عن علامات وأعراض العدوى أو المضاعفات الأخرى. في حالات خاصة ، قد يكون هناك ما يبرر التشاور مع الخدمات البيطرية بدلا من القتل الرحيم للجراء مع مضاعفات كبيرة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
YHJ هو أحد مؤسسي Couragene ولكن لا يوجد تضارب في المصالح لهذا المشروع.
Acknowledgments
يتم دعم XNL من قبل مؤسسة زمالة ما بعد الدكتوراه العلاجية لمتلازمة أنجلمان (FAST). YHJ هو أيضا دعم من قبل FAST و NIH Grant R01HD110195 و R01MH117289.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balance | Ohaus Corporation | 30253017 | |
| C57BL/6J mice | The Jackson Laboratory | 000664 | |
| Digital Microscope | RWD | DOM-1001 | |
| DPBS | ThermoFisher | 14190144 | |
| Fast Green | Sigma | F7252-5G | |
| Heating pad | RWD | 69020 | |
| Needles | Hamilton | 6PK (34/0.375”/4/12DEG)S | |
| Syringe | Hamilton | 1702RN | |
| Syringe Filters | Sigma | SLGVM33RS |
References
- Hoy, S. M. Onasemnogene abeparvovec: first global approval. Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).
- Ramos, D. M., et al. Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment. J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).
- Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice. J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).
- Dindot, S. V., et al. An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript. Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).
- Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology. Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).
- Frangoul, H., et al. CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and β-Thalassemia. N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).
- Gillmore, J. D., et al. CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis. N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).
- Krol, A., Feng, G. Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders. Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).
- Birg, T., et al. Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study. Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).
- Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. J Vis Exp. 91, e51863 (2014).
- Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).
- Kroin, J. S., et al. The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model. Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).
- Møllgård, K., et al. A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments. Science. 379 (6627), 84-88 (2023).
- Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8, e67680 (2013).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).
