Biosensing Motor Neuron Membraan Potentieel in Live Zebrafish Embryo's
Summary
Protocols described here allow for the study of the electrical properties of excitable cells in the most non-invasive physiological conditions by employing zebrafish embryos in an in vivo system together with a fluorescence resonance energy transfer (FRET)-based genetically encoded voltage indicator (GEVI) selectively expressed in the cell type of interest.
Abstract
The protocols described here are designed to allow researchers to study cell communication without altering the integrity of the environment in which the cells are located. Specifically, they have been developed to analyze the electrical activity of excitable cells, such as spinal neurons. In such a scenario, it is crucial to preserve the integrity of the spinal cell, but it is also important to preserve the anatomy and physiological shape of the systems involved. Indeed, the comprehension of the manner in which the nervous system-and other complex systems-works must be based on a systemic approach. For this reason, the live zebrafish embryo was chosen as a model system, and the spinal neuron membrane voltage changes were evaluated without interfering with the physiological conditions of the embryos.
Here, an approach combining the employment of zebrafish embryos with a FRET-based biosensor is described. Zebrafish embryos are characterized by a very simplified nervous system and are particularly suited for imaging applications thanks to their transparency, allowing for the employment of fluorescence-based voltage indicators at the plasma membrane during zebrafish development. The synergy between these two components makes it possible to analyze the electrical activity of the cells in intact living organisms, without perturbing the physiological state. Finally, this non-invasive approach can co-exist with other analyses (e.g., spontaneous movement recordings, as shown here).
Introduction
In vivo systeemanalyse analyse maakt wetenschappers in staat om cellulaire gedrag op de meest betrouwbare manier te onderzoeken. Dit is vooral waar wanneer de onderzochte activiteit sterk beïnvloed wordt door cel-cel interacties (zowel contact- als niet-contactafhankelijk), zoals in het zenuwstelsel, waarbij membraanspanning verandert de communicatie onder excitabele cellen. Het begrip van de informatie die door deze elektrische signalen wordt gecodeerd, is de sleutel tot het begrijpen van de manier waarop het zenuwstelsel in zowel fysiologische als ziektestaten werkt.
Om cellulaire elektrische eigenschappen te bestuderen in de meest niet-invasieve fysiologische omstandigheden, zijn verscheidene genetisch gecodeerde spanningsindicatoren recentelijk ontwikkeld 1 . In tegenstelling tot de vorige generaties optische spanningsensoren (voornamelijk spanningsgevoelige kleurstoffen) 2 , bieden GEVI's in vivo analyses van het intacte neurale systeem enHun expressie kan worden beperkt tot specifieke celtypen of populaties.
Het embryo van de zebravis is het in vivo "substraat" van de keuze om te profiteren van het grote potentieel dat aan GEVI's wordt toegeschreven. Dankzij zijn optische helderheid en zijn vereenvoudigde, maar evolutionair geconserveerde zenuwstelsel, maakt het zebravismodel de identificatie en manipulatie van elke cellulaire component in een netwerk eenvoudig. De werkgelegenheid van de FRV-GEVI-zeemeermin 3 leidde immers tot het identificeren van pre-symptomatische veranderingen in het spinale motorische neurongedrag in een zebravismodel van amyotrofe laterale sclerose (ALS) 4 .
Het volgende in vivo protocol beschrijft hoe de elektrische eigenschappen van spinale motorische neuronen in intacte zebravis embryo's op een neuronale manier worden uitgedrukt. Bovendien toont het aan hoe farmacologisch geïnduceerde chanGes in dergelijke elektrische eigenschappen kan worden geassocieerd met veranderingen in de frequentie van embryonale spontane spoelingen, de stereotype motorische activiteit die het bewegingsgedrag van de zebravis in zeer vroege ontwikkelingsstadia kenmerkt.
Protocol
Representative Results
Discussion
Het hier gepresenteerde protocol liet ons de associatie tussen de elektrische eigenschappen van embryo-spinale motorische neuronen en de spontane coilgedrag, de vroegste stereotiepe motoractiviteit, ongeveer 17 pk. Van embryonale ontwikkeling verkennen en duurt tot 24 pkf 10 .
Onze aanpak biedt onderzoekers een instrument om het neurale systeem van intacte embryo's te bestuderen, waarbij de complexiteit van de interacties tussen cellen in een ontwikkelend function…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors would like to thank Simona Rodighiero for her priceless support with the FRET imaging analysis.
Materials
| Low Melting Point Agarose | Sigma-Aldrich | A9414 |
| DMSO | Sigma-Aldrich | W387520 |
| Riluzole | Sigma-Aldrich | R116 |
| Pfu Ultra HQ DNA polymerase | Agilent Technologies – Stratagene Products Division | 600389 |
| T3 Universal primer | Sigma-Aldrich | |
| Wizard SV Gel and PCR Clean-Up system | Promega | A9280 |
| Universal SmaI primer | Eurofins | |
| StrataClone Mammalian Expression Vector System / pCMV-SC blunt vector | Agilent Technologies – Stratagene Products Division | 240228 |
| SmaI | New England Biolabs | R0141S |
| T4 DNA ligase | Promega | M1801 |
| SalI | New England Biolabs | R0138S |
| EcoRV | New England Biolabs | R0195S |
| 35 mm, glass-bottomed imaging dish | Ibidi | 81151 |
| forceps | Sigma-Aldrich | F6521 |
| Stereomicroscope | Leica Microsystems | M10 F |
| Digital camera | Leica Microsystems | DFC 310 FX |
| Leica Application Suite 4.7.1 software | Leica Microsystems | |
| QuickTime Player, v10.4 | Apple | |
| Confocal microscope (inverted) | Leica Microsystems | TCS SP5 |
| Microinjector | Eppendorf | Femtojet |
| ImageJ macro Biosensor_FRET | ||
| GraphPad Prism 6.0c | GraphPad Software, Inc |
References
- Knöpfel, T., Gallero-Salas, Y., Song, C. Genetically encoded voltage indicators for large scale cortical imaging come of age. Curr Opin Chem Biol. 27, 75-83 (2015).
- Chemla, S., Chavane, F. Voltage-sensitive dye imaging: Technique review and models. J Physiol Paris. 104 (1-2), 40-50 (2010).
- Tsutsui, H., Karasawa, S., Okamura, Y., Miyawaki, A. Improving membrane voltage measurements using FRET with new fluorescent proteins. Nat Methods. 5 (8), 683-685 (2008).
- Benedetti, L., et al. INaP selective inhibition reverts precocious inter- and motorneurons hyperexcitability in the Sod1-G93R zebrafish ALS model. Sci Rep. 6, 24515 (2016).
- Pennati, R., et al. Morphological differences between larvae of the Ciona intestinalis species complex: hints for a valid taxonomic definition of distinct species. PLoS ONE. 10 (5), 0122879 (2015).
- Park, H. C., et al. Analysis of upstream elements in the HuC promoter leads to the establishment of transgenic zebrafish with fluorescent neurons. Dev Biol. 227 (2), 279-293 (2000).
- Yuan, S., Sun, Z. Microinjection of mRNA and morpholino antisense oligonucleotides in zebrafish embryos. J Vis Exp. (27), (2009).
- Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J Vis Exp. (25), (2009).
- Drapeau, P., et al. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
- Brustein, E., et al. Steps during the development of the zebrafish locomotor network. J Physiol Paris. 97 (1), 77-86 (2003).
- Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88, 1-13 (1999).
- Kawakami, K. Tol2: a versatile gene transfer vector in vertebrates. Genome Biol. 8, (2007).
- Sungmoo, L., et al. Imaging Membrane Potential with Two Types of Genetically Encoded Fluorescent Voltage Sensors. J Vis Exp. (108), e53566 (2016).
