Summary

유전자 인코딩 된 Ca2 + 지표 (GECIs)를 사용하여 성상 세포와 뉴런에서 이미징 미토콘드리아 Ca2 + 섭취

Published: January 22, 2022
doi:

Summary

이 프락토콜은 성상세포와 뉴런에서 생체 외생체 내 미토콘드리아 Ca2+ 이미징을 위한 방법을 제공하는 것을 목표로 합니다.

Abstract

미토콘드리아 Ca2+는 세포경색 Ca2+ 버퍼링, 에너지 대사 및 세포 신호 변환을 제어하는 데 중요한 역할을 합니다. 미토콘드리아 Ca2+의 과부하는 신경 질환의 신경 변성 및 세포 사멸을 포함한 다양한 병리학 적 조건에 기여합니다. 여기서 우리는 시험관 내 및 생체 내 성상세포 및 뉴런에서 미토콘드리아 Ca2+ 이미징을 위한 분자 접근법을 표적으로 하는 세포 형 특이성 및 미토콘드리아를 제시한다. 미토콘드리아 표적을 유전적으로 인코딩한 DNA 플라스미드(GECIs) GCaMP5G 또는 GCaMP6s(GCaMP5G/6s)와 성상세포 및 뉴런 특이적 프로모터 gfaABC1D 및 CaMKII 및 미토콘드리아 표적 시퀀스(미토콘드리아 표적 시퀀스)를 생성했습니다. 시험관 내 미토콘드리아 Ca2+ 이미징의 경우, 플라스미드는 GCaMP5G/6s를 발현하기 위해 배양된 성상세포 및 뉴런에서 전형되었다. 생체 내 미토콘드리아 Ca2+ 이미징의 경우, 아데노 관련 바이러스 벡터(AAV)를 마우스 뇌에 주입하여 성상세포및 뉴런의 미토콘드리아에서 GCaMP5G/6s를 발현하였다. 우리의 접근 은 성상 세포와 뉴런의 미토콘드리아 Ca2+ 역학을 이미지화하여 세포와 미토콘드리아 Ca2 + 신호 사이의 관계뿐만 아니라 성상 세포 뉴런 상호 작용 사이의 관계를 연구하는 유용한 방법을 제공합니다.

Introduction

미토콘드리아는 동적 세포 세포 세포 기관이며 에너지 생산을위한 세포 강국으로 간주됩니다. 한편, 미토콘드리아는 국소 또는 세포색 Ca2+ 상승에 대응하여 매트릭스에 Ca2+를 차지할 수 있다. 미토콘드리아 Ca2+ 섭취량은 삼환산(TCA) 주기 및 산화 인산화의 반응과 같은 대사 과정을 포함한 미토콘드리아 기능에 영향을 미치며, 생리조건 하에서 Ca2+민감한 단백질을 조절한다1,2,3,4. 미토콘드리아 Ca2+ 과부하는 또한 다양한 뇌질환5,6,7에서괴사 및 세포멸을 포함하는 세포 사멸을 위한 결정요인이다. 그것은 미토콘드리아 투과성 전이 모공 (mPTPs)의 개방과 세포 사멸 세포 죽음을 시작하는 caspase 공동 인자의 방출을 일으킵니다. 따라서, 세포 생리학 및 병리학을 더 잘 이해하기 위하여 살아있는 세포에 있는 미토콘드리아 Ca2+ 역학 및 취급을 공부하는 것이 중요합니다.

미토콘드리아는 Ca2+ 섭취량과 효능 사이의 균형을 통해 매트릭스 Ca2+ 항상성을 유지합니다. 미토콘드리아 Ca2+ 섭취량은 주로 미토콘드리아 Ca2+ 유니포터(MCUs)에 의해 매개되며, 미토콘드리아 Ca2+ efflux는 Na+-Ca2+-Li+ 교환기(NCLXs) 및 H+/Ca2+ 교환기(mHCX)8에의해 중재된다. 균형은 G 단백질 결합 수용체 (GPCRs)9의자극을 통해 교란 될 수있다. 미토콘드리아 Ca2+ 항상성 또한 용해성 xCa2+-xPO4x-xOH 복합체8의형성에 의해 미토콘드리아 버퍼링에 의해 영향을 받습니다.

Ca2+ 농도([Ca2+])의세포내 및 미토콘드리아 변화는 형광 또는 발광 Ca2+ 지표에 의해 평가될 수 있다. 지표에 결합Ca2+ 라이브 셀에서 실시간으로 무료 셀룰러 [Ca2+]를기록 할 수 있도록 스펙트럼 수정을 야기한다. 두 가지 유형의 프로브는 현재 세포의 Ca2+ 변화를 모니터링할 수 있습니다: 유기 화학 지표 및 유전자 인코딩된 Ca2+ 지표(GECIs). 일반적으로, 다른 Ca2+ 친화성(Kd 기준), 스펙트럼 특성(흥분 및 방출 파장), 동적 범위 및 민감성을 가진 다른 변이체는 조사 중인 생물학적 질문에 사용할 수 있습니다. 많은 합성 유기 Ca2+ 지표는 세포성 Ca2+ 이미징에 사용되었지만, 미토콘드리아 Ca2+ 이미징을 위한 미토콘드리아 매트릭스에 선택적으로 적재될 수 있으며, 로드-2가 가장 널리 사용되고 있습니다(리뷰는10,11참조). 그러나, Rhod-2는 긴 시간 과정 실험 도중 누설의 중요한 단점이 있습니다; 또한 미토콘드리아, 다른 소기관 및 사이토솔 사이에 분할되어 다른 서브컴터에서 절대 측정이 어려워집니다. 대조적으로, 세포형 특이적 프로모터 및 세포전 구획 표적화 서열을 이용하여, GECI는 체외 또는 생체 내에서 세포 및 구획 별 Ca2+ 이미징을 위한 상이한 세포 유형 및 세포전 구획으로 발현될 수 있다. 단일 파장 형광 강도 계 GCaMP Ca2+ 지표는 최근 주요 GECIs12,13,14,15,16으로부상했다. 이 문서에서는, 우리는 성상세포 및 뉴런에서 GCaMP5G 및 GCaMP6s (GCaMP5G/6s)의 미토콘드리아 표적화 및 세포 형 특이적 발현을 위한 프로토콜을 제공하고, 이러한 세포 모형에 있는 미토콘드리아 Ca2+ 섭취를 화상 진찰합니다. 이 프로토콜을 이용하여, 개별 미토콘드리아에서 GCaMP6G/6s의 발현이 드러나고, 단일 미토콘드리아 분해능에서 Ca2+ 섭취는 시험관내 및 생체내성상세포에서 달성될 수 있다.

Protocol

동물과 관련된 절차는 미주리 컬럼비아 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)에 의해 승인되었습니다. 1. DNA 플라스미드 건설 참고: 시험관 내 및 생체 내 이미징의 경우, 성상세포 및 뉴런 특이적 프로모터 및 미토콘드리아 표적 시퀀스를 사용하여 GCaMP5G/6s를 인코딩하는 DNA 플라스미드가 생성됩니다. 미토콘드리아…

Representative Results

이 연구의 목적은 시험관 내 및 생체내 성상세포 및 뉴런에서 GECIs를 사용하여 미토콘드리아 Ca2+ 신호를 이미지하는 방법론을 제공하는 것이었습니다. 시험관 내 및 생체 내 미토콘드리아 Ca2+ 이미징의 결과는 여기에서 제시됩니다. 시험관 내 미토콘드리아 Ca2+ 배양 된 성?…

Discussion

이 문서에서는 성상 세포와 뉴런에서 미토콘드리아 Ca2+ 신호를 이미징하는 방법과 프로토콜을 제공합니다. 우리는 GECI GCaMP5G/6s를 표현하기 위하여 미토콘드리아 표적화 및 세포 모형 특정 전략을 구현했습니다. 미토콘드리아에서 GCaMP5G/6s를 대상으로 하기 위해 플라스미드에 미토콘드리아 표적 시퀀스를 포함시켰습니다. 생체 내 성상 세포및 뉴런에서GCaMP5G/6s를 표현하기 위해, 우?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은 국립 국립 신경 장애 및 뇌졸중 연구소 (NINDS)가 R01NS069726 및 R01NS094539를 SD에 보조금으로 지원했습니다. 우리는 오디오 녹음에 대한 에리카 DeMers 감사합니다.

Materials

Artificial tears ointment Rugby NDC-0536-6550-91 83% white petrolatum
Cyanoacrylate glue World Precision Instruments 3M Vetbond Adhesive
Dissecting stereomicroscope Nikon SMZ 2B Surgery
Dumont forceps with fine tip Fine Science Tools 11255-20 for removal of dura
Glass cover slips, 0.13-0.17 mm thick Fisher Scientific 12-542A for cranial window cover
High speed micro drill Fine Science Tools 18000-17 with bone polishing drill bit
Injection syringe Hamilton 2.5 ml for viral injection
Ketamine VEDCO NDC-50989-996-06 100 mg/kg body weight
Low melting point agarose Sigma-Aldrich A9793 reducing movement artifacts
Metal frame Custom-made see Fig 1 for brain attachment to microscope stage
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments UMP3 Injection speed controller
Mouse stereotaxic device Stoelting 51725 for holding mice
Perfusion chamber Warner Instruments 64-0284
Persfusion system ALA Scientific Instruments ALA-VM8
Self-regulating heating pad Fine Science Tools 21061 to prevent hypothermia of mice
Sulforhodamine 101 Invitrogen S-359 red fluorescent dye to label astrocytes
Surgical scissors, 12 cm Fine Science Tools 14002-12 for dissection
Trephine Fine Science Tools 18004-23 for clearing of material
Xylazine VEDCO NDC-50989-234-11 10 mg/kg body weight

Referências

  1. Griffiths, E. J., Rutter, G. A. Mitochondrial calcium as a key regulator of mitochondrial ATP production in mammalian cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1787 (11), 1324-1333 (2009).
  2. Pizzo, P., Drago, I., Filadi, R., Pozzan, T. Mitochondrial Ca2+ homeostasis: mechanism, role, and tissue specificities. Pflugers Archiv – European Journal of Physiology. 464 (1), 3-17 (2012).
  3. Llorente-Folch, I., et al. Calcium-regulation of mitochondrial respiration maintains ATP homeostasis and requires ARALAR/AGC1-malate aspartate shuttle in intact cortical neurons. The Journal of Neuroscience. 33 (35), 13957-13971 (2013).
  4. Burkeen, J. F., Womac, A. D., Earnest, D. J., Zoran, M. J. Mitochondrial calcium signaling mediates rhythmic extracellular ATP accumulation in suprachiasmatic nucleus astrocytes. The Journal of Neuroscience. 31 (23), 8432-8440 (2011).
  5. Duchen, M. Mitochondria, calcium-dependent neuronal death and neurodegenerative disease. Pflugers Archiv – European Journal of Physiology. 464 (1), 111-121 (2012).
  6. Gouriou, Y., Demaurex, N., Bijlenga, P., De Marchi, U. Mitochondrial calcium handling during ischemia-induced cell death in neurons. Biochimie. 93 (12), 2060-2067 (2011).
  7. Qiu, J., et al. Mitochondrial calcium uniporter Mcu controls excitotoxicity and is transcriptionally repressed by neuroprotective nuclear calcium signals. Nature Communications. 4, 2034 (2013).
  8. Filadi, R., Greotti, E. The yin and yang of mitochondrial Ca2+ signaling in cell physiology and pathology. Cell Calcium. 93, 102321 (2021).
  9. Finkel, T., et al. The ins and outs of mitochondrial calcium. Circulation Research. 116 (11), 1810-1819 (2015).
  10. Paredes, R. M., Etzler, J. C., Watts, L. T., Zheng, W., Lechleiter, J. D. Chemical calcium indicators. Methods. 46 (3), 143-151 (2008).
  11. Contreras, L., Drago, I., Zampese, E., Pozzan, T. Mitochondria: The calcium connection. Biochimica et Biophysica Acta (BBA. 1797 (6-7), 607-618 (2010).
  12. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nature Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  13. Yamada, Y., et al. Quantitative comparison of genetically encoded Ca2+ indicators in cortical pyramidal cells and cerebellar Purkinje cells. Frontiers in Cellular Neuroscience. 5, 18 (2011).
  14. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. The Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  15. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  16. Dana, H., et al. High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments. Nature Methods. 16 (7), 649-657 (2019).
  17. Rizzuto, R., Brini, M., Pizzo, P., Murgia, M., Pozzan, T. Chimeric green fluorescent protein as a tool for visualizing subcellular organelles in living cells. Current Biology: CB. 5 (6), 635-642 (1995).
  18. Xie, Y., Wang, T., Sun, G. Y., Ding, S. Specific disruption of astrocytic Ca2+ signaling pathway in vivo by adeno-associated viral transduction. Neurociência. 170 (4), 992-1003 (2010).
  19. Lee, Y., et al. GFAP promoter elements required for region-specific and astrocyte-specific expression. Glia. 56 (5), 481-493 (2008).
  20. Li, H., et al. Imaging of mitochondrial Ca2+ dynamics in astrocytes using cell-specific mitochondria-targeted GCaMP5G/6s: Mitochondrial Ca2+ uptake and cytosolic Ca2+ availability via the endoplasmic reticulum store. Cell Calcium. 56 (6), 457-466 (2014).
  21. Zhang, N., Ding, S. Imaging of mitochondrial and cytosolic Ca2+ signals in cultured astrocytes. Current Protocols in Neuroscience. 82, 1-11 (2018).
  22. Bi, J., Li, H., Ye, S. Q., Ding, S. Pre-B-cell colony-enhancing factor exerts a neuronal protection through its enzymatic activity and the reduction of mitochondrial dysfunction in in vitro ischemic models. Journal of Neurochemistry. 120 (2), 334-346 (2012).
  23. Wang, X., Li, H., Ding, S. Pre-B-cell colony-enhancing factor protects against apoptotic neuronal death and mitochondrial damage in ischemia. Scientific Reports. 6, 32416 (2016).
  24. Wang, X., et al. Subcellular NAMPT-mediated NAD+ salvage pathways and their roles in bioenergetics and neuronal protection after ischemic injury. Journal of Neurochemistry. 151 (6), 732-748 (2019).
  25. Xie, Y., Chen, S., Wu, Y., Murphy, T. H. Prolonged deficits in parvalbumin neuron stimulation-evoked network activity despite recovery of dendritic structure and excitability in the somatosensory cortex following global ischemia in mice. The Journal of Neuroscience. 34 (45), 14890-14900 (2014).
  26. Ding, S., Milner, R. . In vivo imaging of Ca2+ signaling in astrocytes using two-photon laser scanning fluorescent microscopy in Astrocytes. , 545-554 (2012).
  27. Li, H., et al. Disruption of IP3R2-mediated Ca2+ signaling pathway in astrocytes ameliorates neuronal death and brain damage while reducing behavioral deficits after focal ischemic stroke. Cell Calcium. 58 (6), 565-576 (2015).
  28. Ding, S., et al. Photothrombosis ischemia stimulates a sustained astrocytic Ca2+ signaling in vivo. Glia. 57 (7), 767-776 (2009).
  29. Ding, S., et al. Enhanced astrocytic Ca2+ signals contribute to neuronal excitotoxicity after status epilepticus. The Journal of Neuroscience. 27 (40), 10674-10684 (2007).
  30. Gobel, J., et al. Mitochondria-endoplasmic reticulum contacts in reactive astrocytes promote vascular remodeling. Cell Metabolism. 31 (4), 791-808 (2020).
  31. Diaz-Garcia, C. M., et al. The distinct roles of calcium in rapid control of neuronal glycolysis and the tricarboxylic acid cycle. eLife. 10, 64821 (2021).
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Zhang, N., Zhang, Z., Ozden, I., Ding, S. Imaging Mitochondrial Ca2+ Uptake in Astrocytes and Neurons using Genetically Encoded Ca2+ Indicators (GECIs). J. Vis. Exp. (179), e62917, doi:10.3791/62917 (2022).

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