Summary
En sjelden brukt metode for elektrofysiologisk opptak, baseopptak, tillater analyse av egenskaper ved smakskoding som ikke kan undersøkes med konvensjonelle opptaksmetoder. Baseopptak tillater også analyse av smaksresponser på hydrofobe stimuli som ikke kan studeres ved hjelp av tradisjonelle elektrofysiologiske metoder.
Abstract
Insekter smaker den ytre verden gjennom smakshår eller sensilla, som har porer på spissen. Når en sensillum kommer i kontakt med en potensiell matkilde, kommer forbindelser fra matkilden inn gjennom porene og aktiverer nevroner innenfor. I over 50 år har disse svarene blitt registrert ved hjelp av en teknikk som kalles tipsopptak. Imidlertid har denne metoden store begrensninger, inkludert manglende evne til å måle nevral aktivitet før eller etter stimuluskontakt og kravet om at tastanter skal være løselige i vandige løsninger. Vi beskriver her en teknikk som vi kaller baseopptak, som overvinner disse begrensningene. Baseopptak gjør det mulig å måle smaksnevronaktivitet før, under og etter stimulansen. Dermed tillater det omfattende analyse av AV-responser som oppstår etter en smakstimulus. Det kan brukes til å studere hydrofobe forbindelser som langkjedede feromoner som har svært lav oppløselighet i vann. Oppsummert gir baseopptak fordelene med elektrofysiologi med enkeltsensillum som et middel til å måle nevronaktivitet - høy romlig og tidsmessig oppløsning, uten behov for genetiske verktøy - og overvinner viktige begrensninger i den tradisjonelle spissopptaksteknikken.
Introduction
Insekter, inkludert drosofilide fluer, er utstyrt med et sofistikert smakssystem som gjør dem i stand til å trekke ut kompleks kjemisk informasjon fra omgivelsene. Dette systemet tillater dem å skille den kjemiske sammensetningen av forskjellige stoffer, skille mellom de som er næringsrike og de som er skadelige 1,2.
I kjernen av dette systemet er spesialiserte strukturer kjent som smakshår eller sensilla, strategisk plassert på ulike kroppsdeler. Hos drosofilidfluer ligger disse sensillaene på etiketten, som er det viktigste smaksorganet til fluehodet 1,2,3,4, samt på beina og vingene 1,2,5,6. Etiketten er plassert på spissen av snabelen og inneholder to lober 4,7,8. Hver er dekket med 31 smaksensilla kategorisert som kort, lang og mellomliggende 4,7,8. Disse sensillaene huser hver 2-4 smaksnevroner 1,2,9,10. Disse smaksnevronene uttrykker medlemmer av minst fire forskjellige genfamilier, nemlig gustatorisk reseptor (Gr), ionotrop reseptor (Ir), lommetyv (Ppk) og forbigående reseptorpotensial (Trp) gener 1,2,11,12,13. Dette mangfoldet av reseptorer og kanaler utstyrer insekter med evnen til å gjenkjenne et bredt spekter av kjemiske forbindelser, inkludert både ikke-flyktige og flyktige signaler 1,2,14.
I over 50 år har forskere kvantifisert responsen til smaksnevroner og deres reseptorer ved hjelp av en teknikk som kalles spissopptak 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. Denne metoden har imidlertid store begrensninger. For det første kan nevral aktivitet bare måles under kontakt med stimulansen, og ikke før eller etter kontakt. Denne begrensningen utelukker måling av spontan piggaktivitet og forhindrer måling av AV-responser. For det andre kan bare tastants som er oppløselige i vandige løsninger testes.
Disse begrensningene kan overvinnes ved en sjelden brukt alternativ elektrofysiologisk teknikk kalt "baseopptak". Her beskriver vi denne teknikken, som vi har tilpasset fra en metode brukt av Marion-Poll og kolleger24, og viser de avgjørende smakskodingsfunksjonene at den nå enkelt kan måle14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Følgende protokoll er i samsvar med alle retningslinjene for dyrepleie fra Yale University.
1. Fluer
- Plasser 10-15 nyoppståtte fluer i ferske standard kulturflasker ved 25 °C og 60% relativ fuktighet i en 12:12 timers lys-mørk syklus.
- Bruk fluer når du er 3-7 dager gammel.
2. Kjemosensoriske stimuli
- Oppnå kjemosensoriske stimuli av høyeste tilgjengelige renhet. Oppbevar dem som anbefalt av leverandøren til bruk.
- Løs opp kjemosensoriske stimuli og fortynn til ønskede konsentrasjoner i vann eller et annet ønsket, giftfritt løsningsmiddel som parafinolje. Rør de tilberedte løsningene i minst 1 time ved oppløste faste forbindelser.
3. Glass stimulus kapillær
- Trekk en glasskapillær for å holde stimulansen fra en borosilikatglasskapillær (100 mm lengde, 1 mm ytre diameter, 0,58 mm indre diameter) ved hjelp av et pipettetrekkerinstrument. Ta sikte på å oppnå en spissdiameter mellom 3 μm og 10 μm.
- Fyll glasskapillæren med den foretrukne stimulusløsningen ved hjelp av en mikrolasterpipettespiss. Pass på å unngå bobler, som kan fjernes ved forsiktig tapping.
- Hvis stimulansen krystalliserer på spissen, rengjør eller erstatt glassstimuluskapillæren.
4. Referanse- og opptakselektroder
- Bruk wolframstenger (127 μm diameter og 76,2 mm lengde) for både referanse- og opptakselektroder. Skjerp referanse- og opptakselektrodene til ca. 1 μm diameter på spissen (formene til disse elektrodene er avbildet i Delventhal et al.36) ved å dyppe dem gjentatte ganger i flere sekunder i enten en 10% KNO3 (~ 1 M) løsning eller en 10% KOH (1,8 M) løsning.
MERK: Denne løsningen krever strøm (0,3-3 mA) for å lette denne prosessen.
5. Klargjøring av flua for baseopptak
- Tegn en enkelt flue fra hetteglasset inn i en aspirator. Trekk ut aspiratoren og fell dyret ved å plassere en finger over enden.
- Fjern fluen i en 200 μL plastpipettespiss. Hold enden av aspiratoren i pipettespissen, bruk enden til å skyve fluen fremover, med hodet først, mot den smale enden av pipettespissen.
- Trim pipettespissen i hver ende (dvs. fremre og bakre for dyret) ved hjelp av et barberblad.
- Bruk enten leire eller et lite stykke bomull for å skyve flua lenger fremover, til halvparten av hodet stikker ut fra enden av den trimmede pipettespissen. Bruk tang til å skyve forsiktig til etiketten foran på hodet er eksponert.
- Fest den trimmede pipettespissen på et glassmikroskopglass ved hjelp av leire (figur 1).
- Under stereomikroskopet plasserer du etiketten sideveis på en deksellapp slik at den ene, sammen med dens 31 smaksensilje, blir eksponert (figur 1). Deksellappen holder etiketten på plass.
6. Elektrofysiologi rigg
- Velg et rom for riggoppsettet som har stabil temperatur og relativ fuktighet (<70%) og er isolert fra kilder til elektrisk og mekanisk støy, for eksempel kjøleskap og sentrifuger.
- Plasser mikroskopet på midten av et antivibrasjonsbord.
- Fest en manuell mikromanipulator til antivibrasjonstabellen (figur 2).
- Fest en aksel i rustfritt stål som holder wolframreferanseelektroden til den manuelle mikromanipulatoren (figur 2).
- Koble motoriserte manipulatorer - en med en holder for opptakselektrodesonden og en annen med en holder koblet til en rustfritt stålaksel for glassstimuluskapillæren - til samme bord ved hjelp av stativ (figur 2).
- Koble opptakselektrodesonden til et IDAC-system (Intelligent Data Acquisition Controller) eller et annet forsterker-/digitaliseringssystem.
- Koble dette IDAC-systemet til datamaskinen på arbeidsstasjonen.
- Jord de manuelle og motoriserte manipulatorene til samme sted i riggen.
- Installer egnet anskaffelsesprogramvare for IDAC-systemet på datamaskinen. Kontroller at driverne for digital anskaffelse er kompatible med operativsystemet (for eksempel Windows XP-7, -8 eller -10) på datamaskinen.
7. Opptak fra taste sensilla
- Plasser forberedelseslysbildet på mikroskoptrinnet med et lavt forstørrelsesmål (f.eks. 10x) på plass. Flytt scenen til etiketten er i fokus i midten av synsfeltet ved både mål med lav forstørrelse og høy forstørrelse (f.eks. 50x).
- Sett referanseelektroden inn i øyet ved hjelp av målet for lav forstørrelse. For å sette inn referanseelektroden, mål øyet på siden av fluen motsatt siden med opptakselektroden, for eksempel hvis opptakselektroden nærmer seg fra høyre, plasser referanseelektroden i venstre øye. Bruk en manuell mikromanipulator for presis innsetting.
- Bring spissen av glassstimuluskapillæren i fokus i sentrum av synsfeltet for både mål med lav forstørrelse og høy forstørrelse ved hjelp av en motorisert mikromanipulator (figur 3).
- Under lav forstørrelse, bring opptakselektroden nær etiketten ved hjelp av en annen motorisert mikromanipulator.
- Under høy forstørrelse, sett opptakselektroden inn i basen av en smaksensillum ved hjelp av den motoriserte mikromanipulatoren til lyden av nevronfyringsaktivitet fra lydutgangen til IDAC-systemet høres.
- Når et stabilt signal er etablert, kan du begynne å ta opp signalet ved hjelp av programvaren som følger med IDAC-systemet (figur 4A-D). For å starte opptaket, trykk på Start opptak knapp.
- Ta med spissen av stimulusglasskapillæren for å dekke spissen av smaksensillumet ved hjelp av den motoriserte manipulatoren.
- For å avslutte stimulansen, fjern glassstimuluskapillæren fra sensillumet ved hjelp av den motoriserte manipulatoren.
- Merk starten og slutten av stimuleringen manuelt ved hjelp av en pedal. Pedalen er koblet til IDAC, og kommunikasjonen med programvaren forenkles gjennom IDAC for å markere starten/slutten på stimulansen.
8. Analyse
- Bruk de forskjellige funksjonene i programvaren som følger med IDAC-systemet for å sortere piggpopulasjoner etter amplitude (når det er mulig) og analysere responsdynamikk.
- For å telle pigger, venstreklikk på opptaket av interesse, og få opp et vindu å velge mellom. Velg Til pigger, og start et annet vindu som heter Konverter bølger til pigger. Skriv inn et navn i Ny-feltet, og trykk på OK-knappen.
- Hvis du skriver inn navnet i Ny-feltet i trinn 8.1.1, kommer du til histogramvisningen for amplitude . Velg amplituden du vil telle, og lukk deretter denne visningen. Venstreklikk for å legge til en teller.
- Undersøk piggene manuelt for å bekrefte konklusjoner basert på analyse med programvare.
MERK: Programvaren tillater også eksport av data i forskjellige formater for videre analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 4A viser spontane pigger som oppstår fra en sensillum. De faller inn i to klasser basert på amplitude, med de større piggene som kommer fra nevronet som er følsomt for bittere forbindelser og de mindre piggene fra nevronet som reagerer på sukker. Forholdet mellom piggamplitude og funksjonell spesifisitet har blitt bekreftet av genetiske eksperimenter 4,14,37,38,39 .
Figur 4B viser responsen til det bitterfølsomme nevronet til S5-sensillumet på lukten av DEET; Denne responsen oppstod uten kontakt mellom DEET-oppløsningen og sensillum. En pigg ser ut til å være av middels amplitude og kan skyldes superposisjon av to mindre pigger, en fra sukkernevronet og en fra det mekanosensoriske nevronet.
Figur 4C viser ON-responsen som oppstår etter kontakt mellom en bitter stimulus og I1-sensillumet, etterfulgt av en AV-respons som oppstår etter avslutning av kontakt. Ikke at størrelsen på OFF-responsen, målt i pigger/s, er større enn ON-responsen.
Figur 4D viser en ON- og en OFF-respons på den bitre forbindelsen berberin fra en I1-sensillum av en annen flueart, Drosophila virilis. En av fordelene med denne teknikken er at den kan utføres på andre arter, inkludert mygg, uten at det er nødvendig å introdusere transgener i dem.
Figur 4E illustrerer to problemer som kan oppstå under opptak. For det første, hvis etiketten ikke er ordentlig festet, kan den bevege seg og produsere pigger fra det mekanosensoriske nevronet i sensillumet. For det andre kan opptakselektroden løsne fra sensillumet, ofte som følge av bevegelse av etiketten. I dette tilfellet går kontakten tapt og elektroden må settes inn igjen for å registrere pigger.
Figur 1: Flueklargjøring for baseopptak. En trimmet pipettespiss som inneholder en hunnflue med etiketten sikkert plassert på et glassdeksel. (A) Både pipettespissen og dekkslipen holdes fast på leirhauger. (B) Høyere forstørrelse av etiketter som hviler på en dekkseddel. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Oppsett av elektrofysiologiske rigger. (A) En oversikt som viser posisjonene til en manuell mikromanipulator for referanseelektroden, en motorisert mikromanipulator for glassstimuluskapillæren og en motorisert mikromanipulator for opptakselektroden. (B) Oversikt som viser holdere for referanseelektroden, glassstimuluskapillæren og opptakselektroden. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Labellum og sensilla. (A) Etiketten under et omvendt mikroskop. Nærbilde av etiketten som viser smakssensiljaen til den ene på etiketten. Det viser også stimulusglasskapillæren nær en av de store sensillaene kjent som L2 (Stor type 2) og en opptakselektrode i bunnen av denne sensillum. (B) Tilgjengelighet av labellar sensilla. Etiketten viser sensilla som er lett tilgjengelig for baseopptak og sensilla som er mindre tilgjengelige på grunn av deres posisjon i forberedelsen som vi vanligvis bruker. Forkortelser: A = anterior; M = medial; P = bakre; L = lateral. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Eksempelspor av spontane pigger, bitre nevronresponser og suboptimale registreringer. (A) Eksempel på spor av spontane pigger. Piggene er fra et bitterfølsomt nevron (røde prikker) og et sukkerfølsomt nevron (grønne prikker) i en I1-sensillum. I tegningen av sensillumet er de bitre, sukker og mekanosensoriske nevronene farget henholdsvis rødt, grønt og svart. (B) Eksempel spor av responsen av det bitre nevronet (røde prikker) i en S5 sensillum til dampen på 1 mM DEET. Legg merke til at de små amplitudepiggene er fra sukkernevronen og mekanosensoriske nevroner, som i dette eksemplet sporer er vanskelige å skille mellom ved amplitude. Forkortelse: DEET = N,N-dietyl-meta-toluamid. (C) Eksempel på spor av ON og OFF responser fra et bittert nevron i I1 sensilla til 1 mM denatonium benzoat. Spikes observeres før (spontan avfyring), under (ON respons), og etter (OFF respons) kontakt med stimulus. Forkortelse: DEN = denatoniumbenzoat. (D) Eksempel på spor av ON og OFF responser fra et bittert nevron i I1 sensilla av D. virilis til 0,5 mM berberinklorid. Spikes observeres før, under og etter kontakt. Forkortelse: BER = berberinklorid. (E) Eksempel på spor av et suboptimalt opptak. Kontakten gikk tapt midt i forsøket på grunn av bevegelsen av etiketten. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I opptak fra noen typer sensilje kan det være utfordrende å skille piggene til forskjellige nevroner. For eksempel produserer sukkernevronene og mekanosensoriske nevronene til S og I sensilla pigger med lignende amplituder, noe som gjør det vanskelig å skille dem 4,14. Vi finner at bruken av en meget skarp wolframopptakselektrode reduserer avfyringen av det mekanosensoriske nevronet, og det samme gjør den fornuftige plasseringen av opptakselektroden. Innsetting av opptakselektroden i kragen på sensillumsokkelen (dvs. i basen, men ikke dypt) resulterer ofte i redusert mekanosensorisk stimulering. I tillegg finner vi at hvis et opptak har et høyt nivå av avfyring av det mekanosensoriske nevronet, fører uttak av opptakselektroden og plassering i en annen posisjon i forhold til sensillumet ofte til et lavere avfyringsnivå.
Å sikre stabiliteten til opptakselektroden gjennom eksperimenter er et annet kritisk problem (se figur 4E). Mekaniske forstyrrelser eller endringer i elektrodeposisjonen kan påvirke kvaliteten på opptakene negativt. Å investere tid og krefter i grundige forberedelser, som spesifisert i protokollen beskrevet ovenfor, er nøkkelen til å forhindre frustrasjon som kan følge av bevegelser.
Vi noterer oss et annet problem vi har observert med visse forbindelser som produserer både ON og OFF svar fra I sensilla av I-a klasse14. Noen ganger fremkaller en andre levering av en stimulus AV, men ikke PÅ-responsen. Årsaken til denne reduksjonen i ON-respons er ukjent.
En annen utfordring med baseinnspilling er at ikke alle sensilla er lett tilgjengelige for innspilling på grunn av sin posisjon på etiketten. Av de 31 etikettene sensilla er bare 26 praktiske å registrere fra, noe som gir en begrensning i teknikken, som illustrert i figur 3B. Imidlertid kan disse sensillaene (I8, I9, I10, L9 og S10) i prinsippet gjøres tilgjengelige ved rotasjon av Olympus-mikroskopets mekaniske XY-trinn.
Til slutt understreker vi viktigheten av å investere innsats i flueforberedelse. En godt forberedt flue er mye mer sannsynlig å gi pålitelige og høykvalitetsopptak i løpet av eksperimentet. I tillegg kan sukrose brukes som en positiv kontroll for å sikre kvaliteten på opptaket; Det fremkaller et svar fra alle labellar sensilla.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å opplyse.
Acknowledgments
Vi takker Zina Berman for støtte, Lisa Baik for kommentarer til manuskriptet og andre medlemmer av Carlson-laboratoriet for diskusjon. Dette arbeidet ble støttet NIH-stipend K01 DC020145 til H.K.M.D; og NIH gir R01 DC02174, R01 DC04729 og R01 DC011697 til JRC
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Microscope | Olympus | BX51WI | equipped with a 50X objective (LMPLFLN 50X, Olympus) and 10X eyepieces. |
| Antivibration Table | TMC | 63-7590E | |
| motorized Micromanipulators | Harvard Apparatus and Märzhäuser Micromanipulators | Micromanipulator PM 10 Piezo Micromanipulator | |
| manual Micromanipulators | Märzhäuser Micromanipulators | MM33 Micromanipulator | |
| Magnetic stands | ENCO | Model #625-0930 | |
| Reference and recording Electrode Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus glass capillary Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Universal Single Ended Probe | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| 4-CHANNEL USB ACQUISITION CONTROLLER , IDAC-4 | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus Controllers | Ockenfels Syntech GmbH | Stimulus Controller CS 55 | |
| Personal Computer | Dell | Vostro | Check for compatibility with digital acquisition system and software |
| Tungsten Rod | A-M Systems | Cat#716000 | |
| Aluminum Foil and/or Faraday Cage | Electromagnetic noise shielding | ||
| Borosilicate Glass Capillaries | World Precision Instruments | 1B100F-4 | |
| Pipette Puller | Sutter Instrument Company | Model P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller | |
| Stereomicroscope | Olympus | VMZ 1x-4x | For fly preparation |
| p200 Pipette Tips | Generic | ||
| Microloader tips | Eppendorf | E5242956003 | |
| 1 ml Syringe | Generic | ||
| Crocodile clips | |||
| Power Transformers | STACO ENERGY PRODUCTS | STACO 3PN221B | Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh |
| Modeling Clay | Generic | ||
| Forceps | Generic | ||
| Plastic Tubing | Saint Gobain | Tygon S3™ E-3603 | |
| Standard culture vials | Archon Scientific | Narrow 1-oz polystyrene vails, each with 10 mL of glucose medium, preloaded with cellulose acetate plugs | |
| Berberine chloride (BER) | Sigma-Aldrich | Cat# Y0001149 | |
| Denatonium benzoate (DEN) | Sigma-Aldrich | Cat# D5765 | |
| N,N-Diethyl-m- toluamide (DEET) | Sigma-Aldrich | Cat# 36542 |
References
- Joseph, R. M., Carlson, J. R. Drosophila chemoreceptors: a molecular interface between the chemical world and the brain. Trends Genet. 31 (12), 683-695 (2015).
- Montell, C. Drosophila sensory receptors-a set of molecular Swiss Army Knives. Genetics. 217 (1), 1-34 (2021).
- Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Curr Biol. 30 (1), 17-30 (2020).
- Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
- He, Z., Luo, Y., Shang, X., Sun, J. S., Carlson, J. R. Chemosensory sensilla of the Drosophila wing express a candidate ionotropic pheromone receptor. PLoS Biol. 17 (5), e2006619 (2019).
- Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J Neurosci. 34 (21), 7148-7164 (2014).
- Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. J Morphol. 150 (2), 327-341 (1976).
- Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 61 (3), 333-342 (2004).
- Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304 (3), 423-437 (2001).
- Siddiqi, O., Rodrigues, V. Genetic analysis of a complex chemoreceptor. Basic Life Sci. 16, 347-359 (1980).
- Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R.
- Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a clade of ionotropic receptors are candidate taste and pheromone receptors. Neuron. 83 (4), 850-865 (2014).
- Sánchez-Alcañiz, J. A., et al. An expression atlas of variant ionotropic glutamate receptors identifies a molecular basis of carbonation sensing. Nat Commun. 9 (1), 4252 (2018).
- Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Diverse mechanisms of taste coding in Drosophila. Sci Adv. 9 (46), (2023).
- Chyb, S., Dahanukar, A., Wickens, A., Carlson, J. R. Drosophila Gr5a encodes a taste receptor tuned to trehalose. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, Suppl 2 14526-14530 (2003).
- Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56 (3), 503-516 (2007).
- Delventhal, R., Carlson, J. R. Bitter taste receptors confer diverse functions to neurons. Elife. 5, e11181 (2016).
- Dweck, H. K. M., Talross, G. J. S., Luo, Y., Ebrahim, S. A. M., Carlson, J. R. Ir56b is an atypical ionotropic receptor that underlies appetitive salt response in Drosophila. Curr Biol. 32 (8), 1776-1787 (2022).
- Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoolog Sci. 19 (9), 1009-1018 (2002).
- Jeong, Y. T., et al. An odorant-binding protein required for suppression of sweet taste by bitter chemicals. Neuron. 79 (4), 725-737 (2013).
- Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (35), 14110-14115 (2007).
- Jiao, Y., Moon, S. J., Wang, X., Ren, Q., Montell, C. Gr64f is required in combination with other gustatory receptors for sugar detection in Drosophila. Curr Biol. 18 (22), 1797-1801 (2008).
- Kim, S. H., et al. Drosophila TRPA1 channel mediates chemical avoidance in gustatory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (18), 8440-8445 (2010).
- Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2 (7), e661 (2007).
- Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. J Neurosci. 32 (4), 1429-1435 (2012).
- Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67 (4), 555-561 (2010).
- Lee, Y., Moon, S. J., Montell, C. Multiple gustatory receptors required for the caffeine response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4495-4500 (2009).
- Lee, Y., Moon, S. J., Wang, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for strychnine sensation. Chem Senses. 40 (7), 525-533 (2015).
- Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 56 (2), 139-152 (2003).
- Moon, S. J., Köttgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Curr Biol. 16 (18), 1812-1817 (2006).
- Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19, 1623-1627 (2009).
- Rimal, S., et al. Mechanism of acetic acid gustatory repulsion in Drosophila. Cell Rep. 26 (6), 1432-1442 (2019).
- Shim, J., et al. The full repertoire of Drosophila gustatory receptors for detecting an aversive compound. Nat Commun. 6, 8867 (2015).
- Xiao, S., Baik, L. S., Shang, X., Carlson, J. R. Meeting a threat of the Anthropocene: Taste avoidance of metal ions by Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (25), e2204238119 (2022).
- Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
- Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J Vis Exp. (84), e51355 (2014).
- Marella, S., et al. Imaging taste responses in the fly brain reveals a functional map of taste category and behavior. Neuron. 49 (2), 285-295 (2006).
- Thorne, N., Amrein, H. Atypical expression of Drosophila gustatory receptor genes in sensory and central neurons. J Comp Neurol. 506 (4), 548-568 (2008).
- Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K.
