Summary
Здесь представлен протокол сохранения сосудистой сократимости ткани легких мышей PCLS, в результате чего получается сложное трехмерное изображение легочной сосудистой системы и дыхательных путей, которое может сохраняться до 10 дней, подверженных многочисленным процедурам.
Abstract
Визуализация мышиной легочной ткани предоставляет ценную структурную и клеточную информацию о нижележащих дыхательных путях и сосудистой сети. Тем не менее, сохранение легочных сосудов, которые действительно представляют физиологические условия, по-прежнему представляет проблемы. Кроме того, деликатная конфигурация мышиных легких приводит к техническим проблемам при подготовке образцов для высококачественных изображений, которые сохраняют как клеточный состав, так и архитектуру. Аналогичным образом, анализы клеточной сократимости могут быть выполнены для изучения потенциала клеток реагировать на сосудосуживатели in vitro,но эти анализы не воспроизводят сложную среду неповрежденного легкого. В отличие от этих технических проблем, метод прецизионного разреза легочного среза (PCLS) может применяться в качестве эффективной альтернативы для визуализации легочной ткани в трех измерениях без регионального смещения и служить живой суррогатной моделью сократимости на срок до 10 дней. Ткань, приготовленная с использованием PCLS, имеет сохраненную структуру и пространственную ориентацию, что делает ее идеальной для изучения болезненных процессов ex vivo. Расположение эндогенных tdTomato-меченых клеток в PCLS, собранных из индуцируемой tdTomato репортерной мышиной модели, может быть успешно визуализировано с помощью конфокальной микроскопии. После воздействия сосудосуживающих средств PCLS демонстрирует сохранение как сократимости сосудов, так и структуры легких, которые могут быть захвачены модулем замедленной съемки. В сочетании с другими процедурами, такими как вестерн-блот и анализ РНК, PCLS может способствовать всестороннему пониманию сигнальных каскадов, которые лежат в основе широкого спектра расстройств и приводят к лучшему пониманию патофизиологии при заболеваниях легочных сосудов.
Introduction
Достижения в области подготовки и визуализации легочной ткани, которая сохраняет клеточные компоненты без ущерба для анатомической структуры, обеспечивают подробное понимание легочных заболеваний. Способность идентифицировать белки, РНК и другие биологические соединения при сохранении физиологической структуры предлагает жизненно важную информацию о пространственном расположении клеток, которая может расширить понимание патофизиологии при многочисленных легочных заболеваниях. Эти подробные изображения могут привести к лучшему пониманию заболеваний легочных сосудов, таких как гипертония легочной артерии, при применении к животным моделям, что потенциально приводит к улучшению терапевтических стратегий.
Несмотря на достижения в области технологий, получение высококачественных изображений мышиной легочной ткани остается проблемой. Дыхательный цикл обусловлен отрицательным внутриторакальным давлением, создаваемым при вдохе1. При традиционном получении биопсии и подготовке образцов легких к визуализации теряется отрицательный градиент давления, что приводит к коллапсу дыхательных путей и сосудистой среды, которая больше не проявляет себя в своем нынешнем состоянии. Для достижения реалистичных изображений, отражающих текущие условия, легочные дыхательные пути должны быть повторно надуты, а сосудистая система перфузирована, превращая динамическое легкое в статическую арматуру. Применение этих различных методов позволяет сохранить структурную целостность, легочную сосудистую систему и клеточные компоненты, включая иммунные клетки, такие как макрофаги, что позволяет рассматривать легочную ткань как можно ближе к ее физиологическому состоянию.
Прецизионная разрезанная нарезка легких (PCLS) является идеальным инструментом для изучения анатомии и физиологии легочной сосудистой жидкости2. PCLS обеспечивает детальную визуализацию легочной ткани в трех измерениях с сохранением структурных и клеточных компонентов. PCLS был использован в моделях животных и человека, чтобы обеспечить живые изображения клеточных функций с высоким разрешением в трех измерениях, что делает его идеальным инструментом для изучения потенциальных терапевтических целей, измерения небольшого сокращения дыхательных путей и изучения патофизиологии хронических заболеваний легких, таких как ХОБЛ, ILD и рак легких3. Используя аналогичные методы, воздействие образцов PCLS на сосудосуживающих средств может сохранить структуру легких и сократимость сосудов, воспроизводя условия in vitro. Наряду с сохранением сократимости, подготовленные образцы могут подвергаться дополнительному анализу, такому как секвенирование РНК, вестерн-блот и проточная цитометрия при правильном приготовлении. Наконец, клетки с маркировкой репортерного цвета, отмеченные флуоресценцией tdTomato после сбора урожая в легких, могут сохранять маркировку после подготовки микросрезов, что делает ее идеальной для исследований отслеживания клеток. Интеграция этих методов обеспечивает сложную модель, сохраняющую пространственное расположение клеток и сократимость сосудов, что может привести к более детальному пониманию сигнальных каскадов и потенциальных терапевтических вариантов при заболевании легочной сосудистой системы.
В этой рукописи ткань легких мыса PCLS подвергается воздействию сосудосуживающих средств, демонстрируя сохраненную структурную целостность и сократимость сосудов. Исследование показывает, что ткань, подготовленная и обработанная надлежащим образом, может оставаться жизнеспособной в течение 10 дней. Исследование также демонстрирует сохранение клеток с эндогенной флуоресценцией (tdTomato), что позволяет образцам предоставлять изображения с высоким разрешением легочной сосудистой области и архитектуры. Наконец, были описаны способы обработки и подготовки срезов тканей для измерения РНК и вестерн-блотта для исследования основных механизмов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Весь уход за животными соответствовал руководящим принципам Бостонской детской больницы и утвержденным Комитетом по институциональным уходу и использованию животных протоколов. Мыши, используемые в этом исследовании, являются дикими мышами типа C57 / B6 и скрещенными мышами Cdh5-CreERT2 x Ai14 tdTomato.
1. Приготовление растворов
- Заранее готовят фосфатный буферный раствор (1x PBS) и 2% раствор агарозы, необходимый во время эксперимента.
- Смешайте 2 г порошка агарозы в 100 мл автоклавной воды. Нагревайте его в микроволновой печи несколько секунд за раз, пока раствор не очистится.
- Поместите раствор на водяную баню при 42 °C до использования.
ПРИМЕЧАНИЕ: Как PBS, так и 2% агароза могут храниться при комнатной температуре в течение нескольких недель.
2. Извлечение легкого мыши
- Усыпить мышь при передозировке изофлурана. Достичь передозировки изофлурана, поместив небольшое количество изофлурана на папиросную бумагу на нижнем уровне и поместив мышь на верхний уровень в осушитель. Мышь остается в адсорбаторе до потери сознания.
- Обеспечьте гибель мыши, применяя нижнее давление на шею и вытягивая каудаль на хвост. Поднесите мышь к рассекающей поверхности.
- Поместите мышь в положение лежа на спине и закрепите ее на месте, приклеив лапы и нос к столу скотчем.
- Опрыскайте вентральную поверхность мыши 70% этанолом и вытрите избыток этанола.
- Поднимите брюшную кожу мыши щипцами в месте расположения мочевого пузыря и разрезайте по средней линии хирургическими ножницами, двигаясь выше шейного отдела, обнажая трахею.
- Поднимите подстилающей фасциальный слой пинцетем и разрезайте хирургическими ножницами, чтобы обнажить висцеральные органы и медиастинальный компартмент, снова разрезая ниже верхнего.
- Отрежьте грудину по средней линии, чтобы обнажить сердце и легкие.
- Используя тупое рассечение, отделяют диафрагму от печени и брюшного отсека.
- Найдите нижнюю полую вену (IVC) под кишечником и отрежьте IVC.
- Найдите нужный желудочек.
ПРИМЕЧАНИЕ: Правый желудочек будет иметь более светлый вид по сравнению с левым желудочком, и внутрижелудочковая перегородка должна быть визуализирована, отделяя правый желудочек от левого желудочка. - Вводят 0,5 мл 1% фракционированного гепарина в правый желудочек иглой бабочки 25-30 г, а затем медленно, но неуклонно смывают 10-15 мл 1x PBS(рисунок 1A).
- Соблюдайте осторожность, чтобы не вводить иглу через сердце и вводить гепарин в полость средостения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Инъекция 1x PBS делает легочную ткань белой. Жидкость, экстравазируя из брюшной аорты, должна быть прозрачной и бесцветной, а печень может стать белой на вид после успешного гиперемия.
- Соблюдайте осторожность, чтобы не вводить иглу через сердце и вводить гепарин в полость средостения.
- Найдите гортань и рассекайте окружающую фасцию и ткань с помощью тупого пинцета.
- Наложите хирургический шов под трахею и свободно завяжите хирургический узел.
- Поместите небольшое отверстие в трахее выше струны и канулируйте с помощью 20 г тупой иглы.
- Затяните шов вокруг иглы и трахеи с помощью хирургического узла.
- Вводят 2,5-4 мл агарозы в трахею и контролируют инфляцию легких.
- После того, как агароза закапывается, льют холодным, охлажденным 1x PBS над легким, чтобы затвердеть агарозу.
- Разрезать трахею выше хирургического шва и рассечь легкие и сердце от средостения путем удаления любых спаек и фасций.
- После затвердевания поместите в 1x DMEM (достаточно, чтобы погрузить ткань) в чашку Петри, чтобы держать на льду. Немедленно разрезайте одну мякоть с помощью вибратомной машины(рисунок 1B).
3. Прецизионная резка легких ломтиков
- Прикрепите образец к платформе с помощью суперклея, удерживая медиальную сторону образца лицом вверх.
- Заполните контейнер для образцов 1x PBS, убедив, что образец полностью погружен.
- Заполните контейнер, окружающий контейнер с образцами, льдом, чтобы сохранить окружающий PBS и образец холодными.
- Включите вибратом и отрегулируйте нужные настройки ниже.
- Установите толщину 300м.
- Установите частоту 100 Гц.
- Установите амплитуду 0,6 мм.
- Установите скорость 5 мкм/с.
- Используя гаечный ключ Allen, поверните держатель лезвия в безопасное положение и откройте челюсти, чтобы вставить лезвие.
- Затяните челюсти гаечным ключом Аллена и поверните держатель лезвия в соответствующее положение для нарезки.
- Поместите образец и платформу на коробку и скользите перед лезвием.
- Заполните поле вокруг платформы образца 1x PBS, пока образец не будет погружен.
- Поднесите лезвие вибратома к краю блока и вручную опустите лезвие до тех пор, пока оно не сравняется с верхней частью образца.
- Подтвердите соответствующие настройки и запустите вибратом(рисунок 2).
- Когда свежие ломтики будут нарезаны, извлеките образцы из PBS и поместите их в стерильную чашку Петри с 10 мл 1x DMEM, содержащей 1x антибиотик-антимикотик.
- Когда закончите, полностью втяните лезвие, а затем используйте гаечный ключ Allen, чтобы поднять лезвие в безопасное положение.
- Храните образцы в 1x DMEM в инкубаторе при 37 °C с сохранением жизнеспособности до 10 дней (см. эксперимент по жизнеспособности ниже).
4. Пример сосудосуживляющее эксперимента
- Поместите срез вибратома на слайд микроскопа.
- Прежде чем поместить его на слайд, используйте чистящую салфетку, чтобы избавиться от лишней среды (PBS).
- Поместите образец под фазоконтрастную микроскопию и используйте 10-20-кратное увеличение для идентификации сосуда.
- Поместите 500 мкл сосудосуживающих средств, таких как 60 мМ KCl или 1 мкМ эндотелина-1, чтобы полностью погрузить затвор.
- Наблюдайте и захватывайте видео, записывая в течение 30 с-60 с(Видео 1).
5. Подготовка ткани к РНК или белковой лизисе на PCLS
- Перед началом эксперимента заполните небольшую пенополистирольный коробочка 1 л жидкого азота.
- Перед запуском поместите две небольшие микроцентрифужные трубки (1,5 мл) в емкость с жидким азотом.
ПРИМЕЧАНИЕ: Жидкий азот должен охлаждаться снаружи трубок, однако не должен быть внутри. Обязательно бережно обращаетесь с жидким азотом и не подвергайте кожу воздействию жидкого азота. Используйте щипцы и перчатки, чтобы поместить и извлечь трубки из коробки. - Поместите 4-5 свежих ломтиков вибратома в ступку.
- Вылейте 5-10 мл жидкости N2 поверх ломтиков в ступке.
- Быстро используйте пестик для измельчения ломтиков замораживания в порошок до того, как жидкий азот испарится.
ПРИМЕЧАНИЕ: Ткань должна конденсироваться в мелкий порошок. Если нет, добавьте дополнительный жидкий азот до тех пор, пока это не будет достигнуто. - Используя стальной лабораторный совок (предварительно охлажденный жидким азотом), зачерпните порошок в две охлажденные микроцентрифужные трубки.
- Лизируйте порошок путем добавления 500 мкл реагента экстракции РНК для продолжения выделения РНК или 500 мкл буфера RIPA (содержит 1x ингибиторов протеазы), чтобы продолжить лизис белка.
- Храните образцы при -80 °C до дополнительной изоляции РНК, измерения BCA и вестерн-блотт.
6. Определение жизнеспособности
- После приготовления вибратома поместите два среза легких в 24-луночную культурную пластину с 450 мкл среды DMEM и 50 мкл реагента жизнеспособности клеток (убедитесь, что ткань полностью погружена).
- Поместите образцы обратно в 5% CO2 при 37 °C инкубаторе на ночь с минимальным воздействием света.
- Утром наблюдают раствор для изменения цвета. Синий раствор становится розовым, когда ткань жизнеспособна.
7. Сохранение маркировки клеток
- Лечить трансгенный Cdh5-CreERT2, скрещенный с мышью Ai14 tdTomato, с помощью IP-инъекции Тамоксифена (2 мг / сут) в течение в общей сложности 5 дней (общая доза 10 мг Тамоксифена), чтобы индуцировать метки tdTomato Cre положительные клетки.
- Через неделю после инъекции подготовьте легкие, используя вышеуказанные шаги 1-3.
- После приготовления прецизионного разрезанного среза легкого поместите ткань на слайд микроскопа и поместите крышку поверх ткани.
- Используйте конфокальный микроскоп для обнаружения окрашивания tdTomato (с использованием длины волны возбуждения 555 нм).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
При добавлении к клеткам или тканям реагент жизнеспособности модифицируется восстанавливающей средой жизнеспособной ткани и становится розовым / красным, становясь высокофлуоресцентным. Репрезентативные изменения цвета, обнаруженные с 0-1 и 9-10 дня, демонстрируются на рисунке 3. Как уже отмечалось, раствор начинался синим и стал розовым в одночасье, демонстрируя жизнеспособность. Изменение цвета обычно происходит в течение 1-4 ч; однако может потребоваться более длительное время. Для анализа жизнеспособности использовался считыватель пластин для определения абсорбсии образца, подготовленного вибратомом, и 4% фиксированного среза легкого PFA, служащего в качестве контроля. Растворы, в которых инкубировали образцы, считывали при поглощении 562 нм и 630 нм по рекомендации производителя. Суточная разница между поглощением при длине волны 562 нм и 630 нм для ткани, подготовленной вибратомом, и сравнение с контрольной тканью показаны на рисунке 3.
Чтобы продемонстрировать сократимость легочной ткани, подготовленной вибратомом, свежий кусок ткани помещали под яркий полевой микроскоп в 400x и обрабатывали с использованием KCL или Endothelian-1 до тех пор, пока ткань не была погружена. Видео, снятое за 30-60 с ткани, показывает сужение сосудистой ткани(Видео 1).
Чтобы продемонстрировать сохранение клеточной маркировки через 1 неделю после инъекции тамоксифена, срезы легких, полученные после разрезания вибратома с использованием вышеуказанного протокола, наблюдали под конфокальным микроскопом. Маркировка tdTomato в срезах легких показано на рисунке 4.
Рисунок 1:Подготовка мышиной легочной ткани к вибратомовой сечению. (A) RV канюлируется с помощью иглы бабочки 30G для облегчения переключения решений с гепарина на PBS. (B) Все доли легких после инфляции агарозы Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2:Срезы легких с использованием вибратомного сечения. Толщина: 300 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3:Эксперимент по жизнеспособности для срезов PCLS с 1-го по 10-й день. (A)Репрезентативные изображения изменения цвета реагентов ткани, подготовленной PCLS, по сравнению с 4% PFA-фиксированной тканью. Свежую ткань PCLS и 4% фиксированную ткань PFA помещали в 450 мкл тканевых сред и 50 мкл реагента жизнеспособности. Цвет раствора изначально фиолетовый, как видно на 0 день и день 9. После инкубации на ночь раствор, содержащий свежеприготовленные ткани PCLS, изменился на фиолетовый/розовый цвет (день 1 и день 10) из-за уменьшения среды живых тканей. (B)Количественная оценка жизнеспособности PCLS с 1-го по 10-й день по соотношению поглощения при 562 нм и 630 нм с пластинчатым считывателем. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4:Демонстрация маркировки сохраненных tdTomato положительных клеток после сбора урожая. Препарат PCLS получен от трансгенной мыши Cdh5-tdT. Шкала = 20 мкм Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Видео 1: Сужение сосудов с помощью эндотелина-1 на PCLS. Мышей дикого типа C57/B6 раздувают 1,5 мл 1,5% агарозы и секционируют на 130 мкм с помощью вибратома. Свежий кусок ткани помещали под яркий полевой микроскоп в 400x и обрабатывали с использованием KCL или Endothelian-1. Увеличение: 400x. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить это видео.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этой рукописи описан усовершенствованный метод получения изображений легочной ткани мыса с высоким разрешением, который сохраняет сосудистую структуру и оптимизирует экспериментальную гибкость, в частности с использованием применения PCLS для получения микросрезов легочной ткани, которые можно рассматривать в трех измерениях с сохраненной сократимостью сосудистой системы. Используя реагент жизнеспособности, протокол демонстрирует, что тщательно подготовленные и сохраненные ломтики могут сохранять жизнеспособность более недели. Сохраненная жизнеспособность микросрезов позволяет проводить многочисленные и длительные эксперименты на сосудистой основе и структурах дыхательных путей, что делает его идеальным образцом для проверки ответа ex vivo нескольких лекарств, оценки основных молекулярных механизмов и тестирования реагентов. Это делает подготовленные образцы идеальной платформой для изучения потенциального терапевтического воздействия на тонус сосудов до испытаний in vivo 4. Сохранение легочных дыхательных путей и сосудистой области позволяет обрабатывать подготовленные образцы дополнительными методами, такими как тестирование на сократимость, описанное в этой статье и обобщенное в таблице 1. Это позволяет предоставлять изображения высокого разрешения, детализируя пространственное расположение легочной сосудистой системы и сигнальные каскады, способствующие патогенезу заболеваний легочных сосудов.
Подготовка тканевых микросрезов для экспериментов — это метод, который использует вибратом или вибрационное лезвие для получения прецизионных оловоорганических срезов. Это позволяет повысить точность и воспроизводимость по сравнению с традиционными методами5. Микросрезы легких, полученные с помощью ПКЛС, поддерживают физиологическую структуру легочной ткани на клеточном уровне, что делает ее полезным инструментом для изучения различных заболеваний легочных сосудов. Технология была использована как на животных, так и на человеческих моделях для изучения сложной анатомии легких и легочной патологии, с особым акцентом на токсическое воздействие, инфекционные заболевания и иммунологические исследования6,7,8. В зависимости от лежащей в основе патофизиологии могут быть получены микросрезы конкретных интересующих долей или одной/всех долей для сравнения неоднородности заболевания. Слишком тонкие срезы приводят к трудностям с сохранением структурной целостности, в то время как более толстые срезы могут быть более трудными для выполнения дополнительного окрашивания или глубокой визуализации тканей.
Специфичный для сосудистых заболеваний, PCLS был использован для изучения гипертонии легочной артерии (ЛАГ), что позволило сложной модели проанализировать эффекты потенциальных методовлечения 9,10,11. Сохранение сократимости сосудов в образцах легких мычай имеет многочисленные терапевтические и исследовательские преимущества. Используя технику, сохраняющую как структуру, так и сократимость легочной сосудистой системы, подготовленные образцы могут моделировать заболевание легочных сосудов ex vivo. Это было продемонстрировано в прошлом Rieg et al., которые с образцами PCLS смогли продемонстрировать, что легочные вены были более чувствительны к a1-агонистам и b2-агонистам, предполагая, что использование этих препаратов при левой сердечной недостаточности может вызвать увеличение отека легких12. Используя эту модель для изучения эффектов лекарств, ex vivo помогает идентифицировать потенциальные терапевтические агенты для возможных клинических испытаний. В этой рукописи протокол описывает методы обработки и хранения ткани с сохранением жизнеспособности в течение 10 дней, что позволяет контролировать ткани после потенциальных вмешательств и предлагает большую экспериментальную гибкость. Предыдущие исследования применяли аналогичные методы для сохранения сократимости дыхательных путей в моделях астмы, при этом эффект IL-13 сохранялся до 15дней 3. Иммуноокрашивание РНК и цитокинов может привести к лучшему пониманию основного патогенеза, ответственного за прогрессирование и развитие заболевания при различных сосудистых заболеваниях. Подготовленные образцы могут сохранять клеточную маркировку после приготовления, продемонстрированную в этой рукописи с сохранением меченых tdTomato эндотелиальных клеток Cdh5+. Сохранение такой маркировки в образцах, подготовленных вибратомом, позволяет сохранить структуру вместе с маркировкой клеток, что делает ее идеальным инструментом для проведения экспериментов по отслеживанию клеток. Наконец, подготовленные образцы восприимчивы к дальнейшим исследованиям, таким как лизис РНК или вестерн-блот, описанный в этом протоколе, для дальнейшего изучения основной патофизиологии и механизмов, вызывающих прогрессирование заболевания.
Несмотря на его преимущества по сравнению с другими методами, существуют ограничения для тканей, подготовленных PCLS. Выполнение PCLS превращает динамическое легкое в статическую арматуру, обеспечивая моментальный снимок во времени клеток и молекул, присутствующих в легочной ткани во время биопсии. Если не получены многочисленные образцы, это не учитывает огромную гетерогенность, обычно наблюдаемую при многих легочных заболеваниях, таких как хроническая обструктивная болезнь легких (ХОБЛ). Ткани, приготовленные с помощью PCLS, в основном ограничены мелкими заболеваниями дыхательных путей и сосудов. Это связано с техническими проблемами при сборе тканей, так как трахея обычно разрезается для инфляции легких, а идентификация и изоляция больших бронхов является сложной задачей. Эти технические ограничения делают использование ткани PCLS неоптимальным для изучения более крупных бронхов и проводящих дыхательных путей. Динамическое тестирование также ограничено, что делает его менее чем идеальной платформой для изучения заболеваний легких, связанных с вентилятором, и баротравм. Наконец, применение PCLS в области пульмонологии было сосредоточено в первую очередь на мышиной легочной ткани, и необходимы дальнейшие испытания и протоколы, прежде чем применяться к тканям человека в клинически значимом сценарии.
Таким образом, рукопись представляет собой дополнительный метод сохранения сосудистой сократимости мышиной легочной ткани PCLS, что приводит к изображениям легочной сосудистой системы с высоким разрешением в течение 10 дней, которая содержит эндогенные флуоресцентные клетки и многочисленные другие процедуры.
Таблица 1: Характеристика и применение различных сосудосуживающих средств. (*используется в данном исследовании) Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить докторов Юань Хао и Кайфэн Лю за их техническую поддержку. Эта работа была поддержана NIH 1R01 HL150106-01A1, стипендией Паркера Б. Фрэнсиса и премией Ассоциации исследований легочной гипертензии Aldrighetti для доктора Ке Юаня.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5cc of fractionated heparin in syringe | BD | 100 USP units per mL | |
| 1X PBS | Corning | 21-040-CM | |
| 20 1/2 inch gauge blunt end needle for trachea cannulation | Cml Supply | 90120050D | |
| 30cc syringe | BD | 309650 | |
| Anti Anti solution | Gibco | 15240096 | |
| Automated vibrating blade microtome | Leica | VT1200S | |
| Cell Viability Reagent (alamarBlue) | Thermofisher | DAL1025 | |
| Confocal | Zeiss | 880 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle Medium and GLutaMAX, supplemented with 10% FBS, 1% Pen/Strep | Gibco | 10569-010 | |
| Endothelin-1 | Sigma | E7764 | |
| KCl | Sigma | 7447-40-7 | |
| Mortar and Pestle | Amazon | ||
| RIPA lysis and extraction buffer | Thermoscientific | 89900 | |
| Surgical suture 6/0 | FST | 18020-60 | |
| TRIzol Reagent | Invitrogen, Thermofisher | 15596026 | |
| UltraPure Low Melting Point Agarose | Invitrogen | 16520050 | |
| Vibratome | Leica Biosystems | VT1200 S | |
| Winged blood collection set (Butterfly needle) 25-30G | BD | 25-30G |
References
- Sparrow, D., Weiss, S. T.
- Gerckens, M., et al. Generation of human 3D lung tissue cultures (3D-LTCs) for disease modeling. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (144), e58437 (2019).
- Li, G., et al. Preserving airway smooth muscle contraction in precision-cut lung slices. Scientific Reports. 10 (1), 6480 (2020).
- Rosales Gerpe, M. C., et al. Use of precision-cut lung slices as an ex vivo tool for evaluating viruses and viral vectors for gene and oncolytic therapy. Molecular Therapy: Methods & Clinical Development. 10, 245-256 (2018).
- Sanderson, M. J. Exploring lung physiology in health and disease with lung slices. Pulmonary Pharmacology & Therapeutics. 24 (5), 452-465 (2011).
- Liu, R., et al. Mouse lung slices: An ex vivo model for the evaluation of antiviral and anti-inflammatory agents against influenza viruses. Antiviral Research. 120, 101-111 (2015).
- de Graaf, I. A., et al. Preparation and incubation of precision-cut liver and intestinal slices for application in drug metabolism and toxicity studies. Nature Protocols. 5 (9), 1540-1551 (2010).
- Alsafadi, H. N., et al. Applications and approaches for three-dimensional precision-cut lung slices. Disease modeling and drug discovery. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 62 (6), 681-691 (2020).
- Morin, J. P., et al. Precision cut lung slices as an efficient tool for in vitro lung physio-pharmacotoxicology studies. Xenobiotica. 43 (1), 63-72 (2013).
- Springer, J., Fischer, A. Substance P-induced pulmonary vascular remodelling in precision cut lung slices. The European Respiratory Journal. 22 (4), 596-601 (2003).
- Suleiman, S., et al. Argon reduces the pulmonary vascular tone in rats and humans by GABA-receptor activation. Scientific Reports. 9 (1), 1902 (2019).
- Rieg, A. D., et al. Cardiovascular agents affect the tone of pulmonary arteries and veins in precision-cut lung slices. PLoS One. 6 (12), 29698 (2011).
- Perez, J. F., Sanderson, M. J. The frequency of calcium oscillations induced by 5-HT, ACH, and KCl determine the contraction of smooth muscle cells of intrapulmonary bronchioles. The Journal of General Physiology. 125 (6), 535-553 (2005).
- Deng, C. Y., et al. Upregulation of 5-hydroxytryptamine receptor signaling in coronary arteries after organ culture. PLoS One. 9 (9), 107128 (2014).
- Sandker, S. C., et al. Adventitial dissection: A simple and effective way to reduce radial artery spasm in coronary bypass surgery. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 17 (5), 784-789 (2013).
- Naik, J. S., et al. Pressure-induced smooth muscle cell depolarization in pulmonary arteries from control and chronically hypoxic rats does not cause myogenic vasoconstriction. Journal of Applied Physiology. 98 (3), Bethesda, Md. 1119-1124 (2005).
- Lopez-Lopez, J. G., et al. Diabetes induces pulmonary artery endothelial dysfunction by NADPH oxidase induction. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (5), 727-732 (2008).
- Gonzalez-Tajuelo, R., et al. Spontaneous pulmonary hypertension associated with systemic sclerosis in P-selectin glycoprotein Ligand 1-deficient mice. Arthritis & Rheumatology. 72 (3), Hoboken, N.J. 477-487 (2020).
- Bai, Y., Sanderson, M. J. Modulation of the Ca2+ sensitivity of airway smooth muscle cells in murine lung slices. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 291 (2), 208-221 (2006).
- Nishiyama, S. K., et al. Vascular function and endothelin-1: tipping the balance between vasodilation and vasoconstriction. Journal of Applied Physiology. 122 (2), Bethesda, Md. 354-360 (2017).
- Schneider, M. P., Inscho, E. W., Pollock, D. M. Attenuated vasoconstrictor responses to endothelin in afferent arterioles during a high-salt diet. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 292 (4), 1208-1214 (2007).
- Inscho, E. W., Imig, J. D., Cook, A. K. Afferent and efferent arteriolar vasoconstriction to angiotensin II and norepinephrine involves release of Ca2+ from intracellular stores. Hypertension. 29, Dallas, Tex. 222-227 (1997).
- Vecchione, C., et al. Protection from angiotensin II-mediated vasculotoxic and hypertensive response in mice lacking PI3Kgamma. The Journal of Experimental Medicine. 201 (8), 1217-1228 (2005).
