Summary

계대증 없이 정상 및 종양 유방 조직에서 마우스 및 인간 상피 오가노이드 생성 및 이미징

Published: November 11, 2022
doi:

Summary

이 프로토콜은 차등 원심분리를 통해 원발성 정상 및 종양 유방 조직에서 상피 오가노이드를 생성하는 접근 방식에 대해 논의합니다. 또한 3차원 배양 및 포매된 오가노이드의 면역형광 이미징에 대한 지침이 포함되어 있습니다.

Abstract

오가노이드는 일차 조직 또는 줄기 세포에서 증식한 후 자기 조직화 특성과 기능 및 구조 유지로 인해 장기 조직을 모델링하는 신뢰할 수 있는 방법입니다. 이 오가노이드 생성 방법은 여러 계대를 통한 단일 세포 분화를 포기하고 대신 차등 원심분리를 사용하여 기계적 및 효소적으로 해리된 조직에서 유방 상피 오가노이드를 분리합니다. 이 프로토콜은 콜라겐 및 기저 세포외 기질에 오가노이드를 포매하는 기술 외에도 마우스와 인간 유방 조직 모두에서 크고 작은 상피 오가노이드를 신속하게 생산하기 위한 간소화된 기술을 제공합니다. 또한, 오가노이드 형태 및 밀도를 시각화하기 위해 겔 내 고정 및 면역형광 염색에 대한 지침이 제공됩니다. 이러한 방법론은 면역 세포와의 공동 배양 및 콜라겐 침습 분석을 통한 생체 외 전이 모델링과 같은 무수한 다운스트림 분석에 적합합니다. 이러한 분석은 세포-세포 거동을 더 잘 설명하고 종양 미세 환경 내의 상호 작용에 대한 보다 완전한 이해를 만드는 데 도움이 됩니다.

Introduction

시험관 내에서 상피 세포를 모델링하는 능력은 생체 내에서 접근할 수 없는 세포 특징을 포착하기 때문에 현대 생물 의학 연구의 기초가 되었습니다. 예를 들어, 2차원 평면에서 상피 세포주를 성장시키면 증식 동안 상피 세포에서 발생하는 분자 변화를 평가할 수 있다1. 또한, 신호전달과 유전자 발현 사이의 동적 조절을 측정하는 것은 생체 내 시스템에서 제한적이다2. 암 연구에서, 암 상피 세포주 모델링은 질병 진행의 분자적 동인과 잠재적인 약물 표적의 식별을 가능하게 했다3. 그러나, 2차원 평면에서 성장하는 암 상피 세포주는 대부분 유전적으로 불멸화되고 변형되며, 종종 본질적으로 클론성이며, 비생리학적 조건에서 성장할 수 있는 능력으로 선택되고, 3차원(3D) 종양 조직 구조에 대한 평가가 제한되며, 현실적인 조직 환경 내에서 미세 환경 상호작용을 적절하게 모델링하지 못하기 때문에 한계가 있다4. 이러한 제약은 전이를 모델링할 때 특히 뚜렷하게 나타나는데, 이는 생체 내에서 먼 장기 부위의 침입, 파종, 순환 및 집락화를 포함한 몇 가지 뚜렷한 생물학적 단계를 포함한다5.

암 상피 오가노이드는 종양의 3D 환경과 거동을 더 잘 요약하기 위해 개발되었습니다 6,7,8. 오가노이드는 단일 LRG5+ 장 섬와(intestinal cryptinal cell)에서 처음 개발되었으며, 시험관 내 소장의 계층적 구조를 유지하는 섬와-융모 단위(orbit-villus unit)의 3D 구조를 나타내기 위해 분화되었다 9. 이 접근 방식은 항상성 및 스트레스 조건에서 자기 조직화 조직 구조의 실시간 시각화 및 특성화를 허용했습니다. 자연적인 확장으로 암 상피 오가노이드는 결장직장암 10, 췌장암 11, 유방암 12, 간 13, 폐암14, 뇌암 15 및 위암 16을 포함한 다양한 암 유형을 모델링하기 위해 개발되었습니다. 암 상피 오가노이드는 암 진화17,18 및 전이성 시공간 행동 19,20을 특성화하고 종양 이질성 21을 조사하고 화학 요법 22를 검사하기 위해 이용되었습니다. 암 상피 오가노이드는 또한 생체 외 항암제 및 방사선 요법에 대한 환자 반응을 예측하기 위해 진행 중인 임상 시험 동안 분리 및 수집되었습니다 8,23,24,25. 또한, 암 상피 오가노이드를 포함하는 시스템은 면역 세포와 같은 다른 비암 세포와 결합하여 종양 미세 환경의 보다 포괄적인 모델을 형성하여 실시간으로 상호 작용을 시각화하고, 암 상피 세포가 자연 살해 세포와 같은 세포독성 이펙터 면역 세포의 근본적인 특성을 어떻게 변화시키는지 밝히고, 잠재적인 면역 요법 및 항체 약물 의존성 세포독성 활성을 테스트할 수 있습니다26. 27,28. 이 기사는 콜라겐 및 기저 세포외 기질(ECM)에 계대 및 포매 없이 상피 오가노이드를 생성하는 방법을 보여줍니다. 또한 분리된 오가노이드의 다운스트림 이미징 기술도 공유됩니다.

Protocol

이 원고에 사용된 모든 마우스 조직은 텍사스 대학교 사우스웨스턴 메디컬 센터의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee) 규정 및 지침에 따라 윤리적으로 수집되었습니다. 마찬가지로, 모든 환자는 IRB(Institutional Review Board)의 감독 하에 조직 기증 전에 동의했으며 샘플은 비식별화되었습니다. 참고: 이 프로토콜은 일차 조직에서 오가노이드 생성을 설명합니다. <p class="jove_t…

Representative Results

그림 1에 표시된 이미지는 인간 및 마우스 조직에서 채취한 야생형 및 종양성 유방 상피 오가노이드의 예를 제공합니다. 차등 원심분리를 통해 상피 오가노이드를 분리하는 방법에 대한 한 눈에 볼 수 있는 그림은 그림 1A의 카툰 워크플로우에 제공되어 명시야 이미지에 표시된 대로 상피 조직을 생성하면서 서로 다른 종의 1차 조직을 거의 동일한 방식…

Discussion

종양 오가노이드를 생성하기 위한 상이한 방법이 문헌에 기재되어 있다. 이 프로토콜은 계대시지 없이 종양으로부터 직접 종양 오가노이드를 생성하는 방법을 강조합니다. 이 방법을 사용하면 종양 오가노이드가 시술 시작 후 몇 시간 내에 생성될 수 있으며 문헌31에 보고된 70%에 비해 100%에 가까운 생존 가능한 오가노이드를 생성합니다. 이에 비해 다른 방법은 몇 주에 걸쳐 세?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 METAvivor, Peter Carlson Trust, Theresa’s Research Foundation 및 NCI/UTSW Simmons Cancer Center P30 CA142543에서 제공한 자금의 지원을 받았습니다. 우리는 수상 번호 P30 CA142543에 따라 국립 암 연구소(National Cancer Institute)에서 부분적으로 지원하는 Simmons Comprehensive Cancer Center의 공유 리소스인 University of Texas Southwestern Tissue Management Shared Resource의 도움을 인정합니다. Chan Lab의 모든 구성원에게 특별한 감사를드립니다.

Materials

10 mM HEPES Buffer Gibco  15630080
100x Antibiotic-Antimycotic  Gibco  15240-096
100x Glutamax Life Technologies  35050-061 Glutamine supplement
100x Insulin-Transferrin-Selenium (ITS)  Life Technologies  51500-056
100x Penicillin/Streptomycin (Pen/Strep) Sigma  P4333
10x DMEM Sigma  D2429
50 mL/0.2 µm filter flask Fisher  #564-0020
Amphotericin B Life Technologies  15290-018
bFGF Sigma F0291
BSA Solution (32%) Sigma  #A9576
Cholera Toxin  Sigma  C8052
CO2-Independent Medium  Gibco 18045-088
Collagenase A  Sigma  C2139
Deoxyribonuclease I from bovine pancreas (DNase) Sigma D4263
DMEM with 4500 mg/L glucose, sodium pyruvate, and sodium bicarbonate, without L-glutamine, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture Sigma D6546 Common basal medium
D-MEM/F12  Life Technologies  #10565-018 Basal cell medium
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (D-PBS)  Sigma #D8662 PBS
Fetal bovine serum (FBS) Sigma  #F0926
Gentamicin  Life Technologies  #15750-060
Human epidermal growth factor (EGF) Sigma  E9644
Hydrocortisone  Sigma  H0396
Insulin  Sigma  #I9278
Matrigel  Corning  #354230 Basement Extracellular Matrix (BECM)
NaOH (1 N) Sigma  S2770
Rat Tail Collagen I Corning  354236
RPMI-1640 media Fisher  SH3002701
Trypsin  Life Technologies  27250-018

Riferimenti

  1. Ghandi, M., et al. Next-generation characterization of the cancer cell line encyclopedia. Nature. 569 (7757), 503-508 (2019).
  2. Roarty, K., Echeverria, G. V. Laboratory models for investigating breast cancer therapy resistance and metastasis. Frontiers in Oncology. 11, 645698 (2021).
  3. Hanahan, D. Hallmarks of cancer: New dimensions. Cancer Discovery. 12 (1), 31-46 (2022).
  4. Gillet, J. P., Varma, S., Gottesman, M. M. The clinical relevance of cancer cell lines. Journal of the National Cancer Institute. 105 (7), 452-458 (2013).
  5. Lambert, A. W., Pattabiraman, D. R., Weinberg, R. A. Emerging biological principles of metastasis. Cell. 168 (4), 670-691 (2017).
  6. Lo, Y. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  7. Drost, J., Clevers, H. Organoids in cancer research. Nature Reviews Cancer. 18 (7), 407-418 (2018).
  8. Tuveson, D., Clevers, H. Cancer modeling meets human organoid technology. Science. 364 (6444), 952-955 (2019).
  9. Fujii, M., et al. A colorectal tumor organoid library demonstrates progressive loss of niche factor requirements during tumorigenesis. Cell Stem Cell. 18 (6), 827-838 (2016).
  10. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  11. Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
  12. Sachs, N., et al. A living biobank of breast cancer organoids captures disease heterogeneity. Cell. 172 (1-2), 373-386 (2018).
  13. Broutier, L., et al. Human primary liver cancer-derived organoid cultures for disease modeling and drug screening. Nature Medicine. 23 (12), 1424-1435 (2017).
  14. Kim, M., et al. Patient-derived lung cancer organoids as in vitro cancer models for therapeutic screening. Nature Communications. 10 (1), 3991 (2019).
  15. Jacob, F., et al. A patient-derived glioblastoma organoid model and biobank recapitulates inter- and intra-tumoral heterogeneity. Cell. 180 (1), 188-204 (2020).
  16. Yan, H. H. N., et al. A comprehensive human gastric cancer organoid biobank captures tumor subtype heterogeneity and enables therapeutic screening. Cell Stem Cell. 23 (6), 882-897 (2018).
  17. Njoroge, R. N., et al. Organoids model distinct vitamin E effects at different stages of prostate cancer evolution. Scientific Reports. 7 (1), 16285 (2017).
  18. Lee, S. H., et al. Tumor evolution and drug response in patient-derived organoid models of bladder cancer. Cell. 173 (2), 515-528 (2018).
  19. Cheung, K. J., Gabrielson, E., Werb, Z., Ewald, A. J. Collective invasion in breast cancer requires a conserved basal epithelial program. Cell. 155 (7), 1639-1651 (2013).
  20. Wrenn, E. D., et al. Regulation of collective metastasis by nanolumenal signaling. Cell. 183 (2), 395-410 (2020).
  21. Kopper, O., et al. An organoid platform for ovarian cancer captures intra- and interpatient heterogeneity. Nature Medicine. 25 (5), 838-849 (2019).
  22. Vlachogiannis, G., et al. Patient-derived organoids model treatment response of metastatic gastrointestinal cancers. Science. 359 (6378), 920-926 (2018).
  23. Yao, Y., et al. Patient-derived organoids predict chemoradiation responses of locally advanced rectal cancer. Cell Stem Cell. 26 (1), 17-26 (2020).
  24. Yao, J., et al. A pancreas tumor derived organoid study: from drug screen to precision medicine. Cancer Cell International. 21 (1), 398 (2021).
  25. Vlachogiannis, G., et al. Patient-derived organoids model treatment response of metastatic gastrointestinal cancers. Science. 359 (6378), 920-926 (2018).
  26. Chan, I. S., et al. Cancer cells educate natural killer cells to a metastasis-promoting cell state. Journal of Cell Biology. 219 (9), 202001134 (2020).
  27. Chan, I. S., Ewald, A. J. Organoid co-culture methods to capture cancer cell-natural killer cell interactions. Methods in Molecular Biology. 2463, 235-250 (2022).
  28. Chan, I. S., Ewald, A. J. The changing role of natural killer cells in cancer metastasis. The Journal of Clinical Investigation. 132 (6), 143762 (2022).
  29. Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).
  30. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods in Molecular Biology. 1180, 31-43 (2014).
  31. LeSavage, B. L., Suhar, R. A., Broguiere, N., Lutolf, M. P., Heilshorn, S. C. Next-generation cancer organoids. Nature Materials. 21 (2), 143-159 (2022).
  32. Nguyen-Ngoc, K. V., et al. 3D culture assays of murine mammary branching morphogenesis and epithelial invasion. Methods in Molecular Biology. 1189, 135-162 (2015).
  33. Padmanaban, V., et al. Organotypic culture assays for murine and human primary and metastatic-site tumors. Nature Protocols. 15 (8), 2413-2442 (2020).
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Citazione di questo articolo
Cornelius, S. L., Colonnetta, M. M., Lake, K. E., Smith, C. A., Zhang, Y., Roussos-Torres, E. T., Reddy, S. M., Chen, E. H., Chan, I. S. Generating and Imaging Mouse and Human Epithelial Organoids from Normal and Tumor Mammary Tissue Without Passaging. J. Vis. Exp. (189), e64626, doi:10.3791/64626 (2022).

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