Summary
En sällan använd metod för elektrofysiologisk registrering, basregistrering, gör det möjligt att analysera egenskaper hos smakkodning som inte kan undersökas med konventionella registreringsmetoder. Basregistrering gör det också möjligt att analysera smakreaktioner på hydrofoba stimuli som inte kan studeras med traditionella elektrofysiologiska metoder.
Abstract
Insekter smakar på den yttre världen genom smakhår, eller sensilla, som har porer i spetsarna. När en sensillum kommer i kontakt med en potentiell födokälla kommer föreningar från födokällan in genom poren och aktiverar neuroner inuti. I över 50 år har dessa svar registrerats med hjälp av en teknik som kallas spetsregistrering. Denna metod har dock stora begränsningar, inklusive oförmågan att mäta neural aktivitet före eller efter stimuluskontakt och kravet på att smakämnen ska vara lösliga i vattenlösningar. Vi beskriver här en teknik som vi kallar basinspelning, som övervinner dessa begränsningar. Basinspelning gör det möjligt att mäta smakneuronaktiviteten före, under och efter stimuleringen. Således möjliggör det omfattande analys av OFF-svar som uppstår efter en smakstimulus. Det kan användas för att studera hydrofoba föreningar såsom långkedjiga feromoner som har mycket låg löslighet i vatten. Sammanfattningsvis erbjuder basinspelning fördelarna med enkelsensillumelektrofysiologi som ett sätt att mäta neuronal aktivitet - hög rumslig och tidsmässig upplösning, utan behov av genetiska verktyg - och övervinner viktiga begränsningar i den traditionella tipsinspelningstekniken.
Introduction
Insekter, inklusive drosofilida flugor, är utrustade med ett sofistikerat smaksystem som gör det möjligt för dem att extrahera komplex kemisk information från sin omgivning. Detta system gör det möjligt för dem att urskilja den kemiska sammansättningen av olika ämnen och skilja mellan de som är näringsrika och de som är skadliga 1,2.
Kärnan i detta system är specialiserade strukturer som kallas smakhår eller sensilla, strategiskt placerade på olika kroppsdelar. Hos drosophilida flugor är dessa sensilla belägna på labellum, som är det viktigaste smakorganet för flughuvudet 1,2,3,4, samt på benen och vingarna 1,2,5,6. Labellum ligger i spetsen av snabeln och innehåller två lober 4,7,8. Varje lob är täckt med 31 smaksensilla kategoriserade som korta, långa och mellanliggande 4,7,8. Dessa sensilla varje hus 2-4 smak neuroner 1,2,9,10. Dessa smakneuroner uttrycker medlemmar av minst fyra olika genfamiljer, nämligen generna Gustatorium (Gr), Ionotropic receptor (Ir), Pickpocket (Ppk) och Transient receptor potential (Trp) gener 1,2,11,12,13 . Denna mångfald av receptorer och kanaler utrustar insekter med förmågan att känna igen ett brett spektrum av kemiska föreningar, inklusive både icke-flyktiga och flyktiga signaler 1,2,14.
I över 50 år har forskare kvantifierat svaret hos smakneuroner och deras receptorer med hjälp av en teknik som kallas spetsregistrering 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. Denna metod har dock stora begränsningar. För det första kan neural aktivitet endast mätas under kontakt med stimulus, och inte före eller efter kontakt. Denna begränsning utesluter mätning av spontan spikaktivitet och förhindrar mätning av OFF-svar. För det andra kan endast smakämnen som är lösliga i vattenlösningar testas.
Dessa begränsningar kan övervinnas med en sällan använd alternativ elektrofysiologisk teknik som kallas "basinspelning". Här beskriver vi denna teknik, som vi har anpassat från en metod som används av Marion-Poll och kollegor24, och visar de avgörande smakkodningsfunktionerna som den nu bekvämt kan mäta14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Följande protokoll överensstämmer med alla riktlinjer för djurvård från Yale University.
1. Flugor
- Placera 10-15 nyutkomna flugor i färska standardodlingsflaskor vid 25 °C och 60 % relativ luftfuktighet i en 12:12 timmars ljus-mörk cykel.
- Använd flugor när de är 3-7 dagar gamla.
2. Kemosensoriska stimuli
- Erhåll kemosensoriska stimuli av högsta tillgängliga renhet. Förvara dem enligt leverantörens rekommendationer tills de används tills de används.
- Lös upp kemosensoriska stimuli och späd till önskade koncentrationer i vatten eller annat önskat, giftfritt lösningsmedel som paraffinolja. Rör om de beredda lösningarna i minst 1 timme vid upplösta fasta föreningar.
3. Kapillär för stimulans av glas
- Dra i en glaskapillär för att hålla stimulus från en borosilikatglaskapillär (100 mm längd, 1 mm ytterdiameter, 0,58 mm innerdiameter) med hjälp av ett pipettutdragarinstrument. Sikta på att uppnå en spetsdiameter mellan 3 μm och 10 μm.
- Fyll glaskapillären med den föredragna stimuluslösningen med hjälp av en pipettspets med mikroladdare. Var noga med att undvika bubblor, som kan avlägsnas genom att knacka försiktigt.
- Om stimulus kristalliserar vid spetsen, rengör eller byt ut glasstimuluskapillären.
4. Referens- och registreringselektroder
- Använd volframstavar (127 μm diameter och 76,2 mm längd) för både referens- och registreringselektroder. Skärp referens- och registreringselektroderna till cirka 1 μm diameter vid spetsen (formen på dessa elektroder avbildas i Delventhal et al.36) genom att doppa dem upprepade gånger i flera sekunder i antingen en 10 % KNO3 (~1 M) lösning eller en 10 % KOH (1,8 M) lösning.
OBS: Denna lösning kräver ström (0.3-3 mA) för att underlätta denna process.
5. Förberedelse av flugan för basinspelning
- Dra en fluga från injektionsflaskan till en sug. Dra ut sugen och fånga djuret genom att placera ett finger över änden.
- Skjut ut flugan i en 200 μL pipettspets av plast. Håll änden av sugen i pipettspetsen och använd änden för att trycka gylfen framåt, med huvudet först, mot den smala änden av pipettspetsen.
- Trimma pipettspetsen i varje ände (dvs. främre och bakre av djuret) med ett rakblad.
- Använd antingen lera eller en liten bit bomull för att trycka gylfen framåt ytterligare, tills halva huvudet sticker ut från änden av den trimmade pipettspetsen. Använd en pincett för att försiktigt trycka tills labellum på framsidan av huvudet exponeras.
- Fäst den trimmade pipettspetsen på ett glasmikroskopglas med hjälp av lera (Figur 1).
- Under stereomikroskopet, placera labellum lateralt på ett täckglas så att en lob, tillsammans med dess 31 smaksensilla, exponeras (figur 1). Täckglaset håller etiketten på plats.
6. Elektrofysiologisk rigg
- Välj ett rum för rigginstallationen som har stabil temperatur och relativ luftfuktighet (<70 %) och som är isolerat från källor till elektriskt och mekaniskt brus, t.ex. kylskåp och centrifuger.
- Placera mikroskopet i mitten av ett antivibrationsbord.
- Fäst en manuell mikromanipulator på antivibrationsbordet (Figur 2).
- Fäst en axel av rostfritt stål som håller volframreferenselektroden på den manuella mikromanipulatorn (Figur 2).
- Anslut motoriserade manipulatorer – en med en hållare för inspelningselektrodsonden och en andra med en hållare ansluten till en axel i rostfritt stål för glasstimuluskapillären – till samma bord med hjälp av stativ (figur 2).
- Anslut inspelningselektrodsonden till ett IDAC-system (Intelligent Data Acquisition Controller) eller en annan förstärkare/digitaliseringssystem.
- Länka det här IDAC-systemet till datorn på arbetsstationen.
- Jorda de manuella och motoriserade manipulatorerna till samma plats i riggen.
- Installera lämplig programvara för insamling av IDAC-systemet på datorn. Se till att drivrutinerna för digital registrering är kompatibla med operativsystemet (t.ex. Windows XP-7, -8 eller -10) på datorn.
7. Inspelning från smaksensilla
- Placera preparationsglaset på mikroskopet stage med en låg förstoring (t.ex. 10x) objektiv på plats. Flytta scenen tills labellum är i fokus i mitten av synfältet vid både låg förstoring och hög förstoring (t.ex. 50x).
- Sätt in referenselektroden i ögat med hjälp av objektivet med låg förstoring. För att sätta in referenselektroden, rikta ögat på den sida av flugan som är motsatt sidan med registreringselektroden, t.ex.ample, om registreringselektroden närmar sig från höger, placera referenselektroden i det vänstra ögat. Använd en manuell mikromanipulator för exakt insättning.
- För spetsen av glasstimuluskapillären i fokus i mitten av synfältet för både lågförstorings- och högförstoringsobjektiv med hjälp av en motoriserad mikromanipulator (figur 3).
- Vid låg förstoring, för inspelningselektroden nära etiketten med hjälp av en andra motoriserad mikromanipulator.
- Under hög förstoring sätter du in inspelningselektroden i basen av en smaksensor med hjälp av den motoriserade mikromanipulatorn tills ljudet av neuronal avfyrningsaktivitet från ljudutgången från IDAC-systemet hörs.
- När en stabil signal har upprättats börjar du spela in signalen med hjälp av programvaran som medföljer IDAC-systemet (Figur 4A-D). För att starta inspelningen, tryck på knappen Starta inspelning.
- Ta med spetsen på stimulusglasets kapillär för att täcka spetsen på smaksensillum med hjälp av den motoriserade manipulatorn.
- För att avsluta stimuleringen, ta bort glasstimuluskapillären från sensillum med hjälp av den motoriserade manipulatorn.
- Markera början och slutet av stimuleringen manuellt med en pedal. Pedalen är ansluten till IDAC, och dess kommunikation med programvaran underlättas genom IDAC för att markera start/slut på stimulansen.
8. Bedömning
- Använd de olika funktionerna i programvaran som levereras med IDAC-systemet för att sortera topppopulationer efter amplitud (när det är möjligt) och analysera svarsdynamiken.
- För att räkna toppar, vänsterklicka på inspelningen av intresse och få upp ett fönster att välja från. Välj Till toppar och öppna ett annat fönster med namnet Konvertera vågor till toppar. Ange ett namn i fältet Nytt och tryck på OK .
- Om du anger namnet i fältet Nytt i steg 8.1.1 kommer du till vyn Amplitudhistogram . Välj amplitud som ska räknas och stäng sedan den här vyn. Vänsterklicka för att lägga till en räknare.
- Undersök topparna manuellt för att bekräfta slutsatser baserade på analys med programvara.
OBS: Programvaran tillåter också export av data i olika format för vidare analys.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 4A visar spontana spikar som uppstår från en sensillum. De delas in i två klasser baserat på amplitud, där de större spikarna kommer från neuronen som är känslig för bittra föreningar och de mindre spikarna från neuronen som reagerar på socker. Sambandet mellan spikamplitud och funktionell specificitet har bekräftats av genetiska experiment 4,14,37,38,39 .
Figur 4B visar responsen hos den bitterkänsliga neuronen i S5 sensillum på lukten av DEET; Denna reaktion inträffade utan någon kontakt mellan DEET-lösningen och sensillum. En spik verkar ha en intermediär amplitud och kan vara resultatet av superpositionen av två mindre spikar, en från sockerneuronen och en från den mekanosensoriska neuronen.
Figur 4C visar ON-responsen som uppstår efter kontakt mellan en bitter stimuli och I1-sensillum, följt av en OFF-respons som inträffar efter att kontakten avslutats. Inte för att storleken på OFF-responsen, mätt i spikar/s, är större än ON-responsen.
Figur 4D visar en PÅ- och en AV-respons på den bittra föreningen berberin från en I1 sensillum av en annan flugart, Drosophila virilis. En av fördelarna med denna teknik är att den kan utföras på andra arter, inklusive myggor, utan att några transgener behöver införas i dem.
Figur 4E illustrerar två problem som kan uppstå under inspelning. För det första, om labellum inte är ordentligt fastsatt kan den röra sig, vilket ger upphov till spikar från den mekanosensoriska neuronen i sensillum. För det andra kan inspelningselektroden lossna från sensillum, ofta som ett resultat av rörelse av labellum. I det här fallet förloras kontakten och elektroden måste sättas in igen för att registrera spikar.
Figur 1: Flygförberedelse för basinspelning. En trimmad pipettspets som innehåller en flughona med etiketten säkert placerad på ett glasglas. (A) Både pipettspetsen och täckglaset hålls säkert på lerhögar. (B) Högre förstoring av labellum som vilar på ett täckglas. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Inställning av elektrofysiologisk rigg. (A) En översikt som visar positionerna för en manuell mikromanipulator för referenselektroden, en motoriserad mikromanipulator för glasstimuluskapillären och en motoriserad mikromanipulator för registreringselektroden. (B) Översikt som visar hållare för referenselektroden, glasstimuluskapillären och registreringselektroden. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Labellum och sensilla. (A) Labellum under ett inverterat mikroskop. Närbild av labellum som visar smaksensillen av en lob av labellum. Den visar också stimulusglasets kapillär nära en av de stora sensillorna som kallas L2 (Large type 2) och en registrerande elektrod i basen av denna sensillum. (B) Tillgänglighet för labellar sensilla. Labellum som visar sensilla som är lättillgängliga för basinspelning och sensilla som är mindre tillgängliga på grund av deras position i beredningen som vi vanligtvis använder. Förkortningar: A = främre; M = medial; P = bakre; L = lateral. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Exempel på spår av spontana toppar, bittra neuronsvar och suboptimal registrering. (A) Exempel på spår av spontana toppar. Taggarna kommer från en bitterkänslig neuron (röda prickar) och en sockerkänslig neuron (gröna prickar) i en I1 sensillum. I teckningen av sensillum är de bittra, socker- och mekanosensoriska neuronerna färgade röda, gröna respektive svarta. (B) Exempel på spår av svaret från den bittra neuronen (röda prickar) i en S5-sensillum på ångan av 1 mM DEET. Observera att de små amplitudspikarna kommer från sockerneuronen och mekanosensoriska neuroner, som i det här exemplet är svåra att skilja åt med amplitud. Förkortning: DEET = N,N-dietyl-meta-toluamid. (C) Exempel på spår av PÅ- och AV-responser från en bitter neuron i I1 sensilla till 1 mM denatoniumbensoat. Spikar observeras före (spontan avfyrning), under (PÅ-respons) och efter (OFF-respons) kontakt med stimulus. Förkortning: DEN = denatoniumbensoat. (D) Exempel på spår av PÅ- och AV-respons från en bitter neuron i I1 sensilla av D. virilis till 0,5 mM berberinklorid. Spikar observeras före, under och efter kontakt. Förkortning: BER = berberinklorid. (E) Exempel på spår av en suboptimal registrering. Kontakten förlorades mitt i experimentet på grund av labellumens rörelse. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I inspelningar från vissa typer av sensilla kan det vara svårt att skilja spikarna hos olika neuroner. Till exempel producerar sockerneuronerna och mekanosensoriska neuronerna i S och I sensilla spikar med liknande amplituder, vilket gör det svårt att skilja demåt 4,14. Vi finner att användningen av en mycket vass volframinspelningselektrod minskar avfyrningen av den mekanosensoriska neuronen, liksom den kloka placeringen av inspelningselektroden. Insättning av registreringselektroden i kragen på sensillumhylsan (dvs. i basen men inte djupt) resulterar ofta i minskad mekanosensorisk stimulering. Dessutom finner vi att om en inspelning har en hög nivå av avfyrning av den mekanosensoriska neuronen, leder tillbakadragande av inspelningselektroden och placering av den i en annan position i förhållande till sensillum ofta till en lägre nivå av avfyrning.
Att säkerställa stabiliteten hos registreringselektroden under hela experimenten är en annan kritisk fråga (se figur 4E). Mekaniska störningar eller förskjutningar i elektrodens position kan påverka kvaliteten på inspelningarna negativt. Att investera tid och ansträngning i grundliga förberedelser, som anges i protokollet som beskrivs ovan, är nyckeln till att förhindra frustration som kan uppstå på grund av labellum-rörelser.
Vi noterar ett annat problem som vi har observerat med vissa föreningar som producerar både PÅ- och AV-svar från I sensilla i I-a-klass14. Ibland framkallar en andra leverans av ett stimulus OFF men inte ON-svaret. Orsaken till denna minskning av ON-svaret är okänd.
En annan utmaning som man stöter på vid basinspelning är att inte alla sensilla är lättillgängliga för inspelning på grund av deras position på etiketten. Av de 31 labellar sensilla-lamporna är endast 26 praktiska att spela in från, vilket innebär en begränsning för tekniken, som illustreras i figur 3B. Men i princip kan dessa sensilla (I8, I9, I10, L9 och S10) göras tillgängliga genom att rotera Olympus-mikroskopets mekaniska XY-steg.
Slutligen betonar vi vikten av att satsa på att förbereda flugor. En väl förberedd fluga är mycket mer benägen att ge tillförlitliga och högkvalitativa inspelningar under hela experimentets gång. Dessutom kan sackaros användas som en positiv kontroll för att säkerställa kvaliteten på inspelningen; Det framkallar ett svar från alla Labellar Sensilla.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att uppge.
Acknowledgments
Vi tackar Zina Berman för stödet, Lisa Baik för kommentarer på manuskriptet och andra medlemmar i Carlson-laboratoriet för diskussion. Detta arbete stöddes av NIH grant K01 DC020145 till H.K.M.D; och NIH beviljar R01 DC02174, R01 DC04729 och R01 DC011697 till J.R.C.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Microscope | Olympus | BX51WI | equipped with a 50X objective (LMPLFLN 50X, Olympus) and 10X eyepieces. |
| Antivibration Table | TMC | 63-7590E | |
| motorized Micromanipulators | Harvard Apparatus and Märzhäuser Micromanipulators | Micromanipulator PM 10 Piezo Micromanipulator | |
| manual Micromanipulators | Märzhäuser Micromanipulators | MM33 Micromanipulator | |
| Magnetic stands | ENCO | Model #625-0930 | |
| Reference and recording Electrode Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus glass capillary Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Universal Single Ended Probe | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| 4-CHANNEL USB ACQUISITION CONTROLLER , IDAC-4 | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus Controllers | Ockenfels Syntech GmbH | Stimulus Controller CS 55 | |
| Personal Computer | Dell | Vostro | Check for compatibility with digital acquisition system and software |
| Tungsten Rod | A-M Systems | Cat#716000 | |
| Aluminum Foil and/or Faraday Cage | Electromagnetic noise shielding | ||
| Borosilicate Glass Capillaries | World Precision Instruments | 1B100F-4 | |
| Pipette Puller | Sutter Instrument Company | Model P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller | |
| Stereomicroscope | Olympus | VMZ 1x-4x | For fly preparation |
| p200 Pipette Tips | Generic | ||
| Microloader tips | Eppendorf | E5242956003 | |
| 1 ml Syringe | Generic | ||
| Crocodile clips | |||
| Power Transformers | STACO ENERGY PRODUCTS | STACO 3PN221B | Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh |
| Modeling Clay | Generic | ||
| Forceps | Generic | ||
| Plastic Tubing | Saint Gobain | Tygon S3™ E-3603 | |
| Standard culture vials | Archon Scientific | Narrow 1-oz polystyrene vails, each with 10 mL of glucose medium, preloaded with cellulose acetate plugs | |
| Berberine chloride (BER) | Sigma-Aldrich | Cat# Y0001149 | |
| Denatonium benzoate (DEN) | Sigma-Aldrich | Cat# D5765 | |
| N,N-Diethyl-m- toluamide (DEET) | Sigma-Aldrich | Cat# 36542 |
References
- Joseph, R. M., Carlson, J. R. Drosophila chemoreceptors: a molecular interface between the chemical world and the brain. Trends Genet. 31 (12), 683-695 (2015).
- Montell, C. Drosophila sensory receptors-a set of molecular Swiss Army Knives. Genetics. 217 (1), 1-34 (2021).
- Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Curr Biol. 30 (1), 17-30 (2020).
- Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
- He, Z., Luo, Y., Shang, X., Sun, J. S., Carlson, J. R. Chemosensory sensilla of the Drosophila wing express a candidate ionotropic pheromone receptor. PLoS Biol. 17 (5), e2006619 (2019).
- Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J Neurosci. 34 (21), 7148-7164 (2014).
- Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. J Morphol. 150 (2), 327-341 (1976).
- Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 61 (3), 333-342 (2004).
- Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304 (3), 423-437 (2001).
- Siddiqi, O., Rodrigues, V. Genetic analysis of a complex chemoreceptor. Basic Life Sci. 16, 347-359 (1980).
- Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R.
- Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a clade of ionotropic receptors are candidate taste and pheromone receptors. Neuron. 83 (4), 850-865 (2014).
- Sánchez-Alcañiz, J. A., et al. An expression atlas of variant ionotropic glutamate receptors identifies a molecular basis of carbonation sensing. Nat Commun. 9 (1), 4252 (2018).
- Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Diverse mechanisms of taste coding in Drosophila. Sci Adv. 9 (46), (2023).
- Chyb, S., Dahanukar, A., Wickens, A., Carlson, J. R. Drosophila Gr5a encodes a taste receptor tuned to trehalose. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, Suppl 2 14526-14530 (2003).
- Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56 (3), 503-516 (2007).
- Delventhal, R., Carlson, J. R. Bitter taste receptors confer diverse functions to neurons. Elife. 5, e11181 (2016).
- Dweck, H. K. M., Talross, G. J. S., Luo, Y., Ebrahim, S. A. M., Carlson, J. R. Ir56b is an atypical ionotropic receptor that underlies appetitive salt response in Drosophila. Curr Biol. 32 (8), 1776-1787 (2022).
- Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoolog Sci. 19 (9), 1009-1018 (2002).
- Jeong, Y. T., et al. An odorant-binding protein required for suppression of sweet taste by bitter chemicals. Neuron. 79 (4), 725-737 (2013).
- Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (35), 14110-14115 (2007).
- Jiao, Y., Moon, S. J., Wang, X., Ren, Q., Montell, C. Gr64f is required in combination with other gustatory receptors for sugar detection in Drosophila. Curr Biol. 18 (22), 1797-1801 (2008).
- Kim, S. H., et al. Drosophila TRPA1 channel mediates chemical avoidance in gustatory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (18), 8440-8445 (2010).
- Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2 (7), e661 (2007).
- Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. J Neurosci. 32 (4), 1429-1435 (2012).
- Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67 (4), 555-561 (2010).
- Lee, Y., Moon, S. J., Montell, C. Multiple gustatory receptors required for the caffeine response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4495-4500 (2009).
- Lee, Y., Moon, S. J., Wang, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for strychnine sensation. Chem Senses. 40 (7), 525-533 (2015).
- Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 56 (2), 139-152 (2003).
- Moon, S. J., Köttgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Curr Biol. 16 (18), 1812-1817 (2006).
- Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19, 1623-1627 (2009).
- Rimal, S., et al. Mechanism of acetic acid gustatory repulsion in Drosophila. Cell Rep. 26 (6), 1432-1442 (2019).
- Shim, J., et al. The full repertoire of Drosophila gustatory receptors for detecting an aversive compound. Nat Commun. 6, 8867 (2015).
- Xiao, S., Baik, L. S., Shang, X., Carlson, J. R. Meeting a threat of the Anthropocene: Taste avoidance of metal ions by Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (25), e2204238119 (2022).
- Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
- Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J Vis Exp. (84), e51355 (2014).
- Marella, S., et al. Imaging taste responses in the fly brain reveals a functional map of taste category and behavior. Neuron. 49 (2), 285-295 (2006).
- Thorne, N., Amrein, H. Atypical expression of Drosophila gustatory receptor genes in sensory and central neurons. J Comp Neurol. 506 (4), 548-568 (2008).
- Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K.
