Summary

Revelando o fenótipo ferropótico do meduloblastoma

Published: March 15, 2024
doi:

Summary

O teor de hidroperóxido lipídico representa o indicador mais comumente usado de morte celular ferroptótica. Este artigo demonstra a análise passo a passo da citometria de fluxo do conteúdo de hidroperóxido lipídico nas células após a indução da ferroptose.

Abstract

A interação de ferro e oxigênio é parte integrante do desenvolvimento da vida na Terra. No entanto, essa química única continua a fascinar e confundir, levando a novos empreendimentos biológicos. Em 2012, um grupo da Universidade de Columbia reconheceu essa interação como um evento central que leva a um novo tipo de morte celular regulada chamada “ferroptose”. A principal característica da ferroptose é o acúmulo de hidroperóxidos lipídicos devido a (1) defesa antioxidante disfuncional e / ou (2) estresse oxidativo avassalador, que mais frequentemente coincide com o aumento do conteúdo de ferro lábil livre na célula. Isso normalmente é evitado pelo eixo antiferroptótico canônico que compreende o transportador de cistina xCT, glutationa (GSH) e GSH peroxidase 4 (GPx4). Como a ferroptose não é um tipo programado de morte celular, ela não envolve vias de sinalização características da apoptose. A maneira mais comum de provar esse tipo de morte celular é usando antioxidantes lipofílicos (vitamina E, ferrostatina-1, etc.) para evitá-la. Essas moléculas podem se aproximar e desintoxicar o dano oxidativo na membrana plasmática. Outro aspecto importante na revelação do fenótipo ferroptótico é a detecção do acúmulo anterior de hidroperóxidos lipídicos, para os quais o corante específico BODIPY C11 é usado. O presente manuscrito mostrará como a ferroptose pode ser induzida em células de meduloblastoma do tipo selvagem usando diferentes indutores: erastina, RSL3 e doador de ferro. Da mesma forma, as células xCT-KO que crescem na presença de NAC e que sofrem ferroptose quando o NAC é removido serão usadas. O fenótipo característico de “borbulhamento” é visível ao microscópio óptico dentro de 12-16 h a partir do momento do desencadeamento da ferroptose. Além disso, será utilizada a coloração BODIPY C11 seguida de análise FACS para mostrar o acúmulo de hidroperóxidos lipídicos e consequente morte celular usando o método de coloração PI. Para provar a natureza ferroptótica da morte celular, a ferrostatina-1 será usada como um agente específico de prevenção da ferroptose.

Introduction

A ferroptose é um tipo de morte celular dependente de espécies reativas de oxigênio (ROS) recém-contextualizadas1. Além das ROS, o ferro desempenha um papel crucial nesse tipo de morte celular, daí o nome2. A etapa final e executiva da ferroptose é o acúmulo catalisado por ferro de dano oxidativo de lipídios na membrana plasmática que eventualmente leva ao comprometimento da integridade da membrana e permeabilidade seletiva e, finalmente, à morte celular por borbulhamento. O evento de hidroperoxidação lipídica é um fenômeno que ocorre naturalmente; no entanto, sua propagação por toda a membrana celular é impedida pela defesa antioxidante da célula. O principal ator neste contexto é a proteína E glutationa peroxidase 4 (GPx4), que pode se aproximar da membrana e converter hidroperóxidos lipídicos em seus derivados de álcool menos tóxicos3. O poder redutor da GPx4 é principalmente, mas não exclusivamente, fornecido pela glutationa (GSH), um tripeptídeo composto pelos aminoácidos não essenciais: glicina, glutamato e cisteína. O aminoácido limitante da taxa para a biossíntese de GSH é a cisteína4. Embora a cisteína seja classificada como um aminoácido não essencial, suas necessidades podem facilmente exceder sua produção interna em células altamente proliferativas (como células cancerígenas). Assim, foi reclassificado no grupo dos aminoácidos semi-essenciais. A importação necessária de cisteína ocorre principalmente através do sistema Xc-, que permite a importação da forma oxidada (dominante) de cisteína (também conhecida como cistina) em detrimento da exportação de glutamato5. O sistema Xc- é composto por uma subunidade de transporte independente de Na+ e dependente de Cl, conhecida como xCT, e uma subunidade de acompanhante, conhecida como CD98. Até recentemente, as propriedades antiferroptoticas do eixo xCT-GSH-GPx4 eram vistas como únicas e irreplicáveis6. No entanto, em 2019, uma via antiferroptótica alternativa, consistindo de ubiquinol (Coenzima Q10) e sua enzima regenerativa – proteína supressora de ferroptose 1 (FSP1), foi descrita 7,8. Logo depois, outro sistema desintoxicante de hidroperóxido lipídico envolvendo GTP ciclohidrolase-1/tetrahidrobiopterina (GCH1/BH4) foi relatado9. No entanto, o papel central do eixo xCT-GSH-GPx4 na prevenção da ferroptose parece não ser contestado.

Na última década, a ferroptose tem sido extensivamente estudada em uma variedade de tipos de tumores, mostrando grande potencial como estratégia anticâncer (revisado por Lei et al.10). Além disso, foi relatado que as células cancerígenas exibindo alta resistência aos quimioterápicos convencionais e / ou propensão a metástase são surpreendentemente sensíveis aos indutores de ferroptose, como inibidores de GPx411 , 12 , 13 . No entanto, no contexto de tumores cerebrais, o potencial dos indutores ferroptóticos permanece amplamente pouco estudado. Embora esse tipo de morte celular tenha sido intimamente associado à lesão de isquemia-reperfusão cerebral14e doenças neurodegenerativas15, seu potencial no contexto de tumores cerebrais tem sido limitado principalmente ao glioblastoma, o tumor craniocerebral maligno mais comum (revisado por Zhuo et al.16). Por outro lado, a sensibilidade do meduloblastoma, o tumor cerebral pediátrico maligno mais comum e uma das principais causas de mortalidade infantil, aos indutores de ferroptose permanece amplamente inexplorada. Até onde sabemos, há escassa literatura revisada por pares ligando ferroptose e meduloblastoma. No entanto, alguns estudos revelaram que o ferro desempenha um papel crucial na sobrevivência, proliferação e potencial tumorigênico das células-tronco cancerígenas (CSCs) do meduloblastoma e do glioblastoma17,18, tornando-as potencialmente mais vulneráveis à indução da ferroptose. Isso é particularmente significativo, pois o meduloblastoma é notório por sua subpopulação de CSCs, ou células iniciadoras/propagadoras de tumores, que parecem ser amplamente responsáveis pela quimiorresistência, disseminação e recidiva tumoral19.

A sensibilidade à indução de ferroptose é tipicamente investigada medindo o conteúdo/acúmulo de hidroperóxido lipídico, que pode ou não levar à morte celular. Os indutores de ferroptose mais comumente usados são (1) erastina, um inibidor do transportador xCT20, (2) RSL3, um inibidor da enzima GPx42 e / ou (3) doadores de ferro, como citrato de ferro-amônio (FAC) 21 . O teor de hidroperóxido lipídico é avaliado usando a sonda seletiva BODIPY 581/591 C1122, que tem máximos de excitação e emissão em 581/591 nm em seu estado reduzido. Após a interação e oxidação por hidroperóxidos lipídicos, a sonda muda seus máximos de excitação e emissão para 488/510 nm. Normalmente, um aumento significativo no conteúdo de hidroperóxido lipídico precede a morte celular ferroptótica. Como a ferroptose não é uma morte celular programada, não há cascata de sinalização molecular que leve à sua execução. Portanto, a única forma de confirmá-lo é monitorar o teor de hidroperóxido lipídico e utilizar inibidores específicos para esse tipo de morte celular, como a ferrostatina 123. A ferrostatina 1 é um antioxidante lipofílico que pode penetrar no compartimento lipídico da célula e desintoxicar os hidroperóxidos lipídicos, prevenindo assim eventos ferroptóticos.

Protocol

O presente estudo foi conduzido usando linhagens celulares de meduloblastoma do tipo selvagem (WT) DAOY, que foram cultivadas a 37 °C com 5% de CO2 em meio DMEM suplementado com 8% de FBS. A linhagem celular deletada por xCT foi mantida nas mesmas condições, com experimentos realizados em meio suplementado com N-acetilcisteína (NAC) 1 mM. As células foram regularmente rastreadas para micoplasma usando um Kit de Detecção de Micoplasma disponível comercialmente (ver Tabela de Materiais) …

Representative Results

A linhagem celular de meduloblastoma DAOY foi cultivada em meio DMEM padrão suplementado com 8% de FBS até atingir aproximadamente 60% de confluência. No dia do experimento, as células foram colhidas e 1.00.000 células por poço foram semeadas em placas de 6 poços, de acordo com a Tabela 1. No dia seguinte, as células (em triplicata) foram tratadas com 1 μM de erastina, 0,3 μM de RSL3 ou 250 μM de FAC. As placas foram então colocadas na incubadora a 37 °C e 5% de CO2. Após 6 h, as…

Discussion

A principal característica da morte celular ferroptótica é o acúmulo descontrolado de hidroperóxidos lipídicos na membrana plasmática. Esse dano oxidativo pode ocorrer de forma enzimática ou não enzimática, mas em ambos os casos, a reação é ferro-dependente/catalisada, o que explica o nome desse tipo de morte celular. A hidroperoxidação lipídica é frequentemente estimada indiretamente medindo os produtos de degradação da hidroperoxidação lipídica, como 4-hidroxi-2,3-transnonenal (4-HNE) ou malonalde…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado pelo governo do Principado de Mônaco, bem como pelo ‘Le Groupement des Entreprises Monégasques dans la Lutte contre le cancer’ (GEMLUC) e pela Fundação Flavien, que forneceu os meios para a compra da BD FACS Melody.

Materials

BODIPY 581/591 C11 Thermo Fisher D3861
Cell counter Beckman Coulter Z1
DMEM medium  Gibco 10569010
Erastin Sigma-Aldrich E7781-5MG
Ferroamminium citrate Acros Organics 211842500
Ferrostatin-1 Sigma-Aldrich SML0583-25MG
Fetal bovin serum (FBS) Dominique Dutcher 500105N1N
Flow Cytometer BD Biosciences FACS Melody
Gibco StemPro Accutase Cell Dissociation Reagent Thermo Fisher 11599686
N-acetylcysteine Sigma-Aldrich A7250
PlasmoTest Mycoplasma Detection Kit InvivoGen rep-pt1
propidium iodide Invitrogen P3566
RSL3 Sigma-Aldrich SML2234-25MG
Trypsin – EDTA 10X – 100 mL Dominique Dutcher X0930-100

References

  1. Dixon, S. J., et al. Ferroptosis: An iron-dependent form of nonapoptotic cell death. Cell. 149, 1060-1072 (2012).
  2. Yang, W. S., Stockwell, B. R. Synthetic lethal screening identifies compounds activating iron-dependent, nonapoptotic cell death in oncogenic-ras-harboring cancer cells. Chem Biol. 15 (30), 234-245 (2008).
  3. Yang, W. S., et al. Regulation of ferroptotic cancer cell death by GPX4. Cell. 156, 317-331 (2014).
  4. Meister, A., Anderson, M. E. Glutathione. Annu Rev Biochem. 52, 711-760 (1983).
  5. Lewerenzm, J., et al. The cystine/glutamate antiporter system xc- in health and disease: From molecular mechanisms to novel therapeutic opportunities. Antioxid Redox Signal. 18 (5), 522-555 (2013).
  6. Yang, W. S., et al. Regulation of ferroptotic cancer cell death by GPX4. Cell. 156, 317-331 (2014).
  7. Bersuker, K., et al. The CoQ oxidoreductase FSP1 acts parallel to GPX4 to inhibit ferroptosis. Nature. 575, 688-692 (2019).
  8. Doll, S., et al. FSP1 is a glutathione-independent ferroptosis suppressor. Nature. 575, 693-698 (2019).
  9. Hu, Q., et al. Blockade of GCH1/BH4 axis activates ferritinophagy to mitigate the resistance of colorectal cancer to erastin-induced ferroptosis. Front Cell Dev Biol. 10, (2022).
  10. Lei, G., Zhuang, L., Gan, B. Targeting ferroptosis as a vulnerability in cancer. Nat Rev Cancer. 22, 381-396 (2022).
  11. Viswanathan, V. S., et al. Dependency of a therapy-resistant state of cancer cells on a lipid peroxidase pathway. Nature. 547, 453-457 (2017).
  12. Lee, J., You, J. H., Kim, M. S., Roh, J. L. Epigenetic reprogramming of epithelial-mesenchymal transition promotes ferroptosis of head and neck cancer. Redox Biol. 37, 101697 (2020).
  13. Hangauer, M. J., et al. Drug-tolerant persister cancer cells are vulnerable to GPX4 inhibition. Nature. 551, 247-250 (2017).
  14. Zhang Tuo, Q., et al. Thrombin induces ACSL4-dependent ferroptosis during cerebral ischemia/reperfusion. Signal Transduct Target Ther. 7, 59 (2022).
  15. Sun, Y. Mechanisms of ferroptosis and emerging links to the pathology of neurodegenerative diseases. Front Aging Neurosci. 14, (2022).
  16. Zhuo, S. Emerging role of ferroptosis in glioblastoma: Therapeutic opportunities and challenges. Front Mol Biosci. 9, (2022).
  17. Bisaro, B. Proteomic analysis of extracellular vesicles from medullospheres reveals a role for iron in the cancer progression of medulloblastoma. Mol Cell Ther. 3, 8 (2015).
  18. Schonberg, D. L., et al. Preferential iron trafficking characterizes glioblastoma stem-like cells. Cancer Cell. 28 (4), 441-455 (2015).
  19. Werbowetski-Ogilvie, T. E. From sorting to sequencing in the molecular era: the evolution of the cancer stem cell model in medulloblastoma. FEBS J. 289 (7), 1765-1778 (2022).
  20. Dixon, S. J. Pharmacological inhibition of cystine-glutamate exchange induces endoplasmic reticulum stress and ferroptosis. Elife. 3, e02523 (2014).
  21. Bauckman, K. A., Haller, E., Flores, I., Nanjundan, M. Iron modulates cell survival in a Ras- and MAPK-dependent manner in ovarian cells. Cell Death Dis. 4, e592 (2013).
  22. Drummen, G. P. C., Van Liebergen, L. C., Op den Kamp, J. A. F., Post, J. A. C11-BODIPY581/591, an oxidation-sensitive fluorescent lipid peroxidation probe: (Micro)spectroscopic characterization and validation of methodology. Free Radic Biol Med. 33 (4), 473-490 (2002).
  23. Miotto, G. Insight into the mechanism of ferroptosis inhibition by ferrostatin-1. Redox Biol. 28, 101328 (2020).
  24. Daher, B. Genetic ablation of the cystine transporter xCT in PDAC cells inhibits mTORC1, growth, survival, and tumor formation via nutrient and oxidative stresses. Cancer Res. 79 (15), 3877-3890 (2019).
  25. Shimada, K. Global survey of cell death mechanisms reveals metabolic regulation of ferroptosis. Nat Chem Biol. 12, 497-503 (2016).
  26. Yang, W. S. Peroxidation of polyunsaturated fatty acids by lipoxygenases drives ferroptosis. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (34), E4966-E4975 (2016).
  27. Gaschler, M. M. FINO2 initiates ferroptosis through GPX4 inactivation and iron oxidation. Nat Chem Biol. 14, 507-515 (2018).
  28. Bogacz, M., Krauth-Siegel, R. L. Tryparedoxin peroxidase-deficiency commits trypanosomes to ferroptosis-type cell death. Elife. 7, e37503 (2018).
  29. Cheloni, G., Slaveykova, V. I. Optimization of the C11-BODIPY581/591 dye for the determination of lipid oxidation in Chlamydomonas reinhardtii by flow cytometry. Cytom Part A. 83 (10), 952-961 (2013).
  30. Itoh, N., Cao, J., Chen, Z. H., Yoshida, Y., Niki, E. Advantages and limitation of BODIPY as a probe for the evaluation of lipid peroxidation and its inhibition by antioxidants in plasma. Bioorganic Med Chem Lett. 17 (7), 2059-2063 (2007).
  31. Sato, M., et al. The ferroptosis inducer erastin irreversibly inhibits system xc− and synergizes with cisplatin to increase cisplatin’s cytotoxicity in cancer cells. Sci Rep. 8, 968 (2018).
  32. Cheff, D. M., et al. The ferroptosis inducing compounds RSL3 and ML162 are not direct inhibitors of GPX4 but of TXNRD1. Redox Biol. 62, 102703 (2023).
  33. Wang, C., et al. Dual degradation mechanism of GPX4 degrader in induction of ferroptosis exerting anti-resistant tumor effect. Eur J Med Chem. 247, 115072 (2023).
  34. Vucetic, M., et al. Together we stand, apart we fall: how cell-to-cell contact/interplay provides resistance to ferroptosis. Cell Death Dis. 11, 789 (2020).
  35. Meira, W., et al. A cystine-cysteine intercellular shuttle prevents ferroptosis in xctko pancreatic ductal adenocarcinoma cells. Cancers (Basel). 13 (6), 1434 (2021).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Citer Cet Article
Segui, F., Daher, B., Gotorbe, C., Pouyssegur, J., Picco, V., Vucetic, M. Revealing the Ferroptotic Phenotype of Medulloblastoma. J. Vis. Exp. (205), e66645, doi:10.3791/66645 (2024).

View Video